Methodenartikel

Rattendiermodellen voor evaluatie van de effecten van sacrale en perifere zenuwstimulatie op blaasfunctie

DOI:

10.3791/70300

⸱

9 juni 2026

 ,  , 
1Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 2Department of Urology, Ostrava University Hospital, 3Department of Surgical Studies, Ostrava University, 4Department of Urology, Odense University Hospital

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol beschrijft gedetailleerde chirurgische technieken voor het stimuleren van de sacrale, tibia- en peroneuszenuwen bij verdoofde ratten. Deze modellen maken het mogelijk om neuromodulatie-effecten op blaasfunctie te onderzoeken, helpen bij het bepalen van optimale stimulatieparameters en maken het mogelijk de werkingsmechanismen van sacrale en perifere zenuwstimulatietherapieën te bestuderen.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neuromodulatie, een therapeutische benadering voor de disfunctie van verschillende organen, is effectief gebleken bij de behandeling van onderhuidse urinewegfuncties. Ondanks het klinische succes blijven de mechanismen achter neuromodulatie onvolledig begrepen, wat de noodzaak van gestandaardiseerde en reproduceerbare diermodellen benadrukt. Preklinische modellen van neuromodulatie van de urineblaas met behulp van sacrale en perifere zenuwstimulatie zijn al meer dan twintig jaar gevestigd; de bestaande literatuur bevat echter beperkte methodologische details over de chirurgische procedures. Dit artikel biedt een gedetailleerde beschrijving en visuele weergave van goed gevestigde technieken voor stimulatie van de sacrale zenuw. Het beschrijft ook een aangepaste benadering van tibiale zenuwstimulatie en introduceert een nieuwe blaasneuromodulatiemethode met peroneuszenuwstimulatie in een ratmodel. De gemodificeerde stimulatie van de tibiazenuw houdt in dat de zenuw tibiaszenuw bij de oorsprong wordt blootgesteld en gestimuleerd, als een tak van de ischiaszenuw, in plaats van bij de mediale enkel, zoals beschreven in eerdere studies. Gezien de recente introductie van peroneale zenuwstimulatie voor blaasneuromodulatie in de klinische praktijk, stelt dit artikel een uniek rattenmodel voor om de mechanismen ervan te onderzoeken bij de controle van de functie van de onderste urinewegen. Stapsgewijze richtlijnen voor alle drie de neuromodulatiemethoden zijn uiteengezet voor zenuwblootstelling, elektrodeplaatsing en verificatie van succesvolle elektrodeplaatsing op basis van karakteristieke motorische reacties. Een representatief voorbeeld van het effect van peroneale zenuwstimulatie op blaasfunctie in een rattenmodel van door azijnzuur veroorzaakte blaasoveractiviteit is opgenomen om de toepasbaarheid ervan aan te tonen. Dit artikel presenteert een gestandaardiseerd, technisch toegankelijk protocol voor het bestuderen van neuromodulatiemechanismen, waaronder veranderingen in blaassensorische signalering, spinale en supraspinale regulatiepaden, optimalisatie van stimulatieparameters en vergelijking van de effectiviteit van verschillende stimulatiedoelen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neuromodulatie maakt gebruik van elektrische stimulatie met lage amplitude om de functie van het eindorgaan1 te veranderen. In de context van onderhuidse urinewegdysfunctie, zoals het overactieve blaassyndroom (OAB), niet-obstructieve urineretentie, neurogene blaas en blaaspijnsyndroom, wordt neuromodulatie toegepast als derde lijnbehandeling voor patiënten die faalden in gedragstherapie en farmacotherapie2. Voor neuromodulatie bij patiënten met OAB zijn posterieure tibiale zenuwstimulatie en sacrale zenuwstimulatie (SNS) veel gebruikt in de klinische praktijk. Experimentele neuromodulatiebenaderingen gericht op extra perifere zenuwen, waaronder de pudendus- en peroneuszenuwen, worden bestudeerd 3,4,5,6.

Hoewel neuromodulatie al tientallen jaren wordt gebruikt bij de behandeling van blaas- en darmziekten, is het werkingsmechanisme ervan nog niet volledig begrepen. Zoals vermeld in de multidisciplinaire expertgroepbeoordeling, zijn de momenteel gebruikte stimulatieparameters meestal door fabrikanten gekozen op basis van een trial-and-error benadering7. Het is daarom belangrijk om diermodellen te blijven gebruiken om onderliggende routes te verduidelijken en stimulatieparameters te optimaliseren om het therapeutisch effect te verbeteren. Er zijn verschillende preklinische experimenten uitgevoerd met wakkere en onder narcose geïnestheseerde dieren, waaronder muizen, ratten, schapen, honden en katten. Met ethische richtlijnen en onderzoeksbeleid wereldwijd die het gebruik van minder complexe, kleinere soorten stimuleren, zijn knaagdiermodellen de afgelopen jaren het vaakst toegepast.

SNS in rattenmodellen van blaasdysfunctie heeft voornamelijk twee methodologische benaderingen toegepast. De eerste, beschreven door Zvara et al., omvat het implanteren van een stimulerende elektrode in het sacrale foramen met behulp van een angiokatheter of een spinale naald8. De tweede benadering vereist het blootleggen van de L6-zenuwwortel en het plaatsen van stimulerende elektroden onder de L6-zenuwen, waarbij siliconenlijm wordt gebruikt om het contact tussen de elektrode en de zenuw9 te bevestigen. De techniek waarbij elektroden in het sacrale foramen worden geplaatst, weerspiegelt de klinische aanpak. De methode waarbij de L6-wortel wordt belicht, is technisch uitdagend, maar biedt precieze lokalisatie en een consistentere toegang tot de zenuw.

Rattendiermodellen die de stimulatie van de achterste tibiale zenuw nabootsen, zijn in de literatuur beschreven. De meest gebruikte methode omvat chirurgische blootstelling van de tibiazenuw aan de mediale zijde van het achterbeen boven de enkel 10,11,12,13,14,15,16. Een andere methode bestaat uit percutaan inbrengen van naaldelektroden nabij de tibiasnervus17. Dit artikel heeft als doel een gedetailleerde beschrijving te geven van stimulatie van de tibiazenuw bij de oorsprong, tussen de spieren gluteus maximus en biceps femoris, waar de ischiaszenuw zich splitst in drie takken: de tibias-, de nervus peroneus en de surale zenuw. Daarnaast introduceert deze studie peroneale zenuwstimulatie als een nieuw diermodel voor het onderzoeken van een nieuwe neuromodulatiemethode. De translationele relevantie van dit rattenmodel wordt ondersteund door de recente klinische introductie van peroneale zenuwstimulatie voor blaasneuromodulatie18,19.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De dieren werden gehuisvest in de University of Southern Denmark Animal Care Facility volgens de richtlijnen van de instelling. Alle dierproeven werden uitgevoerd volgens de National Institutes of Health-gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren. De Ethische Commissie van de Deense Inspectie voor Dierproeven keurde de studieprocedures goed (Protocol nr. 2022-15-0201-01158). De reagentia en de gebruikte apparatuur worden vermeld in de Materiaaltabel.

1. Voorbereiding van de elektroden

OPMERKING: Voor tibiale, peroneale en L6 zenuwstimulatie werden er20 elektroden gebruikt met bipolaire haakvormige elektroden. De volgende stappen geven een korte beschrijving van het ontwerp en de constructie van de elektroden.

  1. Knip twee gelijk lange 125 μm polytetrafluorethyleen (PTFE)-gecoate zilveren draden af en draai ze samen.
  2. Strip 4–5 mm PTFE van één uiteinde van de draden, knip de blootgestelde uiteinden gelijkmatig af en buig de punten omhoog over een 23 G naald om twee parallelle haken te vormen die 2 mm uit elkaar staan.
  3. Bevestig de elektrode aan een plaat en plaats de haken zo dat ze naar boven wijzen en over de rand van de plaat uitsteken.
  4. Meng de tweecomponentige siliciumlijm voor 5 seconden. Breng een druppel 1–2 mm aan van de haken en laat het ongeveer 5 minuten drogen.
  5. Strip een 1–2 cm lang stuk PTFE-coating van het andere uiteinde van de elektrode om verbinding met de stimulator mogelijk te maken.

2. Bereiding van dieren

OPMERKING: Onder steriele omstandigheden werden PE-50 katheters, met een uiteinde dat door hitte was uitgetrokken, geïmplanteerd in de blaaskoepel van vrouwelijke Sprague-Dawley-ratten (250–300 g) en vastgezet met een tautjesdraad. Het distale uiteinde van de buis werd aan de achterkant van het dier externaliseerd en opgerold in een subcutane buidel21. Er werden vijf dagen gereserveerd om de blaas na de operatie te laten herstellen.

  1. Verdoof het dier met urethaan (1,5 g/kg, intraperitoneaal) (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen). Dien urethaan toe in drie gescheiden doses met intervallen van 15 minuten, ongeveer 2 uur voor de start van het experiment.
  2. Leg het dier op een warmtekussen en leg het in een buikliggende positie.
  3. Voor stimulatie van de tibia- en peroneuszenuwen scheuren we het achterpoot van de rat rond het dijgebied en de onderste helft van de rug. Plaats de staart en een 5 mL spuit onder de linker achterpoot van de rat en bevestig de staart en het been zoals weergegeven in Figuur 1A.
  4. Voor SNS scheer je de rug van de rat van de staart tot aan de thoracale wervelkolom en plaats je een 50 mL centrifugebuis onder de buik om de lumbale en sacrale regio te verhogen.
    OPMERKING: Alle neurostimulatie-experimenten zijn niet-overlevingsprocedures. Gebruik schone chirurgische technieken.

3. Dissectie van de peroneus- en tibiazenuw en implantatie van de elektroden

  1. Gebruik een scalpel om een incisie van 3–3,5 cm te maken in het midden tussen het kniegewricht en de ischiale tuberositeit (Figuur 1B).
  2. Scheid de huid van de spier door de schaar onder de huid te schuiven en het bindweefsel door te snijden.
  3. Spreid de huid open met retractoren en ontbloot de fascia die de gluteus maximus verbindt met de biceps femoris-spieren (Figuur 1C).
  4. Gebruik een rechte schaar om de fascia door te knippen en de ruimte tussen de gluteus maximus en de biceps femoris te dissecteren totdat de ischiaszenuw zichtbaar is (Figuur 1D,E).
  5. Plaats de retractoren op de biceps femoris om een goede blootstelling van de ischiaszenuw en haar takken te bereiken - de tibias-, peroneus- en surale zenuwen (Figuur 2A). In deze context verwijst "peroneale zenuw" naar de nervus peroneus common vóór de splitsing in diepe en oppervlakkige peroneuszenuwen. De zenuw tibius is de grootste tak; de nervus surus is de kleinste en de nervus peroneus heeft een tussendiameter.
  6. Scheid de peroneuszenuw van het omliggende bindweefsel met een gebogen pincet en microschaar. Gebruik vervolgens micropincetten om het weefsel voorzichtig aan beide zijden en eronder te verspreiden om een 5 mm lang gedeelte van de zenuw te isoleren. Herhaal dezelfde procedure met de tibianervus voor stimulatie van de tibiazenuw (Figuur 2B).
    OPMERKING: Voorkom het verpletteren van de zenuw door hem met de tang op te tillen en verminder het trekken aan de zenuw tot een minimum.
  7. Maak een incisie van 5 mm lang in de onderste helft van de rug met een scalpel en schuif een hemostaat onder de huid door de incisie om een subcutane kanaal te creëren. Schuif de hemostaat voorzichtig naar voren totdat de punt bij de incisie in de achterste ledemaat naar buiten komt (Figuur 2C).
  8. Met de hemostaat grijp je het losgehaakte uiteinde van de elektrode en trek je het instrument langzaam terug door de incisie aan de onderkant van de rug. Buig met twee tangen het andere uiteinde van de elektrode (haakend uiteinde) in een hoek van 90° ten opzichte van het subcutane vlak en zorg ervoor dat de haken van de elektrode naast de zenuw staan en loodrecht op de zenuw (peroneaal of tibia) (Figuur 2D).
    OPMERKING: De juiste plaatsing van de elektrode is belangrijk om te voorkomen dat de zenuw wordt uitgerekt.
  9. Gebruik gebogen micropincetten om de zenuw op te tillen en schuif de haken van de elektrode onder de zenuw door. Meng de tweecomponentige siliciumlijm gedurende 5 seconden, gebruik een wattenstaafje om de zenuw te drogen en breng genoeg lijm aan om de haken en het gebied naast de zenuw te bedekken (Figuur 2E–G).
    OPMERKING: Verbind voordat je lijm aanbrengt de elektroden op de stimulator en stimuleer de zenuw op het niveau van de motorische drempel om de juiste plaatsing van de elektrode te bevestigen. De motordrempel werd bepaald als de minimale spanning die nodig was om een consistente fasische voetbeweging uit te lokken. Stimulatie van de peroneuszenuw veroorzaakt een fasische dorsale buiging van de voet, terwijl stimulatie van de tibianervus een plantaire flexie veroorzaakt. Bij afwezigheid van de motorische respons op stimulatie, controleer dan de verbinding tussen de stimulator en de elektrode.
  10. Plaats een 5-0 nylon stag in het bindweefsel bij de achterste incisie, waarbij beide hechtingen lang genoeg blijven. Deze uiteinden worden gebruikt om de elektrode op zijn plaats te zetten, zodat de positie stabiel is.
  11. Sluit de huid bij de incisie in de achterpoot met een 4-0 Vicryl hechting.

4. Blootstelling van de L6-zenuw en implantatie van de elektrode

  1. Gebruik een scalpel om een incisie in de middenlijn van 4–5 cm over het lumbale gebied en het heiligbeen te maken. Plaats retractoren om de incisie te openen, de onderliggende rugspieren bloot te leggen en de uiteinden van de wervelkolomuitsteeksels bloot te leggen (Figuur 3A).
  2. Palpeer de iliacale kam en gebruik deze als herkenningspunt om de doornuitsteeksels van L6 te lokaliseren. Het kan worden geïdentificeerd als het eerste stekeluitsteeksel net onder de iliacale kam (Figuur 3B).
  3. Gebruik een schaar om de fascia bovenop de wervels van L5 tot S2 te verwijderen. Isoleer vervolgens zorgvuldig en ontkoppel de paravertebrale spieren aan beide zijden om de wervelkoloms, laminae en articulaire uitsteeksels bloot te leggen. Verwijder het resterende bindweefsel en spier met microschaar totdat de botstructuren duidelijk zichtbaar zijn (Figuur 4A,B).
    OPMERKING: Dit creëert een anatomisch venster dat herkenningspunten blootlegt en toegang geeft tot de L6-zenuwstam. Identificeer het achterste facetgewricht van L6; de L6-zenuwstam loopt caudaal naar dit gewricht. Identificeer ook het heiligbeen en de sacroiliacale gewrichten. De L6-zenuwstam loopt caudaal en mediaal van dit gewricht (Figuur 4B).
  4. Gebruik een rongeur om voorzichtig het uitsteeksel van S1 te verwijderen en breek en verwijder geleidelijk kleine fragmenten van het sacrale bot in het gebied tussen de S1- en S2-wervels om de L6-zenuwstam bloot te leggen (Figuur 4C).
  5. Scheid de L6-zenuw van het omliggende weefsel met een gebogen pincet en microschaar. Sluit de zenuw aan op een bipolaire PTFE-gecoate zilverdraadelektrode en isoleer deze van het omliggende weefsel met biocompatibele siliconenlijm, zoals beschreven in stap 3.9 (Figuur 4D).
    OPMERKING: Stimulatie van de L6-zenuw veroorzaakt bekkenbodemspiercontractie en staarttrekkingen.
  6. Herhaal dezelfde procedure aan de andere kant voor bilaterale zenuwstimulatie.
  7. Sluit de huid met een 4-0 Vicryl hechting.

5. Inbrengen van een stimulerende elektrode in het sacrale foramen

  1. Gebruik een scalpel om een middenlijnincisie boven het heiligbeen te maken en gebruik retractors om de incisie te openen en de onderliggende rugspieren bloot te leggen.
    OPMERKING: Palpeer de iliacale kam zoals vermeld in stap 4.2 om de L6/S1-herkenningspunten te lokaliseren.
  2. Scheid de paravertebrale spieren van de wervelkolomuitsteeksels met een stomp dissectie. Plaats de retractoren op de spieren om blootstelling van de spineuze uitsteeksels te verkrijgen en de toegang tot het S1 sacrale foramen te vergemakkelijken (Figuur 5A).
  3. Identificeer de locatie van het S1-foramen, dat caudaal en lateraal ligt van het S1-uitsteeksel van de S1-stekel. Onderzoek het S1 sacrale foramen met een 18-gauge naald die vooraf is geladen met de monopolaire elektrode (Figuur 5B).
    OPMERKING: Er wordt een 180 μm PTFE-gecoate roestvrijstalen draad gebruikt, waarbij 5 mm isolatie aan beide uiteinden is verwijderd.
  4. Plaats de naaldpunt op het S1-foramen, waarbij deze parallel blijft aan de wervelkolom en ongeveer 30° ten opzichte van de rug van het dier gekanteld blijft. Beweeg de draad voorzichtig langs het zenuwtraject terwijl je de naald langzaam terugtrekt. Herhaal de procedure op het contralaterale S1-foramen voor bilaterale stimulatie.
    OPMERKING: Om de juiste positie van de elektrode te bevestigen, verbind je het distale uiteinde van de draad met de stimulator. Elektrische stimulatie veroorzaakt een staarttrekking.
  5. Bevestig de draden aan het aangrenzende stekeluitsteeksel (L6) met een 5-0 Vicryl-hechting (Figuur 5C).
  6. Maak een incisie van 1 cm aan de achterkant van de nek met een scalpel en creëer een subcutane tunnel met een hemostaat van de incisie aan de achterkant van de nek naar de incisie op sacraal niveau.
  7. Steek het distale uiteinde van de draad door de tunnel en laat het aan de achterkant van de nek aan de buitenkant (Figuur 5D).
  8. Sluit de fascia en de huid op sacraalniveau, evenals de huid aan de achterkant van de nek, met 4-0 Vicryl hechting.

6. Cystometrie-opname

  1. Na 5 dagen, vóór het uitvoeren van de stimulatie-experimenten, externaliseren de PE-50 slang en verbinden met de druktransducer en infusiepomp.
  2. Infusie de blaas continu met een snelheid van 3 mL/u gedurende 2 uur om stabilisatie van blaasparameters mogelijk te maken.
  3. Evalueer cystometrieparameters, waaronder basisdruk, drempeldruk, blaastherapie, micturitiedruk en blaascapaciteit voor, tijdens en na zenuwstimulatie met behulp van een enkele micturitiecyclus intravesicale infusie21.
  4. Aan het einde van elk experiment, in overeenstemming met ethische normen, euthanasen dieren door een anesthetische overdosis.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Om het experimentele ontwerp te demonstreren voor het beoordelen van het effect van neuromodulatie op de functie van de onderste urinewegen, wordt een studie gepresenteerd waarin peroneale zenuwstimulatie werd toegepast in een rattenmodel van blaasoveractiviteit geïnduceerd door intravesicale infusie van 0,5% azijnzuur. De blaasfunctie werd geregistreerd met een enkele micturitiecyclus cystometrie vóór, tijdens en na stimulatie (Figuur 6 A, B). De experimentele opstelling om...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit artikel geeft een gedetailleerde beschrijving van de chirurgische methoden voor het implanteren van elektroden voor stimulatie van de sacrale, tibiale en peroneale zenuwen bij een verdoofde rat.

Het implanteren van een leidende elektrode in het sacrale foramen voor continue laag-amplitude stimulatie van de S3 sacrale zenuw is een breed geaccepteerde behandeling van dysfunctie van de onderste urinewegen (LUT) en fecale incontinentie. Bij patiënten wordt de ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie werd gefinancierd door het onderzoeksfonds van het Odense University Hospital.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
18 G disposable injection needle KRUUSE121282
Dumont forceps style 5TMDUMONT1708-5TM-POGebogen
Dumont forceps style 7XLDUMONT0508-7XL-POGebogen
Grass SD9 square pulse stimulatorSomatco1077/183
HemostatFine Science Tools/Teleflex13018-14/PO181059> 14 cm, fijne punt
Iris scissorsWorld Precision Instruments14218Rechte schaar 
Kwik-Sil silicone Elastomer World Precision InstrumentsKWIK-SIL Tweedelige lijm
Micro Adson forcepsWorld Precision Instruments501245
MicroscissorsS&T SAC-15 R-8gebogen punt ≤ 10mm lang
NaCl 0.9% 100 mLB.BraunN/A
PE-50 tubingInstechBTPE-50
Prolene 5-0 suture EthiconEH7257
RongeurGeorge Tiemann & Co160-424-08Fijne gebogen punt
Surgical ScalpelSwann-Morton0505
Urethane Sigma-AldrichU2500
Vicryl 4-0 suture EthiconV451
Vicryl 5-0 suture EthiconV303
Wire Silver Teflon-coated 0.125 mmWorld Precision InstrumentsAGT0525
Wire Stainless Steel Teflon-coated 0.18 mmWorld Precision InstrumentsSST30407-50

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Van Kerrebroeck, P. E. V., Van Den Hombergh, U. The history of neuromodulation for lower urinary tract dysfunction: An overview. Continence. 11, 101328(2024).
  2. Cameron, A. P., et al. The AUA SUFU guideline on the diagnosis and treatment of idiopathic overactive bladder. Neurourol Urodyn. 43 (8), 1742-1752 (2024).
  3. De Groat, W. C., Tai, C. Chapter 19 Mechanisms of Action of Sacral Nerve and Peripheral Nerve Stimulation for Disorders of the Bladder and Bowel. Neuromodulation second edition. Krames, E. S., Peckham, P. H., Rezai, A. R. , Academic Press. 221-236 (2018).
  4. Krhut, J., et al. The mechanism of action of neuromodulation in the treatment of overactive bladder. Nat Rev Urol. 22, 414-426 (2025).
  5. Abello, A., Das, A. K. Electrical neuromodulation in the management of lower urinary tract dysfunction: Evidence experience and future prospects. Ther Adv Urol. 10 (5), 165-173 (2018).
  6. Hokanson, J. A., et al. Stimulation of the sensory pudendal nerve increases bladder capacity in the rat. Am J Physiol Renal Physiol. 314 (4), F543-F550 (2018).
  7. Knowles, C. H., et al. The science behind programming algorithms for sacral neuromodulation. Colorectal Dis. 23 (3), 592-602 (2021).
  8. Zvara, P., et al. An animal model for the neuromodulation of neurogenic bladder dysfunction. Br J Urol. 82 (2), 267-271 (1998).
  9. Su, X., et al. Role of the endogenous opioid system in modulation of urinary bladder activity by spinal nerve stimulation. Am J Physiol Renal Physiol. 305 (1), F52-F60 (2013).
  10. Su, X., et al. Differentiation and interaction of tibial versus spinal nerve stimulation for micturition control in the rat. Neurourol Urodyn. 34 (1), 92-97 (2015).
  11. Matsuta, Y., et al. Poststimulation inhibition of the micturition reflex induced by tibial nerve stimulation in rats. Physiol Rep. 2 (1), e00205(2014).
  12. Su, X., et al. Comparison of neural targets for neuromodulation of bladder micturition reflex in the rat. Am J Physiol Renal Physiol. 303 (8), F1196-F1206 (2012).
  13. Kovacevic, M., Yoo, P. B. Reflex neuromodulation of bladder function elicited by posterior tibial nerve stimulation in anesthetized rats. Am J Physiol Renal Physiol. 308 (4), F320-F329 (2015).
  14. Choudhary, M., et al. Effect of tibial nerve stimulation on bladder afferent nerve activity in a rat detrusor overactivity model. Int J Urol. 23 (3), 253-258 (2016).
  15. Choudhary, M., et al. The frequency spectrum of bladder non voiding activity as a trigger event for conditional stimulation: Closed loop inhibition of bladder contractions in rats. Neurourol Urodyn. 37 (5), 1567-1573 (2018).
  16. Park, E., et al. The long lasting post stimulation inhibitory effects of bladder activity induced by posterior tibial nerve stimulation in unanesthetized rats. Sci Rep. 10 (1), 19897(2020).
  17. Mai, J., et al. Prolonged inhibitory effects of repeated tibial nerve stimulation on the micturition reflex in decorticated rats. Neuromodulation. 25 (8), 1115-1121 (2022).
  18. Krhut, J., et al. Peroneal electrical transcutaneous neuromodulation as a new treatment for patients with overactive bladder: An initial clinical experience. Urol Int. 106 (7), 658-663 (2022).
  19. Krhut, J., et al. Prospective randomized multicenter trial of peroneal electrical transcutaneous neuromodulation vs solifenacin in treatment naïve patients with overactive bladder. J Urol. 209 (4), 734-741 (2023).
  20. Hox, M., et al. Cavernous nerve stimulation and recording of intracavernous pressure in a rat. J Vis Exp. (134), e56807(2018).
  21. Mann-Gow, T. K., et al. Evaluating the procedure for performing awake cystometry in a mouse model. J Vis Exp. (123), e55588(2017).
  22. Hauck, E. F., et al. Measurements and mapping of 282420 nerve fibers in the S1 5 nerve roots. J Neurosurg Spine. 11 (3), 255-263 (2009).
  23. Krhut, J., et al. Peroneal electric transcutaneous neuromodulation ETNM A novel method for the treatment of the overactive bladder. J Healthc Eng. 2021, 4016346(2021).
  24. Baima, J., Krivickas, L. Evaluation and treatment of peroneal neuropathy. Curr Rev Musculoskelet Med. 1 (2), 147-153 (2008).
  25. Chen, J., et al. Superficial peroneal neuromodulation of persistent bladder underactivity induced by prolonged pudendal afferent nerve stimulation in cats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 320 (5), R675-R682 (2021).
  26. Yu, M., et al. An excitatory reflex from the superficial peroneal nerve to the bladder in cats. Am J Physiol Renal Physiol. 313 (5), F1161-F1168 (2017).
  27. Zhao, J., et al. Superficial peroneal neuromodulation of non obstructive urinary retention in cats. Neurourol Urodyn. 39 (6), 1679-1686 (2020).
  28. Chen, J., et al. Superficial peroneal neuromodulation of non obstructive urinary retention induced by prolonged pudendal afferent activity in cats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 322 (2), R136-R143 (2022).
  29. Tilborghs, S., et al. Motor response matters: Lead placement and urologic efficacy linked in sacral neuromodulation. Neuromodulation. 28 (5), 865-872 (2025).
  30. Wang, Y., Hassouna, M. M. Neuromodulation reduces c fos gene expression in spinalized rats: A double blind randomized study. J Urol. 163 (6), 1966-1970 (2000).
  31. Pastelín, C. F., et al. Neural pathways of somatic and visceral reflexes of the external urethral sphincter in female rats. J Comp Neurol. 520 (14), 3120-3134 (2012).
  32. Rigaud, M., et al. Species and strain differences in rodent sciatic nerve anatomy: Implications for studies of neuropathic pain. Pain. 136 (1-2), 188-201 (2008).
  33. Hokanson, J. A., et al. Pathways and parameters of sacral neuromodulation in rats. Am J Physiol Renal Physiol. 325 (6), F757-F769 (2023).
  34. Abdelkhalek, A. S., et al. Anesthetic protocols for urodynamic studies of the lower urinary tract in small rodents a systematic review. PLoS One. 16 (6), e0253192(2021).
  35. Park, E., et al. The long lasting post stimulation inhibitory effects of bladder activity induced by posterior tibial nerve stimulation in unanesthetized rats. Sci Rep. 10 (1), 19897(2020).
  36. Langlois, L., et al. Development of a remote controlled implantable rat sacral nerve stimulation system. Neuromodulation. 22 (6), 690-696 (2019).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

SacraalnervusstimulatieTibiaalnervusstimulatiePeroneaalnervusstimulatieBlaasneuromodulatieOnderste UrinewegenElektrodeplaatsingSensorische Signalering
Video binnenkort beschikbaar

Gerelateerde artikelen