Kralengebaseerde multiplex flowcytometrie-assay voor functioneel profileren van CAR T-cellen

Summary

Dit artikel introduceert een multiplex parel-gebaseerde flowcytometrie assay voor het kwantificeren van maximaal 12 cytokinen en effectormoleculen uit door chimerisch antigeen receptor (CAR)-T-cellen afgescheiden supernatanten, waardoor snelle, reproduceerbare analyse van geëngINEERde T-cel functionaliteit met kleine monstervolumes mogelijk wordt.

Abstract

Het profileren van CAR T-cellen brengt uitdagingen met zich mee vanwege hun heterogeniteit, complexe immuunresponsen en beperkte beschikbaarheid van monsters. Multiplex-assays maken functionele beoordeling mogelijk door de gelijktijdige detectie van een breed scala aan effectormoleculen mogelijk te maken, inclusief cytokinen, chemokinen en cytotoxische mediatoren. Hier beschrijven we een parel-gebaseerde multiplex-assay die compatibel is met flowcytometrie voor de analyse van de secretie van effectormoleculen door humane chimere antigeenreceptor (CAR)-T-cellen. Supernaten van CAR T-cellen worden geïncubeerd met een mengsel van capturbedels met meerdere fluorescentie-gecodeerde populaties die gekoppeld zijn aan analyt-specifieke antilichamen. Deze bedels binden oplosbare doelen in het monster en vormen bead-analytcomplexen die vervolgens worden gedetecteerd met behulp van gelabelde detectie-antilichamen. De assay omvat een panel van immuunmediatoren zoals interferon (IFN)-γ, interleukine (IL)-2, tumornecrosefactor (TNF)-α, IL-6, IL-10, granulocyte-macrophage koloniestimulerende factor (GM-CSF) en Granzyme B. Het gebruik van voorgedefinieerde standaarden maakt kwantitatieve meting van meerdere analyten uit een enkel monster mogelijk. Gegevensverwerving en -analyse kunnen worden uitgevoerd met behulp van geautomatiseerde gating-benaderingen die worden geleverd door instrument-geassocieerde of webgebaseerde softwaretools, waardoor gegevensverwerking wordt vergemakkelijkt. Kortom, de gepresenteerde multiplex-assay maakt multiparametrische analyse van CAR T-celfunctionaliteit mogelijk en kan worden toegepast in contexten zoals onderzoek, kwaliteitscontroletests, mechanistische studies en functionele karakterisering.

Introduction

Functionele karakterisering is essentieel bij het testen van Chimeric Antigen Receptor (CAR) T-cellen omdat het inzicht biedt in de potentie, veiligheid en werkingsmechanismen van deze therapieën. Het begrijpen van cytokine- en cytotoxische mediator-signaturen helpt bij het evalueren van de therapeutische werkzaamheid en mogelijke bijwerkingen, waardoor de ontwikkeling van veilige en effectieve behandelingen wordt verzekerd. Traditionele single-plex assays zoals enzyme-linked immunosorbent assays (ELISA) hebben beperkingen, zoals het vereisen van grote monstervolumes, lange verwerkingstijden en aparte runs voor elke analyt, terwijl ze een beperkte dynamische waaier binnen individuele monsters bieden^1,2. In tegenstelling daarmee maken multiplex bead-based assays de gelijktijdige detectie van meerdere oplosbare mediatoren mogelijk, waardoor de verwerkingstijd en monstervereisten worden verminderd en de dynamische waaier wordt vergroot^1,2. Deze efficiëntie en diepte van analyse maken multiplex assays waardevolle hulpmiddelen voor het bevorderen van CAR T-cel onderzoek en ontwikkeling^3,4,5.

De multiplex assay die in deze studie wordt gepresenteerd, maakt gebruik van capture beads, die gedefinieerde fluorescentieprofielen vertonen in de fluoresceïne isothiocyanate (FITC) en fycoerytrine (PE) kanalen en zijn bedekt met specifieke antilichamen tegen oplosbare analyten. Tijdens incubatie met een monster binden deze beads selectief hun doel-analyten uit de oplossing. Na de opname van de analyten worden detectie-antilichamen toegevoegd om analyt-specifieke sandwich-complexen te vormen. Deze antilichamen zijn ofwel direct geconjugeerd aan allophycocyanine (APC) (directe detectie) of aan biotin (indirecte detectie). Voor indirecte detectie is een daaropvolgende incubatie met een APC-geconjugeerd anti-biotine antilichaam vereist (Figuur 1). De resulterende complexen – bestaande uit capture beads, analyten en detectie-antilichamen – worden geanalyseerd door middel van flowcytometrie om de analytconcentraties te kwantificeren. De multiplex assay is een plate-based technologie, inclusief voorgedefinieerde standaarden die worden gebruikt om analyt-specifieke standaardcurves te genereren^1,2.

Figuur 1: Cytokine technologie principe en assay workflow. De assay is gebaseerd op 12 fluorescentie-gecodeerde Capture bead populaties gekoppeld aan analyt-specifieke antilichamen. Na incubatie met een monster worden bead-analyt complexen gevormd die kunnen worden gedetecteerd via flowcytometrie met behulp van specifieke detectie-antilichamen. De assay workflow omvat 1) de voorbereiding van analyt standaarden en monsters van belang op een filterplaat, 2) incubatie met Capture beads, 3) incubatie met biotin-gelabelde anti-analyt antilichamen om sandwich-complexen te vormen, 4) incubatie met APC-gelabelde anti-biotine antilichamen, 5) resuspensie in buffer voor meting en 6) monsteracquisitie. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

De multiplex assay die in deze studie wordt beschreven, is compatibel met standaard flow cytometers uitgerust met een blauwe (bijv. 488 nm; FITC en PE kanalen) en een rode laser (bijv. 635 nm; APC kanaal). Aangezien flow cytometers wijdverspreid beschikbaar zijn in onderzoekslaboratoria, klinische omgevingen en kwaliteitscontrole omgevingen, vergemakkelijkt deze compatibiliteit de implementatie zonder dat aanvullende gespecialiseerde instrumentatie nodig is⁵. In de context van CAR T-cel functionaliteitstesten, maakt deze aanpak multiparametrische beoordeling van functionele reacties mogelijk binnen algemeen beschikbare analytische workflows⁶. De assay biedt aanzienlijke voordelen voor CAR T-cel onderzoek door de gelijktijdige kwantificering van belangrijke analyten mogelijk te maken, inclusief GM-CSF, Granzyme B, interferon (IFN)-γ, interleukine (IL)-2, IL-4, IL-6, IL-10, IL-17A, IL-21, monocyte chemoattractant protein-1 (MCP-1), Perforine en tumor necrosis factor (TNF)-α (menselijke cytotoxiciteitspanel). Deze mediatoren zijn cruciaal voor het begrijpen van CAR T-cel activering, effector functie en veiligheidsgerelateerde cytokine release^4,5,7,8.

De assay workflow omvat opties voor geautomatiseerde gating en data-analyse met behulp van instrument-geassocieerde software evenals instrument-onafhankelijke, web-gebaseerde analysetools⁵. Deze functies ondersteunen gestroomlijnde verwerking van CAR T-cel effector molecuul profileringsdata door de omvang van manuele interventie te verminderen. Het gebruik van geautomatiseerde analyse kan bijdragen aan verbeterde consistentie in dataverwerking en vergemakkelijken een efficiëntere evaluatie van functionele uitkomsten⁸.

Het huidige protocol beschrijft een reproduceerbare, schaalbare multiplex methode voor CAR T-cel immuun mediator profilering. Door het meten van 12 verschillende analyten in een enkel monster, is de aanpak bijzonder relevant voor mechanistische onderzoeken, vroegstadium onderzoek en gelijktijdige studies. In latere stadia van CAR T-cel therapie kan het gunstig zijn om het aantal gemeten cytokinen te verminderen, vooral in een gereguleerde, tijdsgevoelige kwaliteitscontrole (QC) omgeving voor geneesmiddel vrijlatingstesten. Voor dit doel kunnen 1 tot 7 cytokinen uit het gepresenteerde paneel worden samengesteld om een aangepaste cytokine assay te ontwerpen die kan worden gevalideerd voor geïngineerde T-cel analytiek. Dit maakt het beschreven protocol ideaal geschikt voor diverse toepassingen

Protocol

Alle menselijke monsters werden verzameld van gezonde anonieme vrijwilligers nadat schriftelijke geïnformeerde toestemming was verkregen. Alle procedures werden goedgekeurd door het ethische comité van de Ärztekammer Nordrhein (#2020272) en werden uitgevoerd in overeenstemming met de vereiste ethische en bioveiligheidsvoorschriften.

1. CAR T cel co-cultuur

1. Bereid een celcultuur van gemodificeerde menselijke CAR T cellen voor in de afwezigheid en in de aanwezigheid van het cognate antigeen, bijvoorbeeld antigeen-presenterende tumorcellen in een verhouding van 2,5:1 (effector: doelcellen).
2. Bepaal één of meerdere tijdstippen voor supernatantverzameling om gesecreteerde cytokinen één keer te analyseren, of cytokinekinetiek over een bepaald tijdsbestek, bijvoorbeeld bij 4, 8, 16, 24 en 48 uur.
   OPMERKING: Supernatant kan direct worden gebruikt of kan worden ingevroren voor later gebruik.

2. Standaard- en monstervoorbereiding

1. Reconstitueer de analytstandaard door 200 μL buffer of celcultuurmedium toe te voegen aan de pellet en voorzichtig te mengen. Bereid zes reagentbuizen en voer een 1:5 verdunningsreeks van de gereconstitueerde standaard uit, tot 3,2 pg/mL of 0,6 pg/mL (afhankelijk van de analyt), en bereid een blanco voor.
2. Verzamel CAR T co-cultuursupernatant, bijvoorbeeld 16 uur of 24 uur na co-cultuur. Optioneel, verzamel CAR T cellen voor parallel fenotypering met behulp van flowcytometrie.
3. Centrifugeer de monsters gedurende 10 min bij 10.000 x g bij 4 °C. Gebruik de supernatanten direct of verdun ze om de standaardcurve te passen.

3. Assay workflow

1. Vortex de capture bead mix om hem grondig te hersuspenderen. Voeg 50 μL van de standaard of het monster toe, samen met 20 μL van de voorverdunde beads, toe aan de putjes van een 96-well filterplaat.
2. Incubeer gedurende 2 uur bij kamertemperatuur, schudden bij 450 rpm, in het donker. Was de putjes twee keer met 200 μL buffer met behulp van een vacuümmand of centrifuge.
3. Voeg 100 μL van 1:50 voorverdunde detectiereagens 1 (in buffer) toe. Incubeer gedurende 1 uur bij kamertemperatuur, schudden bij 450 rpm, in het donker. Was twee keer.
4. Voeg 100 μL van 1:50 voorverdunde detectiereagens 2 (in buffer) toe. Incubeer gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur, schudden bij 450 rpm, in het donker. Was eenmaal.
5. Voor acquisitie, hersuspendeer de monsters in 200 μL buffer. Een overzicht van de assayworkflow wordt getoond in Figuur 1.

4. Acquisitie en gegevensanalyse

1. Verzamel gegevens op een flowcytometer uitgerust met blauwe en rode lasers (PE, FITC en APC kanalen zijn vereist). Bij het werken met MACSQuant flowcytometers, gebruik de Express Mode templates voor volledig geautomatiseerde gating en gegevensanalyse.
2. Alternatief, upload FSC of MQD gegevensbestanden naar de web-gebaseerde InspectoR tool, die automatische kwantitatieve cytokine meting uitvoert en exportklare resultaten levert, onafhankelijk van het gebruikte instrument.
3. Zorg ervoor dat de juiste scheiding van de 12 verschillende capture bead populaties in het FITC versus PE kanaal wordt geverifieerd.
4. Pas de standaardcurve toe om cytokine concentraties te berekenen, en exporteer en visualiseer de resultaten.
5. Voor gegevensverwerving op een MACSQuant flowcytometer, gebruik de 2D barcode van de capture beads flacon, die alle relevante acquisitie-instellingen bevat.
   1. Na het inloggen op de software, selecteer de MACSPlex Filter Plate als de monsterrek en klik op de Barcode knop op de werkbalk om de 2D codelezer te activeren.
   2. Presenteer de flacon aan de lezer, zorg ervoor dat de code het knipperende licht onder een optimale afstand van 0,5-2,5 cm ziet.
   3. In het Autolabel tabblad, wijs de Capture Beads (MPx Cyt T-NK,h) en NoLabel toe. Voor de seriële verdunning van de cytotoxische T/NK celstandaard, definieer de groepsposities en selecteer in het Instellingen tabblad Express Mode met Type: Analyse en Modus: MACSPlex_Standard, met zachtjes mengen indien nodig.
   4. Onbekende monsters worden op dezelfde manier toegewezen, met hun posities gedefinieerd, optionele groepering, en selectie van Express Mode, Type: Analyse, en Modus: MACSPlex_Sample in het Instellingen tabblad, inclusief optionele monster ID's en beschrijvingen.
   5. Controleer of de rekdefinities correct zijn in de Experiment tabel, zorg voor goede vloeistofniveaus in de filterplaatputjes, en start vervolgens de meting.

Results

Identificatie van representatieve Capture bead-populaties die coderen voor 12 oplosbare analyten

Capture bead-populaties werden geïdentificeerd met behulp van de FITC- en PE-kanalen van de flowcytometer. Verschillende beadclusters die individuele analyten vertegenwoordigden, werden duidelijk opgelost in het biaxiale plot, inclusief IL-10, Granzyme B, MCP-1, IL-17A, Perforine, IL-2, IL-6, IFN-γ, TNF-α, IL-21, IL-4 en GM-CSF (Figuur 2). Elke populatie vertoonde een uniek fluorescentie-handtekening, wat een succesvolle multiplex-detectie en duidelijke differentiatie van de gemeten cytokinen en effectormoleculen bevestigde.

Figuur 2: Detectie van representatieve multiplex capture bead-populaties. Capture beads bevatten inherente fluorescentie-intensiteiten die kunnen worden gebruikt om de verschillende analyt-specifieke populaties te onderscheiden. De spreidingsplot toont de scheiding van analyt-specifieke signalen op basis van fluorescentie-intensiteit in de FITC (B1) en PE (B2) kanalen. De afbeelding toont een representatief profiel van de 12 Capture bead-populaties die coderen voor GM-CSF, Granzyme B, IFN-γ, IL-2, IL-4, IL-6, IL-10, IL-17A, IL-21, MCP-1 (CCL2), Perforine en TNF-α. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Representatief cytokine-concentratieprofiel van CAR T-cellen na co-cultuur met tumorcellen

Na co-cultuur van CAR T-cellen met tumor-doelcellen, werden cytokine-concentraties gekwantificeerd met behulp van het humane cytotoxiciteitspaneel van de multiplex-assay (Figuur 3). De CAR T-cellen secreteerden hoge niveaus van Granzyme B (49.950,2 pg/mL), IFN-γ (48.367,8 pg/mL), TNF-α (7.055,2 pg/mL) en GM-CSF (6.653,5 pg/mL), wat duidt op krachtige activatie en cytotoxische effectorfunctie als reactie op tumor-interactie. IL-2-niveaus overschreden de bovenste detectielimiet (>10.000 pg/mL), consistent met sterke proliferatieve signalering. Het monster werd niet verder verdund of opnieuw gemeten. Daarentegen waren cytokinen geassocieerd met regulatoire of alternatieve helper T-cel-responsen, inclusief IL-6, IL-10, IL-17A, IL-21 en MCP-1, aanwezig op lage of bijna ondetecteerbare niveaus. Deze resultaten suggereren dat de CAR T-cellen een overwegend type 1 (Th1/cytotoxisch) immuunrespons monteerden, gekenmerkt door hoge effectoractiviteit en beperkte immunosuppressieve cytokine-productie.

Figuur 3: Representatief cytokineprofiel van CAR T-cellen na co-cultuur met tumorcellen. Gemodificeerd Chimeric Antigen Receptor (CAR) T-cellen werden overnacht co-gecultiveerd met JeKo-1 tumorcellen. Celcultuursupernaten werden na 16 uur incubatie geoogst en gecentrifugeerd om deeltjes te verwijderen. Verdunde monsters werden geanalyseerd met behulp van het humane cytotoxiciteitspaneel van de multiplex-assay. Twee standaardcurves werden uitgevoerd en de concentraties van alle 12 analyten werden bepaald. Een representatieve gegevensuitvoer voor de analyse en berekening van analyt-specifieke concentraties met behulp van de Express Mode van de flowcytometer wordt getoond. De staafgrafiek en bijbehorende tabel tonen de berekende niveaus (picogram/milliliter) van de 12 effectormoleculen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Cytokine-secretiekinetica van CAR T-cellen na antigeenspecifieke stimulatie

Na co-cultuur van CAR T-cellen met doelcellen die (Antigeen⁺) of die niet (Antigeen⁻) het cognate antigeen uitdrukken, werd cytokine-secretie in de tijd gemonitord met behulp van het humane cytotoxiciteitspaneel van de multiplex-assay. CAR T-cellen vertoonden snelle en robuuste cytokine-release bij herkenning van Antigen⁺ doelwitten, met sterke opregulatie van Granzyme B, IFN-γ, TNF-α, GM-CSF en IL-2 binnen 8-24 uur, met piekniveaus bij 48 uur (Figuur 4). Dit patroon duidt op krachtige activatie en cytotoxische effectorfunctie na antigeen-interactie. Matig toename van IL-6, IL-17A en IL-21 werd ook waargenomen, terwijl IL-4, IL-10, MCP-1 en Perforine laag of matig verhoogd bleven. Daarentegen vertoonden co-culturen met Antigen⁻ doelwitten minimale cytokine-inductie over alle analyten (Figuur 4). Samen tonen deze gegevens aan dat CAR T-celactivatie en effectorcytokine-productie specifiek optreden als reactie op antigeenherkenning en intensiveren in de tijd.

Figuur 4: Secretiekinetica van effectormoleculen van CAR T-cellen geco-gecultiveerd met antigeenpositieve of antigeen-negatieve doelcellen. Gemodificeerd Chimeric Antigen Receptor (CAR) T-cellen werden geco-gecultiveerd met doelcellen die (Antigeen⁺) of die niet (

Discussion

De multiplex-assay werd gebruikt om oplosbare immuunresponsreacties in CAR T-cel co-cultures te profileren. CAR T-cellen die co-gecultiveerd werden met antigeen-positieve doelcellen, vertoonden verhoogde secretie van IFN-γ, TNF-α, GM-CSF, Granzyme B en IL-2, consistent met effectoractivatie en cytotoxische functie^4,5,8. In tegenstelling daarmee vertoonden antigeen-negatieve controles lage cytokineproductie, wat de mogelijkheid van de assay aantoont om antigeen-specifieke reacties te onderscheiden onder de geteste omstandigheden^5,8. Deze resultaten ondersteunen de toepasbaarheid van de assay voor het beoordelen van CAR T-cel functionaliteit, inclusief gebruik in potentie-gerelateerde analyses, veiligheidsgerelateerde profilering en mechanistische onderzoeken.

Hoewel het vaste 12-analytpaneel een breed overzicht van CAR T-immuunactiviteit biedt, is het misschien niet praktisch om het volledige bereik van analyten in alle toepassingen vast te leggen. Voor gefocuste workflows zoals assayvalidatie of kwaliteitscontrole (QC) testen van CAR T-celproducten, kan het paneel worden teruggeschroefd naar een verminderde subset (bijv. IL-2, IFN-γ en TNF-α) om de analyse te stroomlijnen terwijl functionele gevoeligheid behouden blijft^1,2.

Critische stappen in het protocol omvatten het ontwerp van de CAR T-cel co-cultuur en de juiste selectie van bemonsteringsomstandigheden. In het bijzonder bepalen de duur van de co-cultuur en het aantal effectorcellen (E:T-verhouding) direct de cytokinemagnitude en moeten worden gedefinieerd tijdens het opzetten van de assay^5,6. Bovendien moet de monsterverdunning worden aangepast om ervoor te zorgen dat de analytconcentraties binnen het dynamische bereik van de assay vallen^1,2. Problemen oplossen moet daarom gericht zijn op het verifiëren van de standaardcurveprestaties en het aanpassen van de co-cultuurcondities of verdunningsfactoren als signalen buiten het kwantificeerbare bereik vallen^1,2.

Vergeleken met traditionele enkele-plex ELISA's genereert het op flowcytometrie gebaseerde multiplexplatform hogedichtheid, multi-analyt datasets uit minimale monstervolumes. Door de gelijktijdige meting van meerdere analyten binnen een enkel monster mogelijk te maken, kan multiplexing de algehele reagentverbruik verminderen, de monsterdoorvoer verhogen en de assaytijd verkorten ten opzichte van het uitvoeren van meerdere enkele-plex assays^1,2. Geautomatiseerde acquisitie en gestandaardiseerde analyse-opties kunnen potentieel gebruikersafhankelijke variabiliteit verminderen en reproduceerbaarheid en schaalbaarheid ondersteunen in experimentele of fabricage-instellingen^5,8. Standaard ELISA detectiesensitiviteit varieert typisch van 16 tot 2000 pg/mL (kan lager zijn voor hoge gevoeligheid kits)⁷. Binnen het in deze studie gepresenteerde platform variëren de laagste detecteerbare concentraties van 0,05 pg/mL voor de meest gevoelige analyten tot ongeveer 93,8 pg/mL voor die met inherent lagere assaygevoeligheid. Over alle interne beoordelingen heen, vertoonde meer dan 74% van de gemeten analyten detectielimieten onder 5 pg/mL, en 38% was detecteerbaar onder 1 pg/mL, wat de algehele gevoeligheid van het systeem onderstreept. Aangezien multiplexgevoeligheid kan variëren per cytokine, blijft potentiële epitoodconcurrentie een belangrijke overweging. Om dergelijke interferentie te minimaliseren, gebruikt de assay niet-overlappende epitopen voor de opvang en detectie van elke analyt, waardoor de competitiegerelateerde bias wordt verminderd en de betrouwbaarheid van metingen in multiplex-omstandigheden wordt verbeterd.

De prestaties van multiplex-assay kunnen variëren tussen analyten, afhankelijk van de gevoeligheid van de assay en de biologische context, en onder bepaalde omstandigheden kunnen analytconcentraties de bovengrens van detectie naderen en moeten daarom worden geëvalueerd tijdens het opzetten van de assay. Omgekeerd kunnen sommige analyten (bijv. MCP-1 en IL-4 in deze studie) ondetecteerbaar blijven, afhankelijk van de experimentele omstandigheden. Bovendien kunnen pre-analytische factoren zoals monsterbehandeling de cytokinemetingen beïnvloeden, en consistente verwerkingsomstandigheden moeten worden gehandhaafd om vergelijkbaarheid te waarborgen.

Over het algemeen maakt deze multiplex-aanpak een efficiënte en kwantitatieve karakterisering van CAR T-cel functionaliteit mogelijk. Ten opzichte van de meeste bestaande multiplex cytokine detectieplatforms is de assay compatibel met standaard flow cytometers en bevat een instrument-geassocieerd softwaretool dat gestroomlijnde data-acquisitie en analyse vergemakkelijkt. Hoewel multiplex cytokine detectie in andere immuuninstellingen is gebruikt, toont het huidige werk de toepassing ervan aan voor CAR T-cel functioneel profilering binnen een gestandaardiseerd werkschema. Het bead-based formaat maakt gelijktijdige detectie van meerdere analyten mogelijk, wat een hogere doorvoer ondersteunt in vergelijking met enkele-plex methoden. Mogelijke toepassingen omvatten functionele beoordeling van het geneesmiddelproduct, zoals CAR binder evaluatie, vector optimalisatie en procesontwikkeling. De schaalbaarheid van de assay en geautomatiseerde analysemogelijkheden ondersteunen ook potentietesten, veiligheidsprofilering en mechanismische studies gericht op het begrijpen van CAR T-celgedrag en functionaliteit^5,7,8.

Hoewel cytokinesecretieprofielen waardevolle inzichten bieden in CAR T-celactivatie en functionele potentie in vitro, kunnen ze de complexe biologie die de therapeutische werkzaamheid bij patiënten bepaalt niet volledig repliceren. Factoren zoals het tumor

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
MACSPlex Cytotoxic T/NK Cell Kit, human	Miltenyi Biotec	130-125-800	Op bead-based multiplex cytokine assay voor flow cytometry
MACSPlex InspectoR Tool	Miltenyi Biotec	\	Web-based tool voor geautomatiseerde gating en analyse van MACSPlex data
MACSQuant Analyzer 10 Flow Cytometer	Miltenyi Biotec	130-096-343	Flow cytometry instrument voor multiplex data meting
MACSQuant Analyzer 16 Flow Cytometer	Miltenyi Biotec	130-109-803	Flow cytometry instrument voor multiplex data meting
MACSQuant Express Mode	Miltenyi Biotec	\	Software voor geautomatiseerde gating en analyse
TexMACS Medium	Miltenyi Biotec	130-097-196	Geoptimaliseerd serum-vrij celkweekmedium ontwikkeld voor de cultivatie en expansie van humane en muis T-cellen