Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Morfometrische analyses van vorm: De analysesoftware-toolbox voor craniofaciale vormkwantificatie bij zebravissen

929 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/70345

⸱

27 februari 2026

 ,  ,  , 
1Department of Biochemistry and Molecular Genetics, Alcohol Research Center, University of Louisville, 2Department of Pediatrics, Section of Developmental Biology, University of Colorado School of Medicine, Anschutz Medical Campus

In dit artikel

Samenvatting

Dit werk beschrijft een protocol voor het kwantificeren van de vorm van craniofaciaal kraakbeen met behulp van vrije software (tpsDigs2, MorphoJ en PAST) om veranderingen in gezichtsstructuur bij zebravislarven te meten.

Samenvatting

Foetale alcoholspectrumstoornissen (FASD) worden gekenmerkt door een wisselende reeks fysieke, cognitieve en gedragsmatige beperkingen veroorzaakt door prenatale blootstelling aan ethanol, waaronder die welke het gezichtsskelet aantasten. Ethanolgevoelige genetische loci dragen bij aan deze hoge mate van variatie in FASD, wat de analyse van de gezichtsvorm bemoeilijkt. We hebben eerder aangetoond dat we deze veranderingen in gezichtsvorm kunnen analyseren door gen-ethanol interacties bij zebravissen. Zebravissen zijn een ideaal model om deze variatie te analyseren om verschillende redenen; (i) 70% van de genen zijn orthologen tussen mensen en zebravissen; (ii) externe bemesting stelt onderzoekers in staat om timing en dosering van ethanolbehandelingen te regelen; (iii) de structuur van hun gezichtsskelet wordt behouden met gewervelden; (iv) doorschijnende larven maken directe waarneming van veranderingen in de craniofaciale skeletstructuur tijdens de ontwikkeling mogelijk. Het analyseren van de vorm van het craniofaciale skelet kan echter moeilijk volledig te beoordelen zijn met eenvoudige lineaire metingen, omdat deze geen algemene vormveranderingen vastleggen. Daarnaast kunnen veranderingen in hoofdgrootte de interpretatie van data bemoeilijken. Om dit aan te pakken, hebben we een morfometrische benadering toegepast, waarbij we de algehele gezichtsvorm analyseerden via hoofdcomponentanalyses via freewaresoftware, tpsDigs2, MorphoJ en PAST. De combinatie van deze software maakt het mogelijk om de algehele gezichtsmorfologie paargewijs te vergelijken. Hier schetsen we onze aanpak en analyse van de gezichtsvorm bij met ethanol behandelde zebravismutanten met behulp van deze programma's om een reeks complementaire multivariate statistische analyses uit te voeren.

Inleiding

Fetale Alcohol Spectrum Disorders (FASD) worden gekenmerkt door een breed scala aan ontwikkelingsafwijkingen, waaronder gedrags-, neurologische en fysiekeaandoeningen 1,2. Tot deze fysieke afwijkingen behoren craniofaciale defecten, zoals kaakhypoplasie 3,4,5,6. Hoewel timing en dosering van ethanolblootstelling bijdragen aan de complexe etiologie van FASD, speelt genetische bijdrage een belangrijke rol in FASD-etiologie 6,7,8,9,10,11,12. Deze combinatie van factoren maakt het bestuderen van gezichtsafwijkingen bij menselijke cohorten uitdagend. Om de impact van prenatale ethanolblootstelling op de ontwikkeling te bestuderen, gebruiken we het zebravismodel. Zebravissen dienen als een sterk model voor FASD, aangezien ze 70% van de genorthologen delen met mensen, waarvan 82% van de bekende ziekteverwekkende genen 13,14,15,16. Naast genetische conservering hebben zebravissen: (i) een hoge vruchtbaarheid, waardoor meerdere zebravislarven tegelijk kunnen worden geproduceerd, (ii) ondergaan externe bevruchting, wat directe studie van ethanolgevoelige ontwikkelingsprocessen mogelijk maakt, (iii) hebben ze een sterk geconserveerde en stereotiepe kraniofaciale ontwikkeling van gewervelden, en (iv) zijn ze doorschijnende embryo's/larven die het mogelijk maken skeletstructuren te visualiseren17. We hebben eerder aangetoond dat mutaties in veel verschillende zebravisgenen embryo's sensibiliseren voor door ethanol veroorzaakte gezichtsafwijkingen, en deze defecten kunnen subtiel en moeilijk te identificeren zijn met hetoog 10,18. Daarnaast hebben we gezien dat met ethanol behandelde wildtypelarven ook lichte veranderingen vertonen in het craniofaciale gebied vergeleken met onbehandelde wildtypelarven, hoewel deze veranderingen opnieuw moeilijk te identificeren zijn met oog10. Hoewel deze veranderingen bij visuele observatie onopgemerkt blijven, konden we deze door ethanol veroorzaakte veranderingen in gezichtsvorm aantonen met morfometrische analyses die beschikbaar zijn op 2D-beelden van het viscerocranium10.

Het oppervlak is een complexe 3D-structuur die moeilijk te meten is met conventionele lineaire metingen. Deze enkele lineaire maten houden geen rekening met de relatieve positie van elke gemeten structuur ten opzichte van, en hun impact op, de andere gemeten structuren van het vlak. Morfometrische analyses pakken deze tekortkomingen aan door vormconfiguraties via herkenningspunten te gebruiken die rekening houden met de relatieve positie van alle gemeten structuren, waarbij zelfs de totale verschillen in grootte18, 19, 20 worden gecorrigeerd. Deze aanpak resulteert in gegevens die nauwkeuriger zijn, een hogere resolutie hebben en veel gemakkelijker te visualiseren zijn, wat resultaten kan opleveren die mogelijk niet worden waargenomen met conventionele lineaire metingen 18,19,20. Daarnaast kunnen morfometrische benaderingen directe vergelijkingen maken tussen en binnen groepen met behulp van multivariate statistische methoden. Hier beschrijven we het gebruik van de gratis morfometrische software, tpsUtil, tpsDigs221, MorphoJ20 en Paleontological Statistics (PAST)22, in combinatie met 2D-beelden van het viscerocranium in onbehandelde en met ethanol behandelde wildtype- en larven heterozygoot voor het Bone Morphogenetic Protein (Bmp) gen bmp7a. Hoewel deze programma's vooral worden gebruikt in paleontologie en ecologiegerichte vakgebieden, bieden ze in combinatie een grondige analyse van de gezichtsvorm. Uiteindelijk laten we in dit protocol zien hoe we deze vrij beschikbare softwaretoepassingen kunnen gebruiken om veranderingen in de vorm van craniofaciaal kraakbeen in het zebravismodel te kwantificeren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle zebravislarven die bij deze procedure werden gebruikt, zijn gekweekt en gefokt volgens vastgestelde IACUC-protocollen goedgekeurd door de University of Louisville23.

OPMERKING: De zebravisstam bmp7aty68a24 en wildtype-broers en zussen (allemaal in de AB-achtergrond) werden in deze studie gebruikt, waarbij volwassen vissen op 28,5 °C werden gehouden met een licht/donker cyclus van 14/10 uur. Gebruik de juiste lijnen volgens de gewenste experimentele uitkomsten. Gebruik water dat gesteriliseerd is door omgekeerde osmose. Geslacht als biologische variabele is niet van toepassing op de bestudeerde ontwikkelingsstadia, aangezien geslacht bij zebravissen voor het eerst wordt waargenomen rond 20-25 dagen na bevruchting (dpf)25, na alle analyses.

1. Ethanolbehandeling

  1. Verzamel eieren van heterozygote kruisingen en fase embryo's morfologisch zoals beschreven23.
  2. Sorteer embryo's in monstergroepen van 100 en rijd op 28,5 °C tot de gewenste ontwikkelingstijd. Incubeer alle groepen in embryomedia (EM)10,18.
  3. Verander EM 6 uur na bevruchting (HPF) naar verse EM of EM met 1% ethanol (v/v). Bij 24 hpf spoel EM-houdende ethanol uit met drie verse wisselingen van EM10,18.

2. Gezichtskleuring en beeldvorming

  1. Fixeer zebravislarven op 5 dpf en kleur met Alcian Blue, waarbij kraakbeen wordt gelabeld (Figuur 1) zoals eerder beschreven26.
  2. Neem volledige mount, ventrale aanzicht, brightfield-beelden van het viscerocranium, waarbij larven worden gemonteerd zoals eerder beschreven27.
  3. Kort gezegd, plaats de vis, met het buikoppervlak naar boven, in de 50% glyceroloplossing van het einde van de Alcian Blue-kleuring.
    OPMERKING: De instellingen op compoundmicroscopen kunnen variëren; Gebruik instellingen die passen bij de gewenste beeldstructuren. In deze studie werd een Olympus BX53 compoundmicroscoop gebruikt om alle geanalyseerde beelden te genereren. De beelden zijn genomen met 10x vergroting.

3. Genotypering

  1. Verwijder de staarten van 5 dpf-larven na Alcian Blue-kraakbeenkleuring zoals eerder beschreven18.
  2. Scheid de koppen en staarten van de larven. Houd de koppen in 50% glycerolopslag voor latere beeldvorming.
  3. Lyse tails met 5 μL Proteinase K (10 mg/mL) om gDNA te extraheren.
  4. Voer PCR uit op het gDNA voor elk monster met primers die gericht zijn op het gen van belang om gebieden met de SNP te amplificeren.
  5. Verteer het PCR-product met behulp van restrictie-endonuclease-gebaseerde DNA-vertering om mutant- en wildtype-allelen te onderscheiden op basis van de SNP om de SNP te identificeren. Verdeel de monsters op genotype in gepoolde groepen en maak een afbeelding voor analyse.
    OPMERKING: Voor dit werk werd de SNP versterkt in bmp7a en genotyped met BslI (NEB).

4. Software gebruikt voor vormanalyses

  1. Gebruik tpsUtil en tpsDig221, en MorphoJ20 (https://sbmorphometrics.org) voor morfometrische analyse van alciaan-gekleurde larven, en MorphoJ en Paleontological Statistics Software Package for Education and Data Analysis (PAST)22 analysesoftware (https://www.nhm.uio.no/english/research/resources/past/) voor alle statistische analyses.
    OPMERKING: De tpsUtil-software is te vinden onder de link "Utility programs", de tpsDig2-software is te vinden onder de link "data acquisition", en MorphoJ is te vinden onder de link "Comprehensive programs" op https://sbmorphometrics.org. Probleemoplossing voor elke software is gemakkelijk te vinden, zowel vrij online, via meerdere platforms als binnen de software. De Principal Component Analysis (PCA), Canonical Variate Analysis (CVA), Procrustes ANOVA en wireframe-grafieken van gezichtsvariatie werden gegenereerd met MorphoJ, en een multivariate test van normaliteit en een multivariate variantieanalyse (MANOVA) werden uitgevoerd met behulp van PAST.

5. Het consequent in beeld brengen van het gezichtsskelet zodat alle monsters geanalyseerd kunnen worden

  1. Zorg ervoor dat beelden van het gezichtsskelet worden genomen met identieke microscoopinstellingen en als .tif bestanden worden opgeslagen.
    OPMERKING: De instellingen van de microscoop variëren afhankelijk van de opstelling en functionaliteit van de microscoop en de monsters/weefsels die worden gefotografeerd. De sleutel is een consistente microscoopopstelling en monstervoorbereiding.
  2. Sla bestanden op in één map die het experiment volledig identificeert.

6. Afbeeldingen voorbereiden met de TPS-software

  1. Open Notepad en selecteer Opgeslagen als. Klik vanaf hier op alle bestanden onderaan. Sla het bestand op als "experiment-name.tps" en sla het op in de map met alle te analyseren afbeeldingen.

7. Afbeeldingen invoeren in de TPS-software

  1. Open de tpsUtil-software. Vervolgens haal je Operation naar beneden en selecteer je het Build tps-bestand vanuit het tabblad images .
  2. Klik vanaf dit tabblad op invoer en open het bestand met de afbeeldingen. Klik op de eerste afbeelding in het bestand en selecteer Open.
  3. Selecteer het tabblad voor uitvoer , gevolgd door het TPS Notepad-bestand, en sla op. Wanneer je wordt gevraagd het bestand te vervangen, selecteer dan ja.
  4. Klik vervolgens op het tabblad instellen en maak aan. Ga naar het bestand om te zien of de afbeeldingen zijn toegevoegd.

8. Bezienswaardigheden toevoegen aan afbeeldingen

  1. Open tpsDigs2 en open de volgende tabbladen in volgorde: Invoerbron, bestand, en dan het opgeslagen tps Notepad-bestand.
  2. Klik vervolgens op opties om de optie Afbeeldingstools te visualiseren. Zorg hier dat je de referentielengte op 100 μm zet. Druk op de toonladder instellen.
    OPMERKING: Schaal niet ten opzichte van de schaal op de afbeelding.
  3. Druk bij het instellen van de schaal op OK om parameters in te stellen en sluit dan de afbeeldingstools af.
  4. Voeg op dit moment herkenningspunten toe aan elke afbeelding die geanalyseerd moet worden voor een juiste morfologieanalyse door op het richtsymbool te klikken.
  5. Zorg ervoor dat herkenningspunten in dezelfde volgorde voor elke afbeelding worden geplaatst. Herkenningspunten werden geplaatst op de volgende voegen tussen de kraakbeenelementen (zie Figuur 1E, E'):
    1. Middenlijnverbinding tussen de Kraakbeenlagen (Landmark #1, Figuur 1E, E').
    2. De bilaterale gewrichten tussen Meckel's en het palatoquadraat kraakbeen (Landmarks #2, Figuur 1E, E').
    3. Middenlijngewricht tussen de ceratohyale kraakbeen (Landmark #3, Figuur 1E, E').
    4. De bilaterale gewrichten tussen het palatoquadraat en ceratohyale kraakbeen (Landmarks #4, Figuur 1E, E').
    5. Het distale uiteinde van het hyomandibulaire kraakbeen (Landmarks #5, Figuur 1E, E').
  6. Nadat je herkenningspunten op een afbeelding hebt geplaatst, klik je op bestanden voor het keuzemenu. Volg dit pad om data op te slaan en overschrijf dan.
  7. Verlaat tpsDigs2.

9. Gebruik van MorphoJ om vorm te analyseren door Procrustes ANOVA

  1. Open de MorphoJ-software.
  2. Maak en benoem de dataset onder voorbescheiden voorbehouden. Selecteer 'Nieuwe dataset aanmaken en noem de dataset'. Klik vervolgens op tps en selecteer het notitieblok met de nieuwe datapunten die zijn toegevoegd uit stap 8.4. Maak de dataset aan.
  3. De afbeeldingen zijn klaar om statistisch te worden bekeken met Procrustes fit. Selecteer het tabblad projectboom lezen en klik op de dataset. Selecteer de volgende knoppen in dit pad: voorlopige verloop, nieuwe Procrustes passen, Aligneren op hoofdassen en Uitvoeren Procrustes passen.
  4. Selecteer genereer covariantiematrix onder preliminaries; de software zal Procrustes-coördinaten aangeven. Voer de functie uit wanneer daarom wordt gevraagd.
  5. Selecteer wireframe maken of bewerken onder preliminaries en link de punten op de afbeeldingen. Selecteer vervolgens linkpunten en accepteer of maak de afbeelding. Bewerking classifiers.
  6. Open een spreadsheet terwijl je MorphoJ open houdt. Voeg alle benodigde informatie toe, bijvoorbeeld: Genotype, Behandeling, Genotype en Behandeling, Experiment, enzovoort. Sla de spreadsheet op als een CSV-bestand.
  7. Klik in MorphoJ op bestand en importeer classifiervariabelen om het CSV-bestand te selecteren. Ga na het openen van het bestand terug naar de projectboom en klik op de dataset.
  8. Zodra de dataset is geopend, klik je op preliminaries en bewerk je classifiers. Dit zorgt ervoor dat alle afbeeldingen worden toegevoegd.
  9. Klik vervolgens op projectboom, Covmatrix en vervolgens op Variatie bovenaan.
  10. Selecteer Principal Component Analysis om PC-scores te zien. Klik op PC-scores om de gegenereerde grafiek te zien.
  11. Om kleuren aan de grafiek toe te voegen, klik je met de rechtermuisknop en druk je op betrouwbaarheidsellips om de gewenste classifier toe te voegen. Druk op kleurdatapunten om de kleuren toe te voegen, en ok om deze wijzigingen te accepteren.
    OPMERKING: Zodra het tabblad PC score is gesloten en opnieuw geopend volgens de instructies in stap 9.10, zouden de kleuren bijgewerkt moeten worden.
  12. Om de wireframekleuren te veranderen, ga naar Preliminaries. Klik op opties instellen voor de vormgrafiek, onderaan het scherm. Selecteer wireframe-grafieken om de kleuren van de doelvorm, startvorm en getallen te veranderen.
  13. Selecteer Variatie, en Procruste dan ANOVA.
  14. Exporteer de Procrustes ANOVA-resultaten naar het spreadsheetbestand vanuit stap 9.7.

10. Canonieke variate analyse van de dataset

  1. Selecteer in MorphoJ de originele dataset of het project. Om te beginnen met Canonical Variate Analysis (CVA), selecteer je Vergelijking gevolgd door Canonical Variate Analysis. Selecteer de classifiervariabele(s) - selecteer Genotype & Behandeling en voer de functie uit.
  2. Om CVA te exporteren, klik je op het tabblad resultaten en klik je met de rechtermuisknop op de nu-open resultatenpagina. Selecteer Exporteren naar bestand en sla de informatie op.
  3. Klik op Projectboom en selecteer CVA, daarna Scores. Selecteer linksboven op de pagina Bestand. Zodra het tabblad Bestand is geopend, kies je Exporteren Dataset en selecteer je het datatype en Genotype & Behandeling. Sla CVA-scores op als een .txt bestand.
  4. Om het bestand voor te bereiden voor PAST-software, open je de opgeslagen CVA-scores in Notepad of een vergelijkbare software. Verander de ID linksboven naar Label om de PAST-software niet te verwarren. Bewaar de bewerkte CVA-scores of gelijkwaardige.

11. MANOVA in VERLEDEN software

  1. Om de CVA-scores in PAST te importeren, selecteer je Bestand en vervolgens Open om toegang te krijgen tot de opgeslagen CVA-scores uit Notepad of gelijkwaardig. Wanneer het venster Tekstbestand importeren opent, selecteer dan Namen, Gegevens voor rij en kolom, en tab voor een scheidingsteken. Selecteer Importeren.
  2. Selecteer onder het tabblad Weergeven kolomattributen. Open naast de typeknop het dropdownmenu en kies Groep voor de eerste kolom die de classifiervariabele(s) zou moeten bevatten.
  3. Markeer de PC- of CV-gegevens. Selecteer Multivariate, Tests en Multivariate Normality om de normaliteitstest uit te voeren. Voer deze test apart uit op pc en CV.
  4. Klik op de grijze lege cel linksboven, boven type, om de volledige dataset te selecteren. Selecteer Multivariate, Tests en MANOVA om de MANOVA te verwerken. Exporteer de MANOVA-resultaten naar het spreadsheetbestand vanuit stap 9.7.
    OPMERKING: Zowel de samenvatting als de paargewijze resultaten worden door de software gegeven. Exporteer of sla ze allebei op.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Om door ethanol veroorzaakte veranderingen in gezichtsvorm bij zebravissen te identificeren, combineerden we vrij beschikbare softwaretoepassingen om morfologische gegevens van het gezichtsskelet te genereren en te kwantificeren. Embryo's van bmp7a heterozygote volwassen dragervissen werden gegenereerd en behandeld met ethanol van 6-24 hpf. Larven van deze kruisingen werden vastgezet op 5 dpf, en de gezichtskraakbeen werd gekleurd met Alcian Blue. Beelden van het viscerocranium ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

FASD wordt gekenmerkt door een breed scala aan ontwikkelingsafwijkingen, waaronder craniofaciale defecten zoals kaakhypoplasie. Zebravissen zijn een sterk voorbeeld van FASD vanwege hun genetische conservering bij mensen, hoge vruchtbaarheid, doorschijnende larven en externe bevruchting. Zebravissen worden al decennialang gebruikt om zowel de vorming van het craniofaciale skelet als de impact van ethanol op de ontwikkeling te bestuderen 6,12,13,15,18,2...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Het onderzoek dat in dit artikel wordt gepresenteerd, werd ondersteund door een subsidie van de National Institutes of Health/National Institute on Alcohol Abuse (NIH/NIAAA) R01AA031043 aan C.B.L.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
tpsUtil, tpsDig2, MorphoJhttps://sbmorphometrics.orgFreeware Software - mogelijk beheerdersrechten vereist om te downloaden
PASThttps://www.nhm.uio.no/english/research/resources/past/Freeware Software - mogelijk beheerdersrechten vereist om te downloaden
Compound Brightfield MicroscopeOlympusBX53

Referenties

  1. May, P. A., Baete, A., Russo, J., et al. Prevalence and characteristics of fetal alcohol spectrum disorders. Pediatrics. 134 (5), 855-866 (2014).
  2. May, P. A., Gossage, J. P., Kalberg, W. O., et al. Prevalence and epidemiologic characteristics of FASD from various research methods with an emphasis on recent in-school studies. Dev Disabil Res Rev. 15 (3), 176-192 (2009).
  3. Klingenberg, C. P., Wetherill, L., Rogers, J., et al. Prenatal alcohol exposure alters the patterns of facial asymmetry. Alcohol. 44 (7-8), 649-657 (2010).
  4. Smeriglio, P., Zalc, A. Cranial neural crest cells contribution to craniofacial bone development and regeneration. Curr Osteoporos Rep. 21 (5), 624-631 (2023).
  5. Smith, S. M., Garic, A., Flentke, G. R., Berres, M. E. Neural crest development in fetal alcohol syndrome. Birth Defects Res C Embryo Today. 102 (3), 210-220 (2014).
  6. Vo, H. D. L., Lovely, C. B. Ethanol induces craniofacial defects in Bmp mutants independent of nkx2.3 by elevating cranial neural crest cell apoptosis. Biomedicines. 13 (3), (2025).
  7. Brooks, E. R., Islam, M. T., Anderson, K. V., Zallen, J. A. Sonic hedgehog signaling directs patterned cell remodeling during cranial neural tube closure. Elife. 9, e60234(2020).
  8. Eberhart, J. K., Parnell, S. E. The genetics of fetal alcohol spectrum disorders. Alcohol Clin Exp Res. 40 (6), 1154-1165 (2016).
  9. Fish, E. W., Murdaugh, L. B., Sulik, K. K., Williams, K. P., Parnell, S. E. Genetic vulnerabilities to prenatal alcohol exposure: Limb defects in sonic hedgehog and GLI2 heterozygous mice. Birth Defects Res. 109 (11), 860-865 (2017).
  10. Klem, J. R., Schwantes-An, T. H., Abreu, M., et al. Mutations in the bone morphogenetic protein signaling pathway sensitize zebrafish and humans to ethanol-induced jaw malformations. Dis Model Mech. 18 (4), dmm052223(2025).
  11. Swartz, M. E., Lovely, C. B., McCarthy, N., Kuka, T., Eberhart, J. K. Novel ethanol-sensitive mutants identified in an F3 forward genetic screen. Alcohol Clin Exp Res. 44 (1), 56-65 (2020).
  12. Swartz, M. E., Wells, M. B., Griffin, M., et al. A screen of zebrafish mutants identifies ethanol-sensitive genetic loci. Alcohol Clin Exp Res. 38 (3), 694-703 (2014).
  13. Fernandes, Y., Lovely, C. B. Zebrafish models of fetal alcohol spectrum disorders. Genesis. 59 (11), e23460(2021).
  14. Howe, K., Clark, M. D., Torroja, C. F., et al. The zebrafish reference genome sequence and its relationship to the human genome. Nature. 496 (7446), 498-503 (2013).
  15. Lovely, C. B. Animal models of gene-alcohol interactions. Birth Defects Res. 112 (4), 367-379 (2020).
  16. Lovely, C. B., Fernandes, Y., Eberhart, J. K. Fishing for fetal alcohol spectrum disorders: Zebrafish as a model for ethanol teratogenesis. Zebrafish. 13 (5), 391-398 (2016).
  17. Marrs, J. A., Sarmah, S. The genius of the zebrafish model: Insights on development and disease. Biomedicines. 9 (5), 577(2021).
  18. Gray, R., Lloyd, A., Lovely, C. B. Interactions between the bone morphogenetic protein and the planar cell polarity pathways lead to distinctive ethanol-induced facial defects. Alcohol Clin Exp Res (Hoboken). 49 (11), 2502-2519 (2025).
  19. Mutsvangwa, T., Douglas, T. S. Morphometric analysis of facial landmark data to characterize the facial phenotype associated with fetal alcohol syndrome. J Anat. 210 (2), 209-220 (2007).
  20. Klingenberg, C. P. MorphoJ: An integrated software package for geometric morphometrics. Mol Ecol Resour. 11 (2), 353-357 (2011).
  21. Rohlf, F. The Tps series of software. Hystrix. 26, 1-4 (2015).
  22. Hammer, O., Harper, D., Ryan, P. PAST: Paleontological statistics software package for education and data analysis. Palaeontol Electron. 4, 1-9 (2001).
  23. Westerfield, M. The Zebrafish Book. A Guide for the Laboratory Use of Zebrafish (Danio rerio). , 5th edition, University of Oregon Press. Eugene. (2007).
  24. Dick, A., Hild, M., Bauer, H., et al. Essential role of Bmp7 (snailhouse) and its prodomain in dorsoventral patterning of the zebrafish embryo. Development. 127 (2), 343-354 (2000).
  25. Aharon, D., Marlow, F. L. Sexual determination in zebrafish. Cell Mol Life Sci. 79 (1), 8(2021).
  26. Walker, M. B., Kimmel, C. B. A two-color acid-free cartilage and bone stain for zebrafish larvae. Biotech Histochem. 82 (1), 23-28 (2007).
  27. McGurk, P. D., Lovely, C. B., Eberhart, J. K. Analyzing craniofacial morphogenesis in zebrafish using 4D confocal microscopy. J Vis Exp. (83), e51190(2014).
  28. Lovely, C. B. Quantification of ethanol levels in zebrafish embryos using head space gas chromatography. J Vis Exp. (156), e60766(2020).
  29. Klem, J. R., Gray, R., Lovely, C. B. The zebrafish Tol2 system: A modular and flexible gateway-based transgenesis approach. J Vis Exp. (189), e64679(2022).
  30. Suttie, M., Foroud, T., Wetherill, L., et al. Facial dysmorphism across the fetal alcohol spectrum. Pediatrics. 131 (3), e779-e788 (2013).
  31. Lovely, C. B., Swartz, M. E., McCarthy, N., Norrie, J. L., Eberhart, J. K. Bmp signaling mediates endoderm pouch morphogenesis by regulating Fgf signaling in zebrafish. Development. 143 (11), 2000-2011 (2016).
  32. Sheehan-Rooney, K., Swartz, M. E., Lovely, C. B., Dixon, M. J., Eberhart, J. K. Bmp and Shh signaling mediate the expression of satb2 in the pharyngeal arches. PLoS One. 8 (3), e59533(2013).
  33. Dong, X. R., Wan, S. M., Zhou, J. J., et al. Functional differentiation of BMP7 genes in zebrafish: bmp7a for dorsal-ventral pattern and bmp7b for melanin synthesis and eye development. Front Cell Dev Biol. 10, 838721(2022).
  34. McCarthy, N., Wetherill, L., Lovely, C. B., Swartz, M. E., Foroud, T. M., Eberhart, J. K. Pdgfra protects against ethanol-induced craniofacial defects in a zebrafish model of FASD. Development. 140 (15), 3254-3265 (2013).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Morfometrische analysezebravissenmodelfoetaal alcoholsyndroomlandmark-gebaseerde morfometriehoofdcomponentenanalyseProcrustes-ANOVAcanonieke variateanalysemultivariate analyse
Morfometrische analyses van vorm: De analysesoftware-toolbox voor craniofaciale vormkwantificatie bij zebravissen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.