Methodenartikel

Hersen- en darmdissectie in oppervlaktevis- en grotvispopulaties van Astyanax mexicanus

713 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/70412

⸱

24 februari 2026

 ,  ,  ,  , 
1Department of Anatomy and Neurobiology, UPR- Medical Sciences Campus, 2Molecular Sciences Research Center

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol voor het ontleden en extraheren van hele hersen- en darmcomponenten van oppervlakte- en grot-adaptieve morfotypen van Astyanax mexicanus. Dit protocol kan worden aangepast voor gebruik in downstream-toepassingen, waaronder transcriptomics, metabolomics en analyse van darmmicrobiota.

Samenvatting

Teleostvissen worden gebruikt om een breed scala aan onderzoeksvragen te beantwoorden, variërend van ontwikkeling tot genetica en neurowetenschap, en recentelijk om de complexiteit van de darm-hersenas te begrijpen, en zelfs in een bredere context, de darm-hersenen-leveras. De Mexicaanse tetra, Astyanax mexicanus, wordt steeds vaker gebruikt in vergelijkende en ontwikkelingsontwikkelings-kaders vanwege de beschikbaarheid van morfologisch en fysiologisch verschillende morfotypen, waaronder rivierbewonende oppervlaktevissen en grot-adapte, blinde grotvis. Aanpassing aan grothabitats wordt geassocieerd met veranderingen in morfologische kenmerken, gedragskenmerken en diversiteit van darmmicrobiota, die ook in laboratoriumomstandigheden voorkomen. Dit heeft de mogelijkheid geopend om vragen te stellen over de interacties tussen het microbioom, metabole activiteit, neurale aanpassing en complexe gedragsoutputs. Deze interacties kunnen nu worden aangepakt via whole-brain mapping studies met vrijgemaakte hersenen en sequencing van darmmicrobiota om bacteriële diversiteit te detecteren die geassocieerd is met oppervlakte- en grot-adaptieve fenotypes. De meeste van deze studies zouden echter baat hebben bij intacte, zorgvuldig gedissectiede en geconserveerde hele organen en weefsels, wat post-processing mogelijk maakt in downstream toepassingen. Dit protocol beschrijft een stapsgewijze methode voor hersen- en darmdissectie, waarbij de hele hersenen en buikorganen worden verwijderd en geïsoleerd voor zowel oppervlaktevis- als grotvismorfotypen.

Inleiding

Diermodellen, waaronder gewervelde vissen, zijn cruciale hulpmiddelen voor het modelleren van biologische fenomenen en complexe pathologieën in relatief eenvoudigere, toegankelijke systemen. Zo is de zebravis, Danio rerio, een van de meest gebruikte teleostvismodellen, met een overvloed aan methoden die worden toegepast om hun ontwikkeling, genetica, fysiologie en gedrag te bestuderen, met aanzienlijke impact in de biomedische en neurogedragswetenschappen 1,2,3,4,5,6,7,8 . Een groot voordeel van het gebruik van zebravissen in het heden is de beschikbaarheid van een aantal methoden om orgaan- en weefselhistologie en pathologie in functieverlies-mutantlijnen te bestuderen, waarvoor stapsgewijze dissectieprotocollen bestaan 3,9,10.

Echter, een aantal andere teleostvismodellen zijn de afgelopen decennia in opkomst gekomen die geschikt zijn om andere soorten vragen te stellen, waaronder die binnen de evolutionaire biologie 11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21, biologische mechanismen achter veroudering2,22, toxicologie23,24, en anderen25,26. Een voorbeeld hiervan is de Mexicaanse tetra, Astyanax mexicanus, een teleostvis afkomstig uit Noordoost-Mexico, met voorouderlijke populaties van rivierbewonende oppervlaktevissen en meer dan 30 populaties blinde, grotbewonende grotvissen (Figuur 1)12.

Holvissen hebben een reeks morfologische kenmerken aangenomen, waaronder oogverlies12,27, verlies van pigmentatie28, uitbreiding van zintuiglijke systemen 17,29,30 en verhoogde vetopslag12,31, waardoor ze konden overleven in vijandige grothabitats. Deze vissen namen ook een reeks gedragskenmerken over, waaronder vermindering van slaap19,20, angst32, schoolgedrag33 en agressie13,18,19,20,29,34,35,36,37, vergeleken met hun voorouderlijke oppervlaktevissen. De aanpassing van de meeste van deze eigenschappen is waarschijnlijk het gevolg van een combinatie van genetische variatie en omgevingsdruk 35,36,28, waaronder habitatverschillen tussen de rivieren en de grotten. Een steeds nuttiger model om vragen te stellen over de impact van genetische variatie op morfologische en gedragsmatige eigenschapsadaptatie 16,18,19,20,35,38,39 en recenter op de diversiteit van darmmicrobiota14,15vragen die mogelijk het verzamelen van organen zoals de hersenen, darmen, lever en andere vereisen, is er behoefte aan een gestandaardiseerd protocol voor de grove anatomie-dissectie dat door de bredere gemeenschap kan worden gebruikt. Hoewel volledige hersendissecties en orgaandissecties in A. mexicanus eerder zijn uitgevoerd, ontbreekt het aan een allesomvattende, allesomvattende methode waarmee je begrijpt hoe je dit soort dissecties tijdefficiënt kunt uitvoeren, wat cruciaal is voor veel soorten projecten, waaronder die waarbij monsters worden verzameld voor metabolomics40, metagenomics41, of beeldvorming van het hele orgaan16,38. Ons doel is om de probleemoplossingsdrempel weg te nemen voor het benaderen van organen in dit model voor nabewerking, zodat gebruikers in de gemeenschap zich naadloos kunnen richten op hun onderzoek.

In dit protocol beschrijven we een stapsgewijze methode voor hersen- en gastro-intestinale dissectie bij volwassen oppervlaktevissen en Pachón-grotvissen van de soort Astyanax mexicanus. Deze methodologie kan worden aangepast aan diverse downstreamprotocollen, waaronder die geassocieerd met het darmmicrobioom, weefselmetabolomica en hersenzuivering voor de beeldvorming van de hele hersenen op een lichtbladmicroscoop. Deze techniek is ook aanpasbaar voor gelijktijdige toepassing op hetzelfde monster.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Dit protocol wordt uitgevoerd volgens de door IACUC goedgekeurde protocollen 2024-0004 en A790125 op het Moleculair Wetenschappen Centrum en de Campus Medische Wetenschappen van de Universiteit van Puerto Rico.

1. Pre-dissectie opstelling

  1. Als je een Sylgard Petri (SP) schaal gebruikt om te dissecten, zorg er dan voor dat ze vooraf voorbereid zijn, rekening houdend met het feit dat het enkele dagen kan duren voordat ze uitharden.
  2. Om een SP-gerecht te bereiden, gebruik je Sylgard 184 en elastomeer 184 in een verhouding van 10:1. Meng 200 g Sylgard 184 basis met 20 g elastomeer in een wegwerpbeker. Giet in petrischaaltjes tot ongeveer een derde tot een halve diepte. Tik op de schaal om de bellen te verwijderen en de dop te verwijderen. Zorg ervoor dat de borden gevuld zijn en op een vlak oppervlak worden gezet. Laat het uitharden gedurende minstens 1 weeken 42 uur.
    OPMERKING: Als je monsters verzamelt voor 16s rRNA-sequencing of metagenomics, gebruik dan geen SP-schotels. Gebruik in plaats daarvan gesteriliseerde, eenmalige Petri-platen en volg de aseptische techniek onder een laminaire stroomkap. Als je een aseptische techniek volgt, wordt aanbevolen om de laminaire afzuigkap schoon te maken met 70% ethanol, een germicid-detergent en idealiter de kap 15 minuten bloot te stellen aan een germicidale ultraviolet C-lamp. Dit moet gebeuren voordat je gedesinfecteerde en autoclaveerde materialen/gereedschappen in de laminaire flow hood plaatst.
  3. Zet een dissectiemicroscoop op met keukenpapier aan beide zijden. Wijs één kant aan voor afvalopslag (bijv. overtollig orgaanweefsel) en de andere kant voor het plaatsen van gesteriliseerde dissectiegereedschappen. Snijd kleine stukjes keukenpapier om gereedschap schoon te maken tussen de dissecties door.
  4. Bereid 1 PBS voor en bewaar deze in een koud ijsslurry en paraat voor het geval het nodig is om gebieden of monsters schoon te maken voor beter zicht. Afhankelijk van het protocol kun je ervoor kiezen om 1PBS niet te gebruiken.
    OPMERKING: Het wordt bijvoorbeeld aanbevolen het niet te gebruiken bij het verzamelen van monsters voor metagenomische sequencing43. Als 1 PBS wordt gebruikt bij deze methode, wordt aanbevolen een 1PBS-monster te nemen voor sequencing om te screenen op mogelijke besmetting.
  5. Plaats de SP (of een eenmalig, gesteriliseerd petrischaaltje) onder de microscoop en zorg dat je alle gereedschappen bij de hand hebt (dissectieset, microcentrifugebuizen voor weefselverzameling op ijs, enz.).
  6. Plaats 1 PBS en gelabelde microcentrifugebuizen in een ijsemmer in de buurt. Heb een plastic druppelaar in mijn hand voor 1 PBS.
  7. Zet een vis-euthanasiestation in de buurt. Bereid een ijsbad voor door ijsslurry in een aquarium te plaatsen met een plastic rooster erin, en vul het vervolgens met water van het vissysteem (uit hun thuissysteem of thuisaquarium).
    OPMERKING: MS-222 kan ook worden gebruikt, afhankelijk van downstream-protocollen (voorbeelden van nabewerking).

2. Hersendissectie bij volwassen oppervlaktevissen en grotvissen

  1. Euthanaseer vissen in een ijsslurry. Zorg dat er geen beweging is, en de vis zinkt naar de bodem, zonder operculaire beweging. Tijd hangt af van de grootte. Grotere vissen doen er langer over om operculaire beweging te stoppen.
    OPMERKING: Juveniele vissen doen er ongeveer 2-5 minuten over om de operculaire beweging (euthanasie) te stoppen, terwijl volwassen en grote vissen ongeveer 10-15 minuten kunnen doen. Er bestaan verschillen op basis van morfotype. Sommige grotvispopulaties kunnen langer nodig hebben dan oppervlaktevissen voor anesthesie/euthanasie. Verzorgings- en experimentele protocollen bevelen validatie aan van anesthesie- en euthanasieprocedures binnen populaties, aangezien de responsen kunnen variëren tussen morfen en populaties11.
  2. Breng de vis over naar een SP (of eenmalige, gesteriliseerde petrischaal in de kap) en bad met een druppelaar met ijskoude 1x PBS (Figuur 1).
  3. Haal de kop van het lichaam af door met een scalpel ongeveer 2 mm achter de kieuwen te snijden (Figuur 2). Dit beschermt een deel van de middenhersenen en maakt manipulatie van de hersenen mogelijk zodra deze is ontleed, zonder schade te veroorzaken. Breng het lichaam met een papieren handdoek naar het afvalgebied en doe het vervolgens in een biohazard zak in de biohazard afvalcontainer voor verwijdering.
  4. Met fijne tang of een hemostaat krijg je een goede grip op het achterste deel van de viskop. Knip met een microschaar door de randen van de mond naar de achterkant van de kop en kieuwen (Figuur 3).
  5. Herhaal aan de andere kant. Verwijder de onderkaak en maak de onderkant goed schoon met een tweede paar fijne of ultrafijne pincetten.
    OPMERKING: Volg de binnenste contour van de kieuwen.
  6. Blijf op dit punt stevig de kop van de vis vasthouden met een hemostaat of pin hem met een T-pin op de SP (als je hem gebruikt), voorzichtig bij de punt van de mond.
  7. Maak beide ogen los met ultrafijne pincetten of schaar. Steek de punt in de rand van het oog en trek het oog voorzichtig eruit of knip het er dan uit (Figuur 4).
    OPMERKING: Niet van toepassing op grotvissen (schraap huid van het ooggebied).
  8. Krab een sagittale lijn bovenop het hoofd die tussen de ogen loopt van voor naar achter en het hoofd in links en rechts verdeelt. Gebruik daarna de microschaar om de lijn ondiep te doorsnijden (Figuur 5).
  9. Met fijne tang begin je voorzichtig aan beide zijden van het hoofd te trekken, waarbij je extra voorzichtig bent om de hersenen eronder, die onder bindweefsel zitten, niet te breken. Zodra de hersenen zichtbaar zijn, maak je met de punt van een superfijne pincet de hersenen los van de schedel (Figuur 6).
    1. Voorkom het verpletteren van de hersenen door met een tang eruit te trekken. Houd het in plaats daarvan bij de achterhersenen of het ruggenmerg als er nog een restant van aanwezig is, om de integriteit te behouden.
    2. Als de hersenen nog aan één kant van het hoofd zitten, gebruik dan de ultrafijne tang om deze voorzichtig van de bedschedel los te maken door voorzichtig de punten achter de hersenen in te brengen en voorzichtig op te tillen. Vermijd altijd trekken te vermijden, want dat kan het beschadigen.
  10. Zodra de hersenen zijn verwijderd, maak je voorzichtig schoon met ultrafijne pincet, waarbij vet en omliggende weefsels worden verwijderd. Plaats het in een microcentrifugebuis of geschikte opslag voor het downstream-protocol. Op dit punt bewaar je de hele hersenen of verzamel je subregio's van de hersenen (bijv. telencephalon, optisch tectum, reukbollen) (Figuur 7).
  11. Isolatie van het telencephalon: Om het telencephalon te verwijderen, knijp je bij de basis tussen het telencephalon en het optisch tectum met ultrafijne pincetten en scheid je het telencephalon van de rest van de hersenen. Zet het over in de juiste opslagbuis.
  12. Als het wordt gebruikt voor metagenomics, vries je de verzamelde monsters in vloeibare stikstof in en bewaar je bij -80 °C. Doe dit door de microcentrifugebuis 5 seconden in vloeibare stikstof te dompelen.

Figuur 1
Figuur 1: Astyanax mexicanus-morfotypen . (A) Oppervlaktevis. (B) Pachón-grotvis. Schaalbalk: 10 mm Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 2
Figuur 2: Loskoppeling van de kop. (A) Oppervlaktevis. (B) Pachón-grotvis Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 3
Figuur 3: Verwijdering van de kaak van een losgelaten viskop. (A) Oppervlaktevis. (B) Pachón-grotvis Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 4
Figuur 4: Verwijdering van het oog van een losgelaten viskop. Bij cavefish kan het schrapen van het gebied worden uitgevoerd om het weefsel te verdunden. (A) Oppervlaktevis. (B) Pachón-grotvis Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 5
Figuur 5: Sagittaal snijdt door het bovenste deel van de viskop. (A) Oppervlaktevis. (B) Pachón-grotvis. Schaalbalk: 5 mm Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 6
Figuur 6: Afscheiding van de laterale delen van het hoofd en blootstelling van de hersenen binnen de schedelholte. (A) Oppervlaktevis. (B) Pachón-grotvis. (C,D) Verwijdering van de hersenen uit het schedelbed. Schaalbalk: 5 mm Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 7
Figuur 7: A. mexicanus regionale hersenanatomie. (A) Oppervlaktevis. (B) Pachón-grotvis. Schaalbalk: 5 mm Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

3. Darmdissectie bij volwassen oppervlaktevissen en grotvissen

  1. Volg de hierboven beschreven methode voor euthanasie.
  2. Dep de vis droog met een pluisvrije doek voordat je hem op een schone SP legt en bedek met ijskoude 1 PBS (of systeemwater, afhankelijk van de latere toediening) met de druppelaar om het weefsel vochtig te houden.
  3. Zet de vis vast op de SP (als je ze gebruikt) met T-pins.
    1. Als je geen SP gebruikt, is een hemostaat die stevig aan de voorkant van de mond grijpt tijdens het maken van sneden voldoende. Plaats de pin vooraan in de oogkas (ook geldt voor steenvissen), zodat hij de SP bereikt.
    2. Achterste pind door de staart naar de plaat. Zorg ervoor dat de vis tijdens de procedure stil blijft.
      OPMERKING: Als je gastro-intestinale dissectie uitvoert op hetzelfde exemplaar als de hersendissectie, onthoofd dan snel met een scalpel voordat je de dissectie start en de vis aan het oppervlak van de plaat vastzet. Maak een diagonale snede aan de voorkant achter het operculum die de bovenkant van het hoofd beschermt en de darm vermijdt. Idealiter verdeel je hoofd en lichaam en laat je twee ervaren dissectoren aan elk werken voor tijdsefficiëntie. De voorste pin kan na onthoofding op het bovenste voorste deel van het lichaam worden geplaatst, terwijl de achterste pin op dezelfde plek blijft (Figuur 8).
  4. Met een dissectie-microschaar snijd je de huid en de onderliggende spier langs de ventrale middenlijn van de aarsvin/anus naar het operculum (de harde bedekking over de kieuwen) in een halfronde lijn langs de onderkant van de vis (Figuur 9).
  5. Verwijder het operculum en de borstvin met de microschaar en fijne pincet.
    OPMERKING: Deze stap helpt het verwijderen van de huid efficiënter te maken, maar kan de dissectie vertragen en afhankelijk van de behoeften worden overgeslagen.
  6. Snijd de huid en de onderliggende spier bovenaan van de aarsvin en snijd dan naar voren richting de kieuwen, waarbij de ventrale incisie naar behoefte wordt verlengd (Figuur 10). Dit creëert uiteindelijk een venster.
  7. Open de incisie met behulp van fijne pincetten om de lichaamsholte bloot te leggen. Gebruik de fijne pincet om de huid vast te pakken en til hem voorzichtig op om te verwijderen (Figuur 11).
  8. Snijd zowel de voorste als achterste aanhechtingen van de darm door en verwijder zorgvuldig alle inwendige organen - verwijder het maag-darmstelsel uit het lichaam en plaats het op een schoon gebied van de SP (of wegwerp, gesteriliseerd petrischaaltje) (Figuur 12 en Figuur 13).
  9. Eerst scheid je de lever van de rest van de buikorganen met de ultrafijne tang. Als je de lever isoleert, plaats deze dan in een microcentrifugebuis of gebruik een geschikte opslagmethode volgens het downstream-protocol of de behoefte. Rek voorzichtig de darm uit en identificeer de buik- en midden- en achterbuikdelen (Figuur 14).
  10. Koppel de maag los van de midden- en achterdarm.
  11. Houd de voorste en achterste uiteinden van de middendarm/achterdarm vast met fijne tangen en rek deze voorzichtig uit om hem tot de totale lengte te verlengen.
  12. Verzamel weefsel in een microcentrifugebuis en bewaar het op de juiste manier.
  13. Als het wordt gebruikt voor metagenomics, vries je de verzamelde monsters in vloeibare stikstof in en bewaar je bij -80 °C. Dit gebeurt door de microcentrifugebuis 5 seconden in vloeibare stikstof te dompelen.

Figuur 8
Figuur 8: Pinplaatsing voor gastro-intestinale dissectie. (A) Oppervlaktevis. (B) Pachón-grotvis Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 9
Figuur 9: Onderzijde gesneden tot pre-dissectie. (A) Oppervlaktevis. (B) Pachón-grotvis Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 10
Figuur 10: Verwijdering van het operculum en creatie van een raam. (A) Oppervlaktevis. (B) Pachón-grotvis Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 11
Figuur 11: Verwijdering van oppervlakkige laterale huid en spieren. (A) Oppervlaktevis. (B) Pachón-grotvis Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 12
Figuur 12: Organen in situ in de lichaamsholte van de volwassen vis na verwijdering van spier en huid. (A) Vrouwelijke oppervlaktevis met een blootgestelde buikholte en eieren verwijderd om organen bloot te leggen. (B) Mannelijke oppervlaktevis met blootgestelde buikholte en organen. (C) Vrouwelijke Pachón-grotvis met blootliggende buikholte en eieren verwijderd om organen bloot te leggen. (D) Mannelijke Pachón grotvis met buikholte en organen. Zwarte pijlen wijzen naar het gebied waar het gastro-intestinale bundel zich bevindt. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 13
Figuur 13: Gastro-intestinale bundel verwijderd uit de lichaamsholte van de vis. (A) Oppervlaktevis. (B) Pachón-grotvis. Schaalbalk: 10 mm Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 14
Figuur 14: Geïsoleerde gastro-intestinale organen van oppervlaktevissen en grotvissen. (A) Oppervlaktevis. (B) Pachón-grotvis. Schaalbalk: 10 mm Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Na dit protocol werden hersen- en darminhoud geëxtraheerd en werden metingen verricht van de lengte van de volledige darm, telencephalon en optisch tectum en vergeleken tussen oppervlaktevissen en Pachón-grotvismorfotypes (Figuur 15). We gebruikten onafhankelijke steekproef van Welch's t-tests voor statistische vergelijkingen, met een steekproefgrootte van n = 6 oppervlaktevissen en n = 6 Pachón-grotvissen. Oppervlaktevissen hadden aanzienlijk grotere optische tectumafmetingen dan p...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De toenemende relevantie van A. mexicanus als onderzoeksmodel in verschillende vakgebieden, variërend van evolutie tot biomedische neurowetenschap en microbiologie, vraagt om een gestandaardiseerde orgaandissectie en -verzamelmethode. Hoewel geïsoleerde structuren eerder zijn bestudeerd en gedocumenteerd, waaronder het optische tectum16,38, volwassen hart11 en andere11,44

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Er is geen belangenconflict. Alle procedures volgen het door de IACUC goedgekeurde protocol 2024-0004.

Dankbetuigingen

Dit werk wordt gefinancierd door NIH-subsidie 5R16EY037336-02, RCMI-subsidie U54 MD007600, en NIH-subsidie 1P20GM156713-01 (COBRE Puerto Rico Center for Microbiome Sciences).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1.0 Liter Zebrafish Breeding TankTecniplasthttps://shop.tecniplastusa.com/products/1-0-liter-zebrafish-breeding-tankOm de euthanasi-ijsslurry voor te bereiden. De tank is half gevuld met ijs en vervolgens wordt de geperforeerde interne tank erop geplaatst. Daarna wordt het gevuld met water tot de bovenkant.
4L Polyurethane Ijs PanUSA ScientificArtikelnr. 2328-7242
Biohazard AfvalzakkenFisherbrand14-828-244
Calbiochem OmniPur PBS 10x vloeibaar concentraat, moleculaire biologie kwaliteit, sterieelMilliporeSigma65074L
Dissectie Microscoop Olympus SZ51Olympus OLSZ51NPS-LED/R
DissectietangFisherbrand08-953G
Dissectiepennen, 100 stuksHome Science toolshttps://www.homesciencetools.com/product/dissection-pins-100-pack/?srsltid=AfmBOoofk8r6_hd4nx_7bjjP2
GzkNBlnOJ3vUKor5
rFCJvVxPN9xRlpc
Pincet, delicaat, extra fijne scherpe uiteinden MOPECAB132
Pincet, weefsel, delicaat superfijne puntMOPECAB047
Hemostaat, 12,5 cm, rechtWorld Precision instrumentshttps://wpiinc.com/products/var-15920-halsted-mosquito-hemostatic-forceps
Juweliers pincet, Dumont No. 5MilliporeSigmahttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/f6521
Kimwipes EX-LKimberly-Clark34155
Vloeibare StikstofVerstrekt door instelling
Noyes Micro Schaartjes, 12 cmWorld Precision instruments500228
Papieren HanddoekenVerstrekt door instelling
Petrischalen met helder deksel, 95 mm, 15 mm, rondFisherbrandFB0875714G
Scalpelbladen, #22, 10-packHome Science Toolshttps://www.homesciencetools.com/product/scalpel-blades-22-10-pack/
Scalpel handvat #4Surtexhttps://surtex-instruments.com/product/scalpel-handle-no-4/
Schaar, Iris DissectieMOPECAA146
Schaar, Superfijn MicroMOPECAA152
Standaard Wegwerp Transfer PipettenThermo Scientific13-711-9D
Steriele Eppendorf Microcentrifuge 1,5 µL buizenEppendorf05-402-25
Sylgard 184Electron Microscopy Sciences24236-10
Thermo-FlaskLab-Line Instruments Inc.2119
Ultra Fijne SchaarNEWMED InstrumentsNM-DI-206023
Water geschikt voor elektroforese, PCRSigma-AldrichW4502-1L

Referenties

  1. Ji, J., Thwaite, R., Roher, N. Oral intubation of adult zebrafish: a model for evaluating intestinal uptake of bioactive compounds. J Vis Exp. (139), e58366(2018).
  2. Örling, J., Kosonen, K., Villman, J., Reichard, M., Paatero, I. Impaired fin regeneration and angiogenesis in aged zebrafish and turquoise killifish. Biol Open. 12 (4), bio059622(2023).
  3. Turner, K. J., Bracewell, T. G., Hawkins, T. A. Anatomical dissection of zebrafish brain development. Brain Dev Methods Protoc. 1082, 197-214 (2014).
  4. Barbosa, A., et al. Western Blotting Assay for egr-1 Immediate Early Gene in Brain Tissue of Zebrafish Applied to Neuroethological Study. Zebrafish Protocols for Neurobehavioral Research. , Humana Press. Totowa, NJ. (2012).
  5. Corradi, L., Zaupa, M., Sawamiphak, S., Filosa, A. Using perk immunostaining to quantify neuronal activity induced by stress in zebrafish larvae. STAR Protoc. 3 (4), 101731(2022).
  6. Elipot, Y., Legendre, L., Père, S., Sohm, F., Rétaux, S. Astyanax transgenesis and husbandry: how cavefish enters the laboratory. Zebrafish. 11 (4), 291-299 (2014).
  7. Leigh, S. C., Nguyen-Phuc, B. -Q., German, D. P. The effects of protein and fiber content on gut structure and function in zebrafish (danio rerio). J Comp Physiol B. 188 (2), 237-253 (2018).
  8. Sassen, W. A., et al. Embryonic zebrafish primary cell culture for transfection and live cellular and subcellular imaging. Dev Biol. 430 (1), 18-31 (2017).
  9. Jie, J., et al. Adult zebrafish intestine dissection: a technique to analyze compound absorption. J Vis Exp. (10), e20199(2023).
  10. Gupta, T., Mullins, M. C. Dissection of organs from the adult zebrafish. J Vis Exp. (37), e1717(2010).
  11. Baumann, D. P., Ingalls, A. Mexican Tetra (astyanax mexicanus): Biology, Husbandry, and Experimental Protocols. Laboratory Fish in Biomedical Research. , Academic Press. (2022).
  12. Gross, J. B., Meyer, B., Perkins, M. The rise of Astyanax cavefish. Dev Dyn. 244 (9), 1031-1038 (2015).
  13. Carlson, B. M., Gross, J. B. Characterization and comparison of activity profiles exhibited by the cave and surface morphotypes of the blind Mexican tetra, Astyanax mexicanus. Comp Biochem Physiol C Toxicol Pharmacol. 208, 114-129 (2018).
  14. Riddle, M., et al. Evolution of the Mexican cavefish gut microbiome. Curr Biol. 23, 01307(2023).
  15. Riddle, M. R., et al. Host evolution shapes gut microbiome composition in Astyanax mexicanus. Ecol Evol. 14 (4), e11192(2024).
  16. Jaggard, J. B., et al. Cavefish brain atlases reveal functional and anatomical convergence across independently evolved populations. Sci Adv. 6 (38), eaba3126(2020).
  17. Rodríguez-Morales, R. Sensing in the dark: constructive evolution of the lateral line system in blind populations of Astyanax mexicanus. Ecol Evol. 14 (4), e11286(2024).
  18. Rodriguez-Morales, R., et al. Convergence on reduced aggression through shared behavioral traits in multiple populations of Astyanax mexicanus. BMC Ecol Evol. 22 (1), 116(2022).
  19. Duboué, E. R., Borowsky, R. L., Keene, A. C. β-adrenergic signaling regulates evolutionarily derived sleep loss in the Mexican cavefish. Brain Behav Evol. 80 (4), 233-243 (2012).
  20. Yoshizawa, M., et al. Distinct genetic architecture underlies the emergence of sleep loss and prey-seeking behavior in the Mexican cavefish. BMC Biol. 13, 15(2015).
  21. Forberg, J. Temperature effects on the development of the axial skeleton and body shape in Astyanax mexicanus (teleostei: characidae) [Master's Thesis]. , College of Science and Health Theses and Dissertations. https://via.library.depaul.edu/csh_etd/514 (2022).
  22. Platzer, M., Englert, C. Nothobranchius furzeri: a model for aging research and more. Trends Genet. 32 (9), 543-552 (2016).
  23. Blackwell, B. R., et al. Effects of metformin and its metabolite guanylurea on fathead minnow (Pimephales promelas) reproduction. Environ Toxicol Chem. 41 (11), 2708-2720 (2022).
  24. Ankley, G. T., Villeneuve, D. L. The fathead minnow in aquatic toxicology: past, present and future. Aquat Toxicol. 78 (1), 91-102 (2006).
  25. Butler, J. M., Whitlow, S. M., Roberts, D. A., Maruska, K. P. Neural and behavioural correlates of repeated social defeat. Sci Rep. 8 (1), 6818(2018).
  26. Norton, W. H. J., Gutiérrez, H. C. The three-spined stickleback as a model for behavioural neuroscience. PLoS ONE. 14 (3), e0213320(2019).
  27. Espinasa, L., Jeffery, W. R. Conservation of retinal circadian rhythms during cavefish eye degeneration. Evol Dev. 8 (1), (2006).
  28. Jeffery, W., Ma, L., Parkhurst, A., Bilandzija, H. Pigment Regression and Albinism in Astyanax Cavefish. Biology and Evolution of the Mexican Cavefish. , Academic Press, Elsevier. (2015).
  29. Yoshizawa, M., Jeffery, W. R., van Netten, S. M., McHenry, M. J. The sensitivity of lateral line receptors and their role in the behavior of Mexican blind cavefish (Astyanax mexicanus). J Exp Biol. 217 (Pt 6), 886-895 (2014).
  30. Lloyd, E., et al. Evolutionary shift towards lateral line-dependent prey capture behavior in the blind Mexican cavefish. Dev Biol. 441 (2), 328-337 (2018).
  31. Xiong, S., Krishnan, J., Peuß, R., Rohner, N. Early adipogenesis contributes to excess fat accumulation in cave populations of Astyanax mexicanus. Dev Biol. 441 (2), 297-304 (2018).
  32. Chin, J. S. R., et al. Convergence on reduced stress behavior in the Mexican blind cavefish. Dev Biol. 441 (2), 319-327 (2018).
  33. Kowalko, J. E., et al. Loss of schooling behavior in cavefish through sight-dependent and sight-independent mechanisms. Curr Biol. 23 (19), 1874-1883 (2013).
  34. Espinasa, L., et al. Divergent evolutionary pathways for aggression and territoriality in Astyanax cavefish. Subterr Biol. 43, 169-183 (2022).
  35. Kowalko, J. Utilizing the blind cavefish Astyanax mexicanus to understand the genetic basis of behavioral evolution. J Exp Biol. 223 (Suppl_1), jeb208835(2020).
  36. Sekulovski, B., Miller, N. Mechanisms of social behaviour in the anti-social blind cavefish (Astyanax mexicanus). Proc Biol Sci. 292 (2043), 20250052(2025).
  37. Chin, J. S. R., et al. Analysis of stress responses in Astyanax larvae reveals heterogeneity among different populations. J Exp Zool B Mol Dev Evol. 334 (7-8), 486-496 (2020).
  38. Kozol, R. A., et al. A brain-wide analysis maps structural evolution to distinct anatomical module. eLife. 12, e80777(2023).
  39. Ra, K., et al. Evolution of a central dopamine circuit underlies adaptation of light-evoked sensorimotor response in the blind cavefish, Astyanax mexicanus. bioRxiv. , (2024).
  40. Medley, J. K., et al. The metabolome of Mexican cavefish shows a convergent signature highlighting sugar, antioxidant, and ageing-related metabolites. eLife. 11, e74539(2022).
  41. Yen, S., Johnson, J. S. Metagenomics: a path to understanding the gut microbiome. Mamm Genome. 32 (4), 282-296 (2021).
  42. Marder, E. Marder lab website - Sylgard dishes. , https://sites.google.com/brandeis.edu/marder-lab/experimental-resources/sylgard-dishes (2026).
  43. Hallmaier-Wacker, L. K., Lueert, S., Roos, C., Knauf, S. The impact of storage buffer, DNA extraction method, and polymerase on microbial analysis. Sci Rep. 8, 6292(2018).
  44. Riddle, M. R., et al. Evolution of gastrointestinal tract morphology and plasticity in cave-adapted Mexican tetra, Astyanax mexicanus. bioRxiv. , (2020).
  45. Garduño-Sánchez, M., et al. Phylogeographic relationships and morphological evolution between cave and surface Astyanax mexicanus populations (de Filippi 1853) (actinopterygii, characidae). Mol Ecol. 32 (20), 5626-5644 (2023).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Hersendissectiedarm hersenasdarmmicrobiotaneurale adaptatiemapping van het volledige breincomparatieve evolutie
Video binnenkort beschikbaar

Gerelateerde artikelen