Method Article

Vergelijking van resultaten van sperma-DNA-analyse met behulp van verschillende gatingstrategieën in flowcytometrie

DOI:

10.3791/70417

⸱

July 10th, 2026

 ,  ,  , 
1Department of Reproductive Center, The Affiliated Huai'an No. 1 People's Hospital of Nanjing Medical University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Polygonaal gating (PGG) en kruisvormig gating (CFG) zijn flowcytometriemethoden voor het detecteren van de integriteit van sperma-DNA. PGG meet de DNA-fragmentatie-index (DFI) en de hoge DNA-kleuringsindex (HDS). CFG rapporteert ernstige DFI, milde DFI en algemene DFI. Dit onderzoek heeft tot doel de resultaten en correlaties daartussen te vergelijken.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De integriteit van sperma-DNA is een sleutelfactor bij het waarborgen van succesvolle bevruchting, embryo-ontwikkeling en voortdurende zwangerschap. De evaluatie van de chromatinestructuur van sperma (SCSA) met behulp van flowcytometrie na DNA-denaturatie en acridine-oranje kleuring wordt beschouwd als de gouden standaardmethode voor het evalueren van sperma-DNA. Twee gatingstrategieën voor flowcytometrie–gebaseerde beoordeling van de sperma-DNA-fragmentatie-index (DFI) zijn in de literatuur gerapporteerd: polygonaal gating (PGG) en kruisvormig gating (CFG). Het doel van de huidige studie was om de relaties van testresultaten tussen PGG en CFG te vergelijken en om hun correlaties met parameters van basissperma-analyse te analyseren. De gegevens die onafhankelijk door de twee methoden werden verkregen, werden vergeleken met behulp van statistische analyse, inclusief Bland-Altman-plots en regressieanalyse. In totaal werden 121 mannelijke poliklinische patiënten die een vruchtbaarheidsbeoordeling ondergingen in het reproductiecentrum van ons ziekenhuis geselecteerd via een volledig willekeurige bemonsteringsmethode. Sperma DFI en gerelateerde indicatoren werden gedetecteerd door flowcytometrie met behulp van PGG en CFG, respectievelijk. De resultaten toonden aan dat DFI-waarden verkregen uit de twee methoden een goede overeenkomst vertoonden. De correlatiecoëfficiënten tussen DFIp van de PGG-methode en DFIm, DFIs en DFIc van de CFG-methode waren respectievelijk 0,6497, 0,9404 en 0,9667 (Alle p < 0,01). Hoge DNA-kleuringsindex (HDS) vertoonde een lichte negatieve correlatie met DFIs (r = -0,3042, p < 0,05). Het percentage progressief beweeglijke sperma was negatief gecorreleerd met DFIp, DFIs en DFIc (r = -0,3824, -0,3794, -0,3574, respectievelijk, alle p < 0,05). Er werd geen significante correlatie waargenomen tussen HDS en spermavolume, spermaconcentratie, totaal aantal spermacellen of PR (%). Deze bevindingen geven aan dat DFIs nauwer geassocieerd zijn met mannelijke vruchtbaarheid, wat suggereert dat de CFG-methode, die deze parameter levert, geschikter kan zijn voor klinische beoordeling van sperma-DNA-schade.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Integriteit van sperma-DNA verwijst naar de integriteit en functionele stabiliteit van de DNA-moleculaire structuur in de sperma-kern. Specifiek wordt het gekenmerkt door normale chromatine-conformatie, intacte basensequenties zonder breuk of oxidatieve schade, en de capaciteit om genetische informatie nauwkeurig over te dragen aan nakomelingen. Tijdens spermatogenese, wanneer oxidatieve stress toeneemt1, abnormaal chromatine-remodellering optreedt2, of het sperma wordt beïnvloed door omgevingstoxines3, zal de integriteit van sperma-DNA worden beschadigd, resulterend in base mismatch, verlies, modificatie, DNA-additie en cross-linking, enkelstrengs- en dubbelstrengsbreuken, etc. Bovendien kan beschadigd sperma-DNA mannelijke vruchtbaarheid verminderen en zwangerschapsresultaten in geassisteerde reproductieve technologie (ART) nadelig beïnvloeden4, terwijl het ook het risico op recidiverende zwangerschapsverliezen verhoogt5. In 2021 beval de Europese Associatie van Urologie (EAU) de opname van DFI-testen in het mannelijke vruchtbaarheidsbeoordelingssysteem aan6.

Op dit moment wordt de integriteit van sperma-DNA voornamelijk geëvalueerd door het detecteren van de sperma-DNA fragmentatie-index (DFI). De sperma-chromatine structuurtest (SCSA) door middel van flowcytometrie is de primaire methode voor het beoordelen van DFI7. Twee flowcytometrie-gating methoden voor sperma-DFI detectie zijn gerapporteerd in de literatuur. Eén is de polygonale gating methode (PGG), die twee sleutelindicatoren, zoals sperma-DFI en HDS, tegelijkertijd kan rapporteren8. PGG is een klassieke SCSA-aanpak gekenmerkt door een kleinere detectiecoëfficiënt van variatie en superieure herhaalbaarheid9. Echter, het kan de ernst van DNA-schade niet onderscheiden. Een andere type is de kruisvormige gating methode (CFG), die ernstige schademarkers van sperma-DNA (DFIs), milde schademarkers van sperma-DNA (DFIm), en de totale DFI van de kruisvormige gating methode (DFIc) kan rapporteren. DFIc is gelijk aan de som van DFIs en DFIm. In vergelijking met huidige technologieën voor het beoordelen van sperma-DNA-integriteit, kan de CFG-methode de ernst van sperma-DNA-schade weergeven10.

Om te bepalen welke methode geschikter is voor het beoordelen van spermakwaliteit, heeft deze studie zowel de PGG-methode als de CFG-methode gebruikt om DFI en gerelateerde parameters in sperma te meten. De correlatie tussen de resultaten van deze twee methoden en conventionele zaadanalyseparameters werd vergeleken. Voor zover ons bekend is, is dit de eerste studie die de correlatie van detectieresultaten tussen de twee methodologieën, PGG en CFG, analyseert.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie werd goedgekeurd door de Medische Ethische Commissie van het Huai'an First People's Hospital dat is aangesloten bij de Nanjing Medical University (Goedkeuringsnummer: KY-2024-181-01). Er werd een geïnformeerde toestemming verkregen van de patiënten wiens monsters in dit onderzoek werden gebruikt. Overzichtsschema van de workflow gepresenteerd in Figuur 1. De details van de gebruikte reagentia en apparatuur worden beschreven in de Tabel met Materialen.

Instellingen van CFG voor de flowcytometer
Na zuurbehandeling vertoont de kernchromatine van sperma met beschadigd DNA enkelstrengs DNA, terwijl de kernchromatine van sperma met onbeschadigd DNA zijn intacte dubbelstrengs structuur behoudt. De fluorescerende kleurstof acridine-oranje (AO) bindt zich aan enkelstrengs DNA en zendt rode fluorescentie uit wanneer het wordt opgewonden door een 488 nm laser. Wanneer het aan dubbelstrengs DNA is gebonden, zendt het groene fluorescentie uit wanneer het wordt opgewonden door een 488 nm laser. Op basis van het aantal rode en groene fluorescentiesignaal dat door de flowcytometer wordt gevangen, wordt de verhouding van rode fluorescentie tot het totaal van rode en groene fluorescentie berekend, wat de sperma DFI vertegenwoordigt.

De CFG-instellingen werden uitgevoerd volgens de overzicht die werd geboden door Yang et al.10. De flowcytometer moet worden geconfigureerd met behulp van de laagste groene fluorescentie en de hoogste rode fluorescentie die wordt gemeten in AO-gekleurd normaal sperma als grensreferenties (Figuur 2). Hieronder volgt een lijst van de cellulaire kenmerken van elk kwadrant in de CFG:
Kwadrant Q1 is indicatief voor normaal sperma. Het werd waargenomen dat het sperma-DNA intact was en de bindingshoeveelheid van AO minimaal was, wat resulteerde in groene fluorescentie.
Sperma in kwadrant Q2 heeft gedeeltelijk gefragmenteerd DNA en ziet er oranje uit onder fluorescentiemicroscopie. Dergelijk DNA kan worden gerepareerd, deze sperma worden geclassificeerd als milde DNA-fragmentatie (DFIm)10.
Kwadrant Q3 is gedefinieerd als de niet-specifieke fluorescentie die is onderworpen aan aftrekking.
Sperma in kwadrant Q4 heeft gefragmenteerd DNA en ziet er rood uit onder fluorescentiemicroscopie, wat duidt op ernstige DNA-fragmentatie (DFIs).

Er wordt voorgesteld dat sperma in kwadrant Q2 en Q4 beide gefragmenteerd DNA bevatten en hun som wordt gedefinieerd als DFIc.

Instellingen van de PGG voor de flowcytometer
De polygonale poort voor flowcytometrische analyse werd vastgesteld volgens de methode beschreven door Evenson et al.8. Zoals getoond in Figuur 3, zijn de cellulaire kenmerken geassocieerd met elke poort als volgt:
P3 is indicatief voor het percentage cellen met gedenatureerd DNA.
P4 vertegenwoordigt sperma met hoge DNA-kleuring (HDS). Deze groep sperma mist de normale histon-tot-protamine-uitwisseling.
De overheersende celpopulaties buiten de P3- en P4-poorten bestaan uit normale spermatozoa, die verminderde rode fluorescentie vertonen en overwegend groene fluorescentie uitzenden.

Verzameling en analyse van spermamonsters
Alle 121 spermamonsters waren afkomstig van de mannen die het Reproductiecentrum van Huai'an First Hospital, aangesloten bij de Nanjing Medical University, bezochten. Spermamonsters werden verzameld door te masturberen na een periode van 2-7 dagen onthouding. Routine-sperma-analyse werd strikt uitgevoerd in overeenstemming met de vereisten van de WHO Laboratory Manual for the Examination and Processing of Human Semen11,12. Spermaconcentratie- en motiliteitsanalyses werden uitgevoerd met behulp van een computer-ondersteund sperma-analysesysteem (CASA). Elk monster werd twee keer geanalyseerd. De resultaten werden alleen als gemiddelde gerapporteerd wanneer het verschil tussen de twee resultaten binnen het 95% betrouwbaarheidsinterval lag; anders werd herbemonstering en analyse uitgevoerd.

DFI-analyse
Bereken het vereiste monstersvolume voor het spermamonster zodat de uiteindelijke concentratie van sperma in reagens A uit de flowcytometriekit 2–3 x 106/mL is. Berekeningsmethode: Als de spermaconcentratie in het oorspronkelijke spermamonster M x 106/mL is, dan is het vereiste spermavolume (µL) = 150/M. Voeg het berekende spermavolume toe aan een flowcytometerbuis, voeg vervolgens 50 µL reagens A toe en meng voorzichtig. Voeg 100 µL reagens B toe, meng voorzichtig en incubeer gedurende 30 s bij kamertemperatuur. Voeg onmiddellijk 300 µL reagens C toe en meng voorzichtig. Detecteer het monster met CFG en PGG op de flowcytometer en analyseer minimaal 5000 spermatozoa.

Statistische analyse
Gegevens werden onderworpen aan statistische analyse met behulp van GraphPad Prism 6.0. Bland-Altman-plots werden geconstrueerd om de mate van overeenstemming tussen PGG en CFG te beoordelen door het berekenen van het gemiddelde en de verschillen. De verschillen tussen de twee methoden werden uitgezet tegen hun gemiddelde waarden. Verder werd de Pearson-methode gebruikt om de correlatie tussen PGG en CFG te analyseren. Er werd vastgesteld dat een p-waarde lager dan 0,05 statistisch significant was.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Van de 121 deelnemers aan het onderzoek (gemiddelde leeftijd: 32,5 ± 4,9 jaar; bereik: 26–44 jaar), werd bij 28 een diagnose van asthenozoo spermie en bij 4 een diagnose van oligozoospermie gesteld. Demografische kenmerken bij baseline en parameters van de zaadvloeistofanalyse worden samengevat in Tabel 1.

Zoals aangetoond in Figuur 4, toonde de Bland-Altman-plot aan dat de resultaten van de sperma DFI verkregen door de PGG- en CFG-methoden een uitstekende consistentie vertoonden (r = 0,9667, p = 0,0000). Slechts twee monsters vertoonden discrepanties groter dan +10% en drie monsters vertoonden discrepanties kleiner dan -10%, met de proporties 1,7% en 2,5%, respectievelijk.

Tabel 2 toont een sterke positieve correlatie tussen DFIp van PGG en elk van de drie door CFG afgeleide parameters: DFIm, DFIs en DFIc. De correlatiecoëfficiënten waren respectievelijk 0,6497, 0,9404 en 0,9667, en de p-waarden waren allemaal kleiner dan 0,05. De HDS-resultaten die door de PGG-methode werden gedetecteerd, vertoonden een significante negatieve correlatie met de DFIs en DFIc die door de CFG-methode werden gedetecteerd. De correlatiecoëfficiënten waren respectievelijk -0,3042 en -0,2120, en de p-waarden waren allemaal kleiner dan 0,05. Het onderzoek toonde geen correlatie aan tussen HDS en DFIm (p-waarde was meer dan 0,05).

Zoals weergegeven in Tabel 3, was het percentage progressief beweeglijke spermacellen significant negatief gecorreleerd met DFIp, DFIm, DFIs en DFIc (alle p-waarden waren kleiner dan 0,05), maar niet gecorreleerd met HDS (p-waarde was groter dan 0,05). Het zaadvolume vertoonde een significante positieve correlatie met DFIp, DFIs en DFIc (alle p-waarden waren kleiner dan 0,05), maar niet met HDS (p-waarde was groter dan 0,05). Spermaconcentratie en totaal aantal spermacellen bleken niet gecorreleerd te zijn met de resultaten van de analyse van PGG en CFG (p-waarde was meer dan 0,05).

De CFG-methode toont een uitstekende consistentie met PGG voor DFI-beoordeling. CFG maakt onderscheid mogelijk in de mate van DNA-schade, en de DFI-parameters zijn significant gecorreleerd met spermabeweeglijkheid. De indicatoren van ernstige sperma-DNA-schade, bekend als DFIs, zijn geschikter voor wijdverbreid gebruik in de klinische routinepraktijk.

Beschikbaarheid van gegevens:
De datasets die in de loop van dit onderzoek zijn geproduceerd en/of geanalyseerd, bevatten klinische gegevens op patiëntniveau en worden niet openbaar gemaakt vanwege institutionele privacy en ethische overwegingen. Na het indienen van een redelijke aanvraag en het verkrijgen van goedkeuring van het ethische comité van het Huai'an No. 1 People's Hospital van Nanjing Medical University, is de corresponderende auteur gemachtigd om geanonimiseerd gegevens en analytische bevindingen te verstrekken. Dit onderzoek omvatte niet de ontwikkeling van enige aangepaste code.

Figuur 1
Figuur 1: Algemeen schematisch diagram van de workflow. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figuur 2
Figuur 2: Cruciform gating (CFG) van flow cytometry voor het detecteren van DFI. Q1 – Normale spermacellen. Q2 – Milde DNA-fragmentatie (DFIm). Q3 – niet-specifieke fluorescentie die is afgetrokken. Q4 – Ernstige DNA-fragmentatie (DFIs). Spermacellen met DNA-schade vallen in zowel Q2 als Q4. Hun som vertegenwoordigt de totale DNA‑gefragmenteerde spermapopulatie (DFIc). Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figuur 3
Figuur 3: Polygonal gating (PGG) van flow cytometry voor het detecteren van DFI. P3: spermacellen met gedenatureerd DNA. P4: Hoge DNA-kleuring (HDS) Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figuur 4
Figuur 4: Bland-Altman-plots van de resultaten van PGG en CFG-assays voor DFI. X - as: Gemiddelde van meetresultaten verkregen door de PGG-methode en de CFG-methode. Y - as: Verschil in meetresultaten tussen de PGG-methode en de CFG-methode Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

ItemMean±SD

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De 6e editie van het WHO Laboratoriumhandboek voor de onderzoeking en verwerking van menselijk sperma12 beveelt vier methoden aan voor het beoordelen van de integriteit van sperma-DNA: terminal deoxynucleotidyl transferase (dUTP) nick end labelling (TUNEL), single cell gel electrophoresis (Comet) assays, SCSA en sperma chromatine dispersie (SCD) test. Van deze methoden is SCSA wijdverbreid in andrologie laboratoria vanwege het gebruik van flow cytometrie voor analyse, die hoge doorvoer, efficiëntie en objectiviteit biedt, evenals de mogelijkheid om parameters zoals DFI en HDS7 tegelijkertijd te rapporteren. Volgens een wereldwijd onderzoek7 koos bijna een kwart (24,1%) van de reproductieve clinici wereldwijd de SCSA als de methode voor het evalueren van de integriteit van sperma-DNA.

De meest kritische stap in de SCSA-procedure is het vaststellen van de juiste flow cytometrische gating. De traditionele PGG-methode kan zowel gebroken fragmenten (DFI) van DNA-strengen als sperma met abnormaal hoge DNA-kleuring (HDS) detecteren, gekenmerkt door het ontbreken van normale histon- en protamine-uitwisseling13. Het kan echter geen onderscheid maken tussen een- en dubbelstrengsbreuken in sperma-DNA. In de afgelopen jaren hebben Yang et al.10 een CFG-methode ontwikkeld voor het analyseren van de DFI van sperma met behulp van flow cytometrie, die de ernst van sperma-DNA-schade kan onderscheiden. De sleutelstap van deze methode is het instellen van een kruisvormige gate voor de flowcytometer. De CFG-methode vertoont uitstekende herhaalbaarheid (coëfficiënt van variatie was minder dan 5%) en een lineair bereik voor DFI-detectie van 8,93% tot 53,90%. Deze methode rapporteert drie indicatoren—DFIm, DFIs en DFIc—maar biedt geen HDS-resultaten10.

Deze studie vond dat de totale DFI van de CFG-methode (DFIc) goed overeenkwam met die van de PGG-methode (DFIp). Correlatie-analyse toonde aan dat de correlatiecoëfficiënten van DFIs en DFIp significant hoger waren dan die van DFIm. Noch de spermaconcentratie noch het totale aantal spermacellen correleerde met de resultaten van de CFG- of PGG-methode. PR (%) en de vier typen DFI (DFIm, DFIs, DFIc, DFIp) waren allemaal significant negatief gecorreleerd. PR (%) was significant negatief gecorreleerd met alle vier typen DFI (DFIm, DFIs, DFIc, DFIp). De correlatie met DFIm (r = -0,1975) was significant zwakker dan die van DFIs, DFIc en DFIp (r = -0,3794, -0,3574, -0,3824, respectievelijk). Deze bevindingen zijn consistent met die gerapporteerd door Yang et al.10. Bovendien vertoonden DFIs en DFIc een goede correlatie met het semenvolume, terwijl DFIm dat niet deed. Hoewel de klinische nuttigheid van een indicator die nauw aansluit bij basis semenparameters mogelijk beperkt is, suggereert deze bevinding dat de ernstige sperma-DNA-schade-index (DFIs) mogelijk verschillende pathologische aspecten van spermatogenese weerspiegelt. Belangrijker nog, zoals blijkt uit onze correlatie-analyse, vertoonde DFIs een significant sterkere associatie met het percentage progressief beweeglijk sperma in vergelijking met DFIm, wat verder zijn potentieel ondersteunt als een aanvullende indicator in mannelijke fertiliteitsbeoordelingen voorbij conventionele semenanalyse.

HDS vertegenwoordigt het aandeel onrijpe spermacellen die een normale histon- en protamine-uitwisseling missen. Het protamine 1-voorloper in HDS-sperma behoudt terminale aminozuren die normaal gesproken worden afgebroken8, wat mogelijk een goede chromatinecondensatie verhindert en resulteert in verhoogde acridine oranjekleuring van dsDNA. Eerdere studies hebben de significantie van HDS benadrukt bij het beschrijven van chromatinedefecten in sperma. Onderzoek door Lin et al.14 en Virro et al.15 geeft aan dat de miskraampercentage van in vitro fertilisatie (IVF) significant hoger is bij mannen met HDS > 15%. Recente bevindingen suggereren echter dat HDS niet betrouwbaar kan worden gebruikt als indicator voor nucleaire onrijpheid vanwege zijn zwakke correlatie met CMA3, AB en TB-kleuringresultaten16. HDS is dus mogelijk niet geschikt als indicator van mannelijke fertiliteit17. Deze studie toont ook geen significante correlatie tussen HDS en basis semenparameters, inclusief semenvolume, spermaconcentratie en motiliteit. Daarom wordt HDS niet aanbevolen als een marker voor sperma-DNA-integriteit18.

Tijdens het DFI-detectieproces kunnen inconsistenties in fluorescentiegrenzen optreden. Dit fenomeen wordt voornamelijk toegeschreven aan aanzienlijke variaties in spermaconcentratie en motiliteit tussen verschillende specimens. Om dit probleem aan te pakken, wordt aanbevolen om geschikte gating te gebruiken om dode spermacellen, puinhopen en andere niet-specifieke signalen uit te sluiten. Deze aanpak verbetert de nauwkeurigheid van de gegevens en vermindert het probleem van inconsistente fluorescentiegrenzen.

Voor zover wij weten, is dit de eerste studie die de analyseresultaten van PGG- en CFG-methoden vergelijkt. Een beperking van deze studie is het ontwerp met één centrum en kleine steekproef, en de conclusies vereisen verdere validatie door onderzoeken met meerdere centra en grote steekproeven. Toekomstige onderzoeksrichtingen omvatten het waarborgen van consistentie in sperma DFI-testresultaten tussen verschillende flow cytometers en het bepalen of sperma DFIs kunnen voorspellen uitkomsten van geassisteerde reproductieve technologie.

Kortom, de CFG-methode biedt meer parameters voor de integriteit van sperma-DNA. Specifiek, DFIm en DFIs reflecteren de proporties van spermacellen met milde en ernstige DNA-schade, respectievelijk. DFIc en DFIp resultaten laten een goede consistentie zien. De CFG-methode is geschikt voor klinische toepassing en promotie

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Computer-assisted sperm analysis systemBeijing Suijia Software Co., LtdSA-II 
Flow cytometer Shenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Co., LtdCyto E6
Flow cytometry kitShenzhen BRED Biotechnology Co., LTD
Makler counting chamberSefi Medical Instruments
Sperm nucleus DNA integrity KitShenzhen BRED Biotechnology Co., LTD-

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Vaughan, D. A., Tirado, E., Garcia, D., Datta, V., Sakkas, D. DNA fragmentation of sperm: a radical examination of the contribution of oxidative stress and age in 16 945 semen samples. Hum Reprod. 35 (10), 2188-2196 (2020).
  2. Štiavnická, M., et al. H3K4me2 accompanies chromatin immaturity in human spermatozoa: an epigenetic marker for sperm quality assessment. Syst Biol Reprod Med. 66 (1), 3-11 (2020).
  3. Jeng, H. A., et al. Mixture analysis on associations between semen quality and sperm DNA integrity and occupational exposure to polycyclic aromatic hydrocarbons. Arch Environ Occup H. 78 (1), 14-27 (2023).
  4. Li, F., Duan, X., Li, M., Ma, X. Sperm DNA fragmentation index affect pregnancy outcomes and offspring safety in assisted reproductive technology. Sci Rep. 14 (1), 356(2024).
  5. Zhu, X. B., et al. Sperm DNA fragmentation in Chinese couples with unexplained recurrent pregnancy loss. Asian J Androl. 22 (3), 296-301 (2020).
  6. Minhas, S., et al. European Association of Urology Guidelines on Male Sexual and Reproductive Health: 2021 Update on Male Infertility. Eur Urol. 80 (5), 603-620 (2021).
  7. Agarwal, A., et al. Technical Aspects and Clinical Limitations of Sperm DNA Fragmentation Testing in Male Infertility: A Global Survey, Current Guidelines, and Expert Recommendations. World J Mens Health. 42 (1), 202-215 (2023).
  8. Evenson, D., Jost, L. Sperm chromatin structure assay is useful for fertility assessment. Meth Cell Sci. 22 (2-3), 169-189 (2000).
  9. B, V. L., et al. Sperm chromatin structure assay versus sperm chromatin dispersion kits: Technical repeatability and choice of assisted reproductive technology procedure. Clin Exp Reprod Med. 47 (4), 277-283 (2020).
  10. Yang, F., et al. Establishment and evaluation of a flow cytometry technique reflecting the severity of human sperm DNA damage. Zhonghua Nan Ke Xue. 26 (11), 989-995 (2020).
  11. World Health Organization. WHO laboratory manual for the examination and processing of human semen. , 5th ed., World Health Organization. Geneva. (2010).
  12. World Health Organization. WHO laboratory manual for the examination and processing of human semen. , 6th ed., World Health Organization. Geneva. (2021).
  13. Evenson, D. P. The Sperm Chromatin Structure Assay(SCSA) and other sperm DNA fragmentation tests for evaluation of sperm nuclear DNA integrity as related to fertility. Anim Reprod Sci. 169 (6), 56-75 (2016).
  14. Lin, M. H., et al. Sperm chromatin structure assay parameters are not related to fertilization rates, embryo quality, and pregnancy rates in in vitro fertilization and intracytoplasmic sperm injection, but might be related to spontaneous abortion rates. Fertil Steril. 90 (2), 352-359 (2007).
  15. Virro, M. R., Larson-Cook, K. L., Evenson, D. P. Sperm chromatin structure assay (SCSA) parameters are related to fertilization, blastocyst development, and ongoing pregnancy in in vitro fertilization and intracytoplasmic sperm injection cycles. Fertil Steril. 81 (5), 1289-1295 (2004).
  16. Mohammadi, Z., Tavalaee, M., Gharagozloo, P., Drevet, J. R., Nasr-Esfahani, M. H. Could high DNA stainability (HDS) be a valuable indicator of sperm nuclear integrity. Basic Clin Androl. 30, 12(2020).
  17. Shen, L., et al. High sperm DNA stainability might not be an accurate predictive indicator of male fertility and assisted reproductive technology outcomes. Front Endocrinol (Lausanne). 16, 1510114(2025).
  18. Lu, J. C. High DNA stainability (HDS) should not be recommended as a marker for the detection of sperm DNA damage. Andrologia. 54 (7), e14442(2022).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Medicine

Related Articles