Alle procedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de Mexicaanse Officiële Standaard voor de Zorg en het Gebruik van Proefdieren (NOM-062-ZOO-199) en goedgekeurd door het Institutioneel Comité voor de Zorg en het Gebruik van Laboratoriumdieren (CICUAL) aan de Universidad Nacional Autónoma de México (UNAM), onder protocolnummer 035-CIC-2023. Alle materialen die in de studie zijn gebruikt, worden vermeld in de Materiaaloverzicht.
Bevolkingsdefinitie en verwerving
In totaal werden 30 C57BL/6 muizen (9 vrouwtjes en 21 mannetjes) op postnatale dag 30 (P30), met een initiële lichaamsgewicht van 15–18 g, gebruikt. Muizen werden individueel in kooien gehouden onder gecontroleerde omgevingsomstandigheden: een licht-donkercyclus van 12:12 uur (lichten aan om 6:00 uur), een omgevingstemperatuur van 23 ± 2 °C en een relatieve luchtvochtigheid van 70 ± 10%.
Habituatie
Bij P30 werden de dieren individueel gehuisvest in kooien met ad libitum toegang tot water en standaardvoer. Alle kooien werden milieuvriendelijk verrijkt met kartonnen buizen, en houtkrullen werden als bodembedekking gebruikt. Tijdens de 7-daagse habituatieperiode werden lichaamsgewicht, voedselinname en waterconsumptie elke 24 uur geregistreerd.
Een eetbui-achtige inname
Het experimentele model dat in deze studie wordt gebruikt, is gebaseerd op het intermitterende eetbui-paradigma zoals beschreven door onderzoekers14. Voorafgaand aan groepstoewijzing werden alle dieren gebracht op een vergelijkbaar gemiddeld lichaamsgewicht (17 g) om de basisvariabiliteit te verminderen. De dieren (N = 30) werden vervolgens willekeurig toegewezen aan experimentele groepen met behulp van een digitale "draai-het-wiel"-tool, waarbij individuele proefpersonen werden opgesomd en sequentieel aan een van de drie groepen werden toegewezen. De standaardgroep omvatte vrouwtjes (standaard vrouwelijke groep, SFG; n = 3) en mannen (standaard mannelijke groep, SMG; n = 7), die continu toegang hadden tot standaard voedsel en water. De continue toegangsgroep omvatte vrouwtjes (continue vrouwelijke groep, CFG; n = 3) en mannetjes (continue mannelijke groep, CMG; n =7) met continue ad libitum toegang tot standaard voedsel, water en smakelijk voedsel (M&M's). De groep met intermitterende toegang bestond uit vrouwtjes (intermitterende vrouwelijke groep, IFG; n =3) en mannen (groep intermitterende mannetjes, IMG; n = 7), die ad libitum toegang hadden tot standaard voedsel en water, en drie keer per week (maandag, woensdag en vrijdag) toegang kregen tot smakelijk voedsel gedurende 2 uur (16:00 tot 18:00 uur). Deze voederomstandigheden werden 35 dagen gehandhaafd.
Magnetische stimulatie van het hele lichaam (WB-MS)
Dit stimulatieparadigma werd gekozen op basis van eerdere studies met laagfrequente elektromagnetische velden (50 Hz, 1 mT) in C57BL/6 muizen onder vergelijkbare experimentele omstandigheden20,21. WB-MS werd uitgevoerd met een gepulseerd magnetotherapieapparaat (Dhan 1000, magnetotherapie-eenheid) dat een sinusvormig alterneerd magnetisch veld van 10 Gauss (1 mT) bij 50 Hz genereerde. Voor stimulatiesessies bleven muizen individueel in hun eigen kooien, die tussen twee elektromagnetische platen aan tegenovergestelde zijden van elke kooi werden geplaatst. Om magnetische veldinterferentie te voorkomen, werden metalen onderdelen, waaronder de draadkooi, het rooster en de waterfles, tijdelijk verwijderd tijdens stimulatie. Deze opstelling stelde dieren in staat zich vrij te bewegen tijdens de procedure zonder beperking of extra stress.
Om experimentele consistentie te waarborgen, werden identieke omgangs- en omgevingsomstandigheden gehandhaafd tijdens zowel stimulatie- als niet-stimulatiesessies. Tijdens controlesessies (dagen 15–21) waren de magnetische platen identiek gepositioneerd, maar bleven ze inactief, waardoor mogelijke effecten van hanteren, kooimanipulatie, omgevingsgeluid of plaatsing van elektromagnetische platen werden gecontroleerd.
WB-MS bestond uit dagelijkse blootstellingen van 20 minuten van 15:40 tot 16:00 uur over zeven opeenvolgende dagen (dagen 22–28 van het experimentele protocol), direct voorafgaand aan de eetbui-achtige beoordelingsperiode (16:00–18:00). Van dag 29 tot 35 werden de muizen opnieuw onderworpen aan sessies zonder stimulatie, waarna hun voedselinname werd beoordeeld.
Verzameling vetweefsel
Aan het einde van het experimentele protocol (dag 36, 8:00 uur) werd vetweefsel verzameld van alle experimentele groepen. De SG bestond uit drie vrouwen en twee mannen (n = 5), de CG uit drie vrouwen en drie mannen (n = 6), en de IG uit drie vrouwen en vier mannen (n = 7). Alle dieren werden verdoofd met ketamine (60 mg/kg) en xylazine (5 mg/kg)22, en het ontbreken van een nociceptieve reactie op de teenknijpstimulatie bevestigde een voldoende diepte van de anesthesie. Vervolgens werd een ventrale middenlijnincisie uitgevoerd met een scalpelblad nr. 3, dat door de subcostale, lies- en middenlijnbuikgebieden lies, gevolgd door een zachte laterale terugtrekking van de huid om de buikholte bloot te leggen.
Gonadale, retroperitoneale en subcutane vetweefseldepots werden zorgvuldig geïdentificeerd, ontleed en verwijderd onder gestandaardiseerde omstandigheden om de variabiliteit tussen monsters te minimaliseren. Direct na de dissectie werden de weefsels gewogen met een gekalibreerde analytische balans (maximale capaciteit 220 g, leesbaarheid 0,1 mg), eerder geverifieerd volgens de specificaties van de fabrikant23. Alle monsters werden onder identieke omstandigheden verwerkt over groepen om experimentele consistentie te waarborgen.
Hersenweefselvoorbereiding en immunofluorescentie
Muizen werden 90 minuten na de laatste voedselconsumptie24 minuten geëuthanaseerd. De hersenen werden verzameld na intracardiale perfusie met 4% paraformaldehyde en vervolgens verwerkt voor histologische analyse. Coronale hersendoorsneden (30 μm) werden verkregen met een cryostaat die op −18 °C werd gehouden en werd opgeslagen in PBS met natriumazide tot de verwerking. Een subset mannelijke dieren uit elke experimentele groep werd toegewezen aan hersenweefselvoorbereiding voor immunofluorescentieanalyses (SG, n = 4; CG, n = 4; IG, n = 4), terwijl de overige dieren werden gebruikt voor het verzamelen van vetweefsel. Deze differentiële toewijzing werd a priori bepaald op basis van methodologische vereisten, aangezien intracardiale perfusie met paraformaldehyde resulteert in weefselfixatie die onverenigbaar is met latere vetweefseloogst vanwege verstoring van de integriteit van vetweefsel. Daarom werd de steekproefverdeling uitsluitend bepaald door technische beperkingen en was onafhankelijk van de toewijzing van de experimentele groep of biologische uitkomsten.
Voor c-Fos immunofluorescentie werden secties 72 uur geïncubeerd met een muis monoklonaal anti-c-Fos antilichaam (1:1000, sc-166940) verdund in PBS met 0,25% varkenshuidgelatine en 0,5% Triton X-100, dat diende als blokkerende en permeabilisatieoplossing. De primaire antilichaamincubatie werd 24 uur uitgevoerd bij kamertemperatuur, gevolgd door 48 uur bij 4 °C. Na incubatie werden de secties grondig afgespoeld in PBS en 2 uur geïncubeerd met een donkey polyklonaal anti-muis secundair antilichaam (Alexa Fluor 488-geconjugeerd, 1:500, AB_2338840) verdund in dezelfde oplossing. Ten slotte werden secties op glazen glijbanen gemonteerd met behulp van montagemedium.
Beeldverwerving en kwantificatie
Confocale beeldvorming werd uitgevoerd met een microscoop uitgerust met een 488 nm laser en een 20x objectieflens. Z-stack beelden werden verkregen met NIS-Elements C software en opgeslagen onder gecodeerde identificaties voor blinde analyse. Kwantificering van c-Fos-positieve kernen werd uitgevoerd met behulp van ImageJ (ImageJ 2.9.0 / 1.53t). Alleen volledig opgenomen kernen werden in de tellingen opgenomen, en er werd een kwadrantgebaseerde benadering toegepast om dubbele telling van individuele cellen te voorkomen. Voor elk dier werd één beeld gemaakt van elk van drie onafhankelijke immunogekleurde secties met identieke acquisitieparameters over alle experimentele groepen. Het aantal c-Fos-positieve kernen werd individueel gekwantificeerd voor elk beeld, en de waarden verkregen uit de drie secties die bij hetzelfde dier horen, werden opgeteld. Deze totale waarde werd vervolgens genormaliseerd tot het totale geanalyseerde oppervlak en uitgedrukt als c-Fos-dichtheid (positieve kernen/mm2). Het algemene schema van de gebruikte experimentele procedures is geïllustreerd in Figuur 1A–H.

Figuur 1: Experimenteel ontwerp en tijdlijn van het eet-achtige eetprotocol en de WB-MS-interventie. (A) toont een representatief beeld van een muis dat de initiële huisvestingsomstandigheden aangeeft. In totaal werden 30 muizen (9 vrouwtjes en 21 mannetjes) individueel gehuisvest in huiskooien vanaf P30 en ondergingen ze een habituatieperiode van 1 week. (B) illustreert de dieetcondities die gedurende het eetbui-achtige eetprotocol van experimentele dag 1 tot dag 35 worden toegepast. De controlegroep had ad libitum toegang tot standaard voedsel en water. Continue toegangsgroepen hadden ad libitum toegang tot standaard voedsel, water en smakelijk voedsel. Intermitterende toegangsgroepen hadden ad libitum toegang tot standaard voedsel en water. Tegelijkertijd werd smakelijk voedsel alleen verstrekt op maandag, woensdag en vrijdag van 16:00 tot 18:00 uur. (C) geeft aan dat dieren van dag 15 tot 21 onder dezelfde dieetomstandigheden bleven terwijl magnetische stimulatieplaten onder de kooien werden geplaatst zonder stimulatie (schijnblootstelling). (D) toont aan dat van dag 22 tot 28 WB-MS 20 minuten voor blootstelling aan smakelijk voedsel werd toegediend, terwijl de bijbehorende dieetcondities voor elke groep werden gehandhaafd. (E) geeft aan dat van dag 29 tot 35 WB-MS werd gestopt, hoewel de voedingsomstandigheden ongewijzigd bleven. (F) toont aan dat hersenen werden verzameld op postnatale dag 72 (P72), gevolgd door vetweefselverzameling op postnatale dag 73 (P73). (G) illustreert hersensecties met behulp van een cryostat- en immunohistochemische procedures. Ten slotte toont (H) confocale microscopieanalyse van c-Fos immunoreactiviteit. De afbeeldingen zijn gemaakt door de auteurs met behulp van Biorender, en er is een juiste licentie verkregen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Statistische analyse
Statistische analyses werden uitgevoerd met SPSS versie 25. Omdat normale verdeling niet kon worden aangenomen, werden niet-parametrische tests gedurende het hele onderzoek gebruikt. Verschillen tussen de SG, CG en IG werden geëvalueerd met behulp van de Kruskal–Wallis-test. Herhaalde vergelijkingen binnen elke experimentele groep werden geanalyseerd met behulp van de Friedman-test, gevolgd door meervoudige vergelijkingstests wanneer passend. Vanwege beperkte steekproefgroottes voor bepaalde experimentele eindpunten, met name bij vrouwtjes (n = 3 per groep), werden gegevens van mannelijke en vrouwelijke C57BL/6-muizen samengevoegd voor de analyses in Figuur 2, Figuur 3 en Figuur 4 om de statistische robuustheid te verbeteren en een verkennende beoordeling van experimentele uitkomsten te ondersteunen. Daarnaast werden gepoolde eet-achtige innamegegevens van mannelijke en vrouwelijke C57BL/6-muizen geanalyseerd met behulp van een tweerichtings-ANOVA, gevolgd door meervoudige vergelijkingen om de effecten van experimentele groep en tijd gedurende het voedingsprotocol te evalueren, inclusief de WB-MS stimulatieweek. Statistische significantie werd gedefinieerd als p ≤ 0,05.