Ethische verklaring
Alle dierprocedures zijn beoordeeld en goedgekeurd door het Fujian Ambry Biotechnology Laboratory Animal Ethics Committee goedkeuringsnummer: IACUC FJABR2024031202). Voer alle dierproeven uit volgens het goedgekeurde protocol voor dierenverzorging en gebruik van de institution.
SDD en ibuprofenvoorbereiding
SDD bestaat uit Shixiao San (9 g), Xiangfu (9 g), Moyao (6 g), Guizhi (9 g), Weilingxian (12 g), Shijianchuan (20 g), Yanhusuo (12 g), Danggui (9 g), Liujinu (15 g) en Xiaohuixiang (5 g). Shixiao San bestaat uit Puhuang (4,5 g) en Wulingzhi (4,5 g). Alle kruidencomponenten werden gebruikt als geconcentreerde korrels en staan vermeld in de Materiaalkundige Tafel. Bereid SDD voor door 106 g geconcentreerde granules op te lossen in 200 mL kokend water om een uiteindelijke concentratie van 0,53 g/mL ruwe geneesmiddelequivalent te verkrijgen. Meng grondig totdat de korrels volledig zijn opgelost, laat de oplossing afkoelen tot kamertemperatuur en dien het toe via intragastrische gavage van 2,5 mL/kg per toediening. Bereid de ibuprofen-suspensie voor volgens de vereiste concentratie voor intragastrische gavage. Dien ibuprofen toe met 0,02 g/kg als positieve controlebehandeling.
Dieren en groepering
Gebruik 36 gezonde volwassen vrouwelijke Sprague-Dawley-ratten van specifieke ziekteverwekkervrije kwaliteit, 2–3 maanden oud en met een gewicht van 200 ± 20 g, zonder voorgeschiedenis van zwangerschap of paring. Houd de ratten onder een licht/donkercyclus van 12 uur per 12 uur bij 22 ± 2 °C en 50%–70% relatieve luchtvochtigheid, met vrije toegang tot standaard voedsel en drinkwater. Na 1 week acclimatisatie verdeel je de ratten willekeurig in zes groepen (n = 6 per groep): blank, model, SDD, TEAP, SDD + TEAP en ibuprofengroepen.
Voorbereiding en afhending van het QSBSPD-model
In dit experiment werd het breed geaccepteerde model van OT-geïnduceerde dysmenorroe gebruikt. Kort gezegd werden de ratten-ostruscycli beoordeeld met vaginale uitstrijkjes. Ratten werden als geschikt beschouwd voor opname in het onderzoek als hun oestrouscyclus duurde 4–5 dagen.
Met uitzondering van de blanco groep kregen de ratten in de experimentele groepen dagelijks een subcutane injectie van estradiolbenzoaat en epinefrinehydrochloride gedurende 10 dagen. Na injectie van epinefrinehydrochloride in een dosering van 0,9 mg/kg per dag, werden de ratten blootgesteld aan diverse gecombineerde stimulatie (A: Akoestische stimulatie: ratten werden blootgesteld aan akoestische prikkels (90 dB, 1 kHz) gedurende 5 minuten/tijd, 3–4 keer per dag, met een interval van 2 uur tussen elke keer. B: Lichtstimulatie: ratten werden 5 minuten per tijd, 3–4 keer per dag, blootgesteld aan knipperende lichtstimuli, met een interval van 2 uur ertussen. C: Elektrische stimulatie: ratten werden blootgesteld aan elektrische stimulatie (bifasische vierkante golfpulsen) bij 30–35 V, waarbij wisselstroom 0,3 s per 2 seconden werd toegepast. Deze stimulatie werd 5 minuten per 2 uur toegediend, 2–4 keer per dag. D: Fixatie: ratten werden in een fixatiekooi geplaatst van prikkeldraad, ongeveer 25 cm lang en 5 cm in diameter. Eenmaal in de kooi werden de uiteinden vastgeklemd om de ratten te immobiliseren en hun beweging 2 uur per dag te beperken. Daarnaast kregen de ratten op dag 1 en 10 subcutaan 5,0 mg/kg/dag estradiolbenzoaat toegediend, en op dag 2–9 kregen ze 2,5 mg/kg/dag.
Vanaf de vijfde dag van de estradiolbenzoaatinjectie kregen de ratten 7 dagen lang intragastrische toediening van verschillende medicijnen, tweemaal daags om 10:00 uur en 16:00 uur, behalve de ibuprofengroep, die eenmaal dagelijks om 10:00 uur werd toegediend. In de blanke, model- en TEAP-groepen kregen de ratten 2,5 mL/kg normale zoutoplossing toegediend. In SDD- en TEAP+SDD-groepen kregen de ratten 2,5 mL/kg SDD (bereid als 106 g ruwe drug opgelost in 200 mL water, 0,53 g/mL); Deze dosis werd omgezet van de klinische dagelijkse dosis van 106 g voor volwassenen op basis van de gelijkwaardigheid van het lichaamsoppervlak, wat resulteerde in een rat-equivalente dosis. In de ibuprofengroep kregen de ratten 0,02 g/kg ibuprofen-suspensie. In de TEAP- en TEAP+SDD-groepen kregen de ratten TEAP-stimulatie vanaf de 5e dag na de injectie van estradiolbenzoaat. Bevestig de elektroden aan de bilaterale Jiaogan-, Shenmen-, Neishengzhiqi- en Neifenmi-oorspunten, zoals gedefinieerd volgens een eerder gerapporteerde standaard voor rat-acupointelokalisatie12. Deze punten bevinden zich in de bilaterale oorconhalholte, geïnnerveerd door de nervus vagus. De elektroden waren verbonden met een elektronisch naaldtherapie-instrument, dat een continue golf gedurende 20 minuten (frequentie: 20 Hz; intensiteit: 1 mA) afleverde, eenmaal per dag. De TEAP+SDD-groepratten ondergingen elke dag een TEAP na de eerste SDD-uitgaaf. De laatste TEAP-stimulatie werd uitgevoerd voorafgaand aan de intraperitoneale injectie van OT.
24 uur na de laatste estradiolbenzoaatinjectie, dat wil zeggen op de 11e dag, 1 uur na de laatste intragastrische toediening, behalve bij de blanke en TEAP-groepen, kregen de ratten in andere groepen 2 U OT per rat met intraperitoneale injectie. De ratten in de TEAP-groep kregen na de laatste TEAP-stimulatie intraperitoneale injectie OT in een dosering van 2 U per rat. De ratten in de blanke groep kregen geen OT-injectie. Dit protocol heeft met succes een rattenmodel van QSBSPD vastgesteld. De totale dierselectie, modelvoorbereiding, toedieningsschema, TEAP-stimulatieparameters en oriculaire puntlocaties worden samengevat in Figuur 1.
Wright-Giemsa vlekken
De oestrouscyclus werd bepaald door Wright-Giemsa kleuring van vaginale uitstrijkjes. Een steriel wattenstaafje werd bevochtigd met 0,9% natriumchlorideoplossing en voorzichtig 0,5–1,0 cm in het vaginale kanaal ingebracht. Het uitstrijkje werd 1–2 keer gedraaid om vaginale exfoliatieve cellen te verzamelen, en het monster werd gelijkmatig in één richting op een schoon glazen glaasje gesmeerd. De veeg is aan de lucht gedroogd op kamertemperatuur. Wright-Giemsa kleuroplossing werd toegevoegd om de veeg te bedekken en 5 minuten geïncubeerd. Een gelijke hoeveelheid fosfaatgeborrde zoutoplossing werd vervolgens aan de kleuroplossing toegevoegd, waarna de kleuring nog eens 5 minuten werd voortgezet. De preparaat werd voorzichtig drie keer afgespoeld met ultrazuiver water, aan de lucht gedroogd en onder een lichtmicroscoop onderzocht. Het stadium van de oestrouscyclus werd vastgesteld volgens de dominante celtypen, waaronder genucleeerde epitheelcellen, gecorificeerde epitheelcellen en leukocyten.
Monsterverzameling
Ratten werden in een anesthesie-inductiebox geplaatst met een isofluranconcentratie ingesteld op 3% tot 5%. Nadat de ratten het bewustzijn verloren, werden ze overgebracht naar de operatietafel en onder narcose gehouden met een masker op. De concentratie werd verlaagd tot 1,5% tot 2,5%. De buikvacht van de rat werd met een schaar geknipt en vervolgens gedesinfecteerd met een lokale toepassing van alcohol. Langs de middenbuiklijn werd een incisie van 2–3 cm gemaakt. Eén kant van de baarmoeder, samen met de ligamenten, werd aan de buitenkant verwijderd en het vetweefsel dat aan het baarmoederoppervlak kleefde werd verwijderd. Het baarmoederweefsel werd vervolgens zorgvuldig geïsoleerd. Als de rat na de bemonstering nog leeft, euthanasen deze dan met CO₂-verstikking.
Hematoxyline- en eosinekleuring (HE)
Baarmoederweefsels werden gefixeerd, ingebed in paraffine en gesneden met een dikte van 5 μm. De secties werden twee keer gedurende 10 minuten in xyleen ontwessen. De secties werden vervolgens twee keer in absolute ethanol gehydrateerd, elk 5 minuten, gevolgd door 95%, 90%, 80% en 70% ethanol gedurende 5 minuten elk. De secties werden afgespoeld met ultrazuiver water. Hematoxyline-kleuring werd 5 minuten uitgevoerd, waarna de secties met water werden afgespoeld totdat er geen overtollige kleurstof meer over was. De secties werden 5 minuten ondergedompeld in fosfaatgebuffte zoutoplossing voor het bloeren. De secties werden daarna 1 minuut gekleurd met eosine en afgespoeld met water. Vervolgens werden de secties 10 minuten gedehydrateerd in 95% ethanol en 10 minuten in absolute ethanol, 10 minuten gecleared in xyleen en gemonteerd met neutrale hars. Representatieve beelden werden gemaakt met een lichtmicroscoop of digitale dia-scanner.
Enzym-gekoppelde immunosorbent-assay (ELISA)
Verse baarmoederweefsels werden afgespoeld met voorgekoelde, fosfaatgeborde zoutoplossing om restbloed te verwijderen. Elk weefselmonster werd gewogen, in kleine stukjes gesneden en gehomogeniseerd in voorgekoelde, fosfaatgeborde zoutoplossing met een weefsel-tot-buffer verhouding van 1:9. Het homogenaat werd gecentrifugeerd op 5000 × g gedurende 5–10 minuten bij 4 °C, waarna het supernatant werd verzameld voor latere analyse. De niveaus van IL-1β, IL-6, TNF-α, PGF2α en PGE2 werden gemeten met rat ELISA-kits volgens de instructies van de fabrikant. Alle reagentia en microplaatstrips werden vóór gebruik in evenwicht gebracht tot kamertemperatuur. Standaarden of monsters (50 μL) werden toegevoegd aan de aangewezen putten. Mierikswortelperoxidase-geconjugeerd detectieantilichaam (100 μL) werd aan elke put toegevoegd behalve de blanco putten, en de plaat werd afgesloten en geïncubeerd bij 37 °C gedurende 60 minuten. De vloeistof werd weggegooid en elke put werd vijf keer gewassen met een verdunde wasbuffer. Vervolgens werden 50 μL substraat A en 50 μL substraat B aan elke put toegevoegd, gevolgd door incubatie bij 37 °C in het donker gedurende 15 minuten. Stopoplossing (50 μL) werd vervolgens aan elke put toegevoegd, en de optische dichtheid werd binnen 15 minuten gemeten op 450 nm. De monsterconcentraties werden berekend aan de hand van de standaardcurves.
Kwantitatieve real-time PCR (qRT-PCR)
Totaal RNA werd uit baarmoederweefsel geëxtraheerd met behulp van een totaal RNA-extractie-reagens volgens de instructies van de fabrikant. Kort gezegd werd het weefsel vermalen in vloeibare stikstof en werd 1 ml RNA-extractie-reagens toegevoegd. Het lysaat werd 5 minuten op kamertemperatuur geïncubeerd. Vervolgens werd chloroform (200 μL) toegevoegd, en het mengsel werd krachtig 15 seconden geschud, 5 minuten op kamertemperatuur geïncubeerd en 12 minuten gecentrifugeerd bij 12.000 × g bij 4 °C. De waterige fase werd overgebracht naar een nieuwe buis, voorzichtig gemengd met een gelijk volume isopropanol, en 15 minuten geïncubeerd bij −20 °C. De monsters werden gecentrifugeerd op 12.000 × g gedurende 10 minuten bij 4 °C, het supernatant werd weggegooid en de RNA-pellet werd gewassen met 75% ethanol. De pellet werd aan de lucht gedroogd en opgelost in RNase-vrij water. RNA-concentratie en zuiverheid werden bepaald met behulp van een microvolumespectrofotometer. Genomisch DNA werd verwijderd en cDNA werd gesynthetiseerd volgens de instructies van de reverse transcription reagens. Voor genomische DNA-verwijdering werd het totale RNA geïncubeerd met het genomische DNA-verwijderingsreagens bij 42 °C gedurende 5 minuten en vervolgens op ijs gelegd. Omgekeerde transcriptie werd uitgevoerd bij 50 °C gedurende 15 minuten, gevolgd door 75 °C gedurende 5 minuten om de reactie te beëindigen.
Realtime PCR werd uitgevoerd met een SYBR Green-gebaseerde qPCR-mix. Elke 20 μL reactie bevatte 2 μL cDNA, 0,4 μL forward primer, 0,4 μL reverse primer, 10 μL 2× SYBR qPCR-mengsel en 7,2 μL nucleasevrij water. De qPCR werd uitgevoerd met het volgende cyclusprogramma: 95 °C gedurende 1 minuut; 40 cycli van 95 °C voor 20 s, 56 °C voor 20 s, en 72 °C voor 38 s; gevolgd door smeltcurveanalyse. GAPDH werd gebruikt als interne controle, en de relatieve mRNA-expressie werd berekend met de 2−ΔΔCt-methode . Elk biologisch monster werd gemeten in technische drievoogdingen. De gemiddelde CT-waarde van de technische drievoudige exemplaren werd gebruikt om ΔCt en relatieve mRNA-expressie voor elke biologische replicatie te berekenen. De primersequenties zijn als volgt: PPAR-γ2, forward 5′-CGGAAGCCCTTTGGTGACTT-3′ en reverse 5′-CTCGATGGGCTTCACGTTCA-3′; COX-2, vooruit 5′-AACCAGGTGAACTTCGTCTATTAG-3′ en achteruit 5′-GGTCGGTTTGATGTCACTGTA-3′; GAPDH, vooruit 5′-GGTTGTCTCCTGCGACTTCA-3′ en achteruit 5′-GGTGGTCCAGGGTTTTTCTTACTC-3′.
Statistische analyse
De gegevens werden geanalyseerd met behulp van statistische software. Alle kwantitatieve gegevens werden gepresenteerd als het gemiddelde ± standaarddeviatie. Voor qRT-PCR-analyse werden technische drievoudige exemplaren eerst gemiddeld voor elke biologische replicatie, en werd statistische analyse uitgevoerd met behulp van de biologische replicatatiewaarden. Vergelijkingen tussen meerdere groepen werden uitgevoerd met eenrichtingsanalyse van variantie, gevolgd door Bonferroni post hoc-tests wanneer de data voldeed aan de aannames van normaliteit en homogeniteit van variantie. Statistische significantie werd gedefinieerd als P < 0,05.