Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Visualisering van activatie van het zygotische genoom in individuele cellen van vroege embryo's

397 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/70592

⸱

3 april 2026

 , 
1Department of Biological Sciences, University of South Carolina

In dit artikel

Samenvatting

We beschrijven methoden om beginnende transcriptie te visualiseren tijdens de activatie van het zygotische genoom in individuele cellen tijdens de vroege embryogenese.

Samenvatting

Vroege embryogenese vereist de maternale-naar-zygotische overgang (MZT) die de zygotische genoomactivatie (ZGA) noodzakelijk maakt. Tijdens ZGA worden honderden tot duizenden genen getranscribeerd, wat essentieel is voor verschillende processen in de vroege embryoontwikkeling, waaronder het behouden van embryonale overleving, cellotspecificatie en kiemlaagvorming. Een grote uitdaging bij het bestuderen van ZGA is geweest om ZGA direct te visualiseren in individuele cellen van vroege embryo's. Hier beschrijven we een methode om ZGA direct te visualiseren in individuele cellen van vroege embryo's door metabole labeling van beginnende transcripten met 5-ethynyluridine (5-EU), gevolgd door het conjugeren van de ontluikende EU-RNA's met fluoroforen via klikchemie en het visualiseren ervan in hele mount-embryo's met confocale microscopie, gebruikmakend van Xenopus laevis als model. Deze methode stelde ons in staat om enkelcellige ZGA in hele mount-embryo's te volgen en het heterogene ontstaan van ZGA in ruimte en tijd tijdens de vroege embryogenese te onthullen. Het kan worden gebruikt in andere embryonale systemen of weefsels om gentranscriptie en genoomregulatie op enkelcelniveau te bestuderen.

Inleiding

Tijdens de vroege ontwikkeling ondergaat het embryo de maternale-naar-zygotische overgang (MZT), waarbij de ontwikkelingscontrole geleidelijk wordt overgeschakeld van de maternale factoren naar die van de zygotische genen. De MZT vereist de activatie van het aanvankelijk slapende zygotische genoom, een proces dat zygotisch genoomactivatie (ZGA) wordt genoemd; de genen die tijdens ZGA tot expressie komen, zijn vereist voor vroege celbestemmingsspecificatie, gastrulatie en asvorming 1,2. Belangrijk is dat ZGA in alle metazoa behouden blijft, en de timing van ZGA streng wordt gecontroleerd, hoewel deze varieert tussen soorten 3,4. Ontregeling van ZGA kan ernstige gevolgen hebben, variërend van ontwikkelingsafwijkingen tot embryonaal dood, zoals een miskraam. Daarom is het bestuderen van de mechanismen van ZGA niet alleen belangrijk om de fundamenten van genregulatie te begrijpen, maar heeft het ook belangrijke klinische implicaties.

Een grote uitdaging bij het bestuderen van ZGA is geweest om grootschalige ZGA direct te visualiseren in vroege embryo's en de mechanismen ervan op enkelcellig niveau te onderzoeken. We overwonnen deze uitdaging door een methode te ontwikkelen die metabole labeling van beginnende transcripten tijdens ZGA gebruikt met 5-ethynyluridine (5-EU), gevolgd door conjugatie van de ontluikende EU-RNA's met fluoroforen via klikchemie en visualisatie in hele mount-embryo's met confocale microscopie, waarbij Xenopus laevis als model wordt gebruikt. Het grote Xenopus-embryo (~1,2 mm in diameter) bevat een celgroottegradiënt, en de grootschaal ZGA komt voor rond de mid-blastula-stadia (met aanvang rond stadium 7 en piek rond stadium 9), waardoor het een ideaal model is voor het bestuderen van patronen van ZGA5. Door gebruik te maken van 5-EU-labeling in vroege Xenopus-embryo's, konden we de grootschalige ZGA direct visualiseren en kwantificeren in individuele cellen van whole-mount vroege embryo's, wat ons leidde tot het ontdekken van een nieuw ruimtelijk-temporeel patroon van ZGA dat voornamelijk wordt gereguleerd door celgrootte 5,6.

Hier beschrijven we de details van deze benadering, aangepast uit eerder werk met optimalisaties 5,7, waaronder het fixeren van embryo's na metabole labeling van beginnende transcripten met 5-EU, het conjugeren van beginnende EU-RNA's met een fluorofoor via een klikreactie8, en immunokleuring voor subcellulaire markers, gevolgd door het vrijmaken van de embryo's voor confocale beeldvorming. Deze methode kan worden toegepast op andere embryonale systemen, waaronder zebravis 9,10, of gebruikt worden in sequencing om het beginnende transcriptoom11 te profileren, wat de algemene en brede toepassing ervan ondersteunt in verschillende soorten monsters en analyses. Al met al biedt deze methode een nieuw belangrijk hulpmiddel om genoomregulerende mechanismen in individuele cellen te bestuderen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Het hier beschreven dierenwerk is goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de University of South Carolina.

1. Voorbereiding vóór het starten van het protocol

OPMERKING: Bereid vóór het starten van het protocol de volgende oplossingen voor met RNase-vrij water.

  1. Bereid 1× Tris-gebufferde zoutoplossing (TBS) voor, pH 7,6: 50 mM Tris-HCl en 150 mM NaCl. Stel de pH aan naar 7,6. Bewaar op kamertemperatuur. Gebruik de buffer binnen twee maanden.
  2. Bereid 1× Tris-gebufferde zoutoplossing met Tween 20 (TBST), pH 7,6: voeg Triton X-100 toe bij een eindconcentratie van 0,1% (vol/vol) tot 1× TBS (pH 7,6) bereid met RNase-vrij water. Bewaar op kamertemperatuur. Gebruik de buffer binnen een maand.
  3. Maak 4% paraformaldehyde (PFA)/1× MEM: mix 1 flesje (10 mL) van 16% PFA-voorraad en 4 mL van 10× MEM (1000 mM 3- (N-morfolino)propansulfonzuur [MOPS] pH 7,4, 20 mM EGTA en 10 mM MgSO4). Voeg RNase-vrij water toe aan 40 mL. Aliquot en bewaren bij -20 °C. Gebruik de oplossing binnen 6 maanden.
  4. Bereid 70%, 50% en 25% methanol voor in 0,5× SSC: meng methanol en 0,5× SSC in respectievelijk 3:1, 1:1 en 1:3. Gebruik de oplossing binnen zes maanden.
  5. Bereid bleekoplossing voor: Meng tot een uiteindelijke concentratie van 2% (vol/vol) H2O2, 5% (vol/vol) formamide en 0,5 × SSC in RNase-vrij water. Maak deze oplossing vers voor gebruik.
  6. Bereid blokkeringsoplossing voor: Voeg een uiteindelijke concentratie van 10% (vol/vol) geitenserum en 0,2% (wt/vol) BSA toe in 1× TBST. Bewaar op -20 °C. Gebruik de oplossing binnen 6 maanden.
  7. Bereid BABB clearing reagens voor: Meng 1 deel benzylalcohol (BA) en 2 delen benzylbenzoaat (BB). Bewaar op kamertemperatuur. Gebruik de oplossing binnen 6 maanden.

2. Het vaststellen van de 5-EU-microgeïnjecteerde embryo's

  1. Om 5-ethynyl-uridine (5-EU) in 1-cel embryo's te microinjecteren, volg je de eerder beschreven procedures11. Laat de embryo's zich ontwikkelen tot de gewenste stadia van ZGA, bijvoorbeeld stadium 9 wanneer ZGA actief voorkomt in de meeste cellen van het embryo.
  2. Om de 5-EU-microgeïnjecteerde embryo's te fixeren, voeg je eerst ongeveer 1,8 mL 4% PFA/1× MEM toe aan een 2-mL scintillatieglasflesje. Gebruik vervolgens een plastic transferpipet om ~20 embryo's in het glazen flesje te plaatsen. Minimaliseer de hoeveelheid kweekmedium die aan het glazen flesje wordt toegevoegd.
  3. Vul het glazen flesje tot aan de rand met een extra PFA/1× MEM. Sluit het flesje met de dop; Er mogen geen luchtbellen achterblijven.
  4. Plaats het glazen flesje op een rotator en draai het embryo op lage snelheid (bijvoorbeeld 10 toeren) minstens 2 uur op kamertemperatuur.
  5. Gebruik een pipet om het fixatiemiddel voorzichtig te verwijderen. Vul het glazen flesje met 100% methanol. Plaats het glazen flesje op een rotator en draai de embryo's 5 minuten op een lage snelheid.
  6. Verwijder voorzichtig de methanol en voeg nieuwe methanol toe. Herhaal de rotatie en uitdroging minstens twee keer zodat de embryo's volledig uitgedroogd zijn.
  7. Bewaar de embryo's in methanol bij -20 °C.
    OPMERKING: Het protocol kan hier worden gepauzeerd. Laat de embryo's minstens 2 dagen in methanol blijven voordat je doorgaat met de volgende stappen. Embryo's kunnen binnen 2 maanden worden gebruikt.

3. Het conjugeren van beginnende RNA's met een fluorofoor via klikreactie

  1. Om de embryo's te rehydrateren, verwijder eerst de methanol uit het glazen flesje, voeg dan 2 ml 75% methanol toe in 0,5× SSC en sluit het flesje met de dop. Plaats het glazen flesje op een rotator en draai de embryo's 5 minuten op een lage snelheid.
  2. Verwijder de vloeistof in het glazen flesje na het draaien. Herhaal bovenstaande stap achtereenvolgens door 50% methanol te gebruiken in 0,5× SSC, 25% methanol in 0,5× SSC en 0,5× SSC. Om de embryo's volledig te rehydrateren, herhaal je de laatste wasbeurt minstens twee keer met 0,5× SSC.
  3. Voeg 2 ml vers bereide bleekoplossing (2% H2O2 en 5% formamide in 0,5× SSC) toe aan het glazen flesje. Zet het glazen flesje op een stuk aluminiumfolie en plaats het vervolgens onder een LED-lamp op een afstand die de monsters niet oververhit.
  4. Bleek de embryo's onder het licht totdat alle pigmenten wit zijn, wat meestal 5–6 uur duurt. Let op dat door de afbraak van H2O2 in O2, kleine luchtbelletjes ontstaan die de embryo's kunnen laten zweven. Controleer de embryo's periodiek (bijvoorbeeld elke 30 minuten) en draai het glazen flesje voorzichtig zodat de embryo's in de bleekoplossing kunnen zakken.
  5. Verwijder voorzichtig de bleekbeschermer. Voeg 2 ml 0,5× SSC toe om de embryo's snel te spoelen. Herhaal de snelle spoeling indien nodig.
  6. Voeg 2 ml van 1× TBST toe aan het glazen flesje. Plaats het glazen flesje op een rotator en draai de embryo's 1 uur lang op een lage snelheid. Verwijder de vloeistof in het glazen flesje na het draaien.
  7. Herhaal bovenstaande stap minstens 5 keer. Let op dat grondige wassen van de embryo's cruciaal is voor de volgende stappen.
  8. Voeg 2 ml van 1× TBC toe aan het glazen flesje. Plaats het glazen flesje op een rotator en draai de embryo's 5 minuten op een lage snelheid. Verwijder de vloeistof in het glazen flesje na het draaien.
  9. Herhaal bovenstaande stap nog een keer zelf.
  10. Bereid het mengsel voor voor klikreactie in een 1,5 mL microcentrifugebuis door de volgende reagentia toe te voegen om de uiteindelijke concentraties van 100 mM Tris-HCl (pH 8,5), 1 mM CuSO4, 25 μM tetramethylrhodamine (TAMRA)-azide en 100 mM ascorbinezuur te bereiken. Voeg als laatste ascorbinezuur toe aan de reactie. Pipetteer op en neer om goed te mengen.
  11. Voeg 200 μL reactiemengsel toe aan de embryo's in het glazen flesje. Zorg ervoor dat het reactiemengvolume voldoende is om alle embryo's in het flesje te dompelen. Incubeer 12 uur op kamertemperatuur in het donker.
  12. Verwijder voorzichtig de klikreactiemix. Let op dat niet-specifieke fluorescentie op de embryo's kan worden waargenomen. Spoel de embryo's snel twee keer af met 1× TBST, en was ze daarna minstens 5 keer met 1× TBST, waarbij je de oplossing elke 1 uur ververst zoals hierboven beschreven.
  13. Blijf de embryo's wassen door elke 2 uur 1× TBST te vervangen en laat ze een nacht op 4 °C op een rotator staan. Stop met wassen wanneer niet-specifieke fluorescentie nauwelijks zichtbaar is. Let op: omdat de resten van de klikreactie schadelijk kunnen zijn voor downstream immunokleuring, moet je ervoor zorgen dat de embryo's 1–2 dagen grondig worden gewassen voordat je doorgaat met de volgende stappen.

4. Immunokleuring van embryo's met subcellulaire markers (optioneel)

  1. Om de embryo's te blokkeren, verwijder je de 1× TBST uit het glazen flesje in de laatste wasstap hierboven, en voeg je 200 μL van de blokkerende oplossing toe (10% geitenserum/0,2% BSA/1× TBST). Wikkel het glazen flesje in een stuk aluminiumfolie om de embryo's tegen licht te beschermen. Plaats het glazen flesje op een nutator en schud de embryo's voorzichtig minstens 1 uur op kamertemperatuur (of 's nachts bij 4 °C).
  2. Verdun het primaire antilichaam (bijv. anti-H3 antilichaam) op 1:1.000 in 200 μL van 10% geitenserum/1× TBST. Voeg het verdunde antilichaam toe aan het glazen flesje en wikkel het glazen flesje in een stuk aluminiumfolie. Breng de embryo's een nacht uit op 4 °C op een nutator met lage snelheid.
  3. Verwijder voorzichtig het antilichaam uit het glazen flesje. Spoel de embryo's snel twee keer af door 2 ml 1× TBST in het glazen flesje te doen en het te verwijderen.
  4. Voeg 2 ml 1× TBST toe aan het glazen flesje en wikkel het dan in een stuk aluminiumfolie. Plaats het glazen flesje op een rotator en draai de embryo's 1 uur lang op een lage snelheid. Verwijder de vloeistof in het glazen flesje na het draaien.
  5. Herhaal bovenstaande stap minstens 5 keer.
  6. Verdun het secundaire antilichaam (bijv. het konijn Alex Fluor 488-antilichaam) tot 1:1.000 in 200 μL van 10% geitenserum/1× TBST. Als DNA-kleuring nodig is, verdun dan de DNA-kleurstof (bijv. TO-PRO-3) samen met het secundaire antilichaam.
  7. Voeg het verdunde antilichaam toe aan het glazen flesje en wikkel het in aluminiumfolie. Breng de embryo's een nacht uit op 4 °C op een nutator met lage snelheid.
  8. Verwijder voorzichtig het antilichaam uit het glazen flesje. Spoel de embryo's snel twee keer af door 2 ml 1× TBST in het glazen flesje te doen en het te verwijderen.
  9. Voeg 2 ml 1× TBST toe aan het glazen flesje en wikkel het dan in een stuk aluminiumfolie. Plaats het glazen flesje op een rotator en draai de embryo's 1 uur lang op een lage snelheid.
  10. Herhaal bovenstaande stap minstens 5 keer.

5. Het verwijderen van embryo's vóór confocale beeldvorming

  1. Om de embryo's te dehydrateren, verwijder je voorzichtig de buffer in het glazen flesje na de laatste wasbeurt en voeg je 2 ml 100% methanol toe. Wikkel het glazen flesje in aluminiumfolie, plaats het op een rotator en laat de embryo's 5 minuten op lage snelheid draaien. Verwijder de vloeistof in het glazen flesje na het draaien.
  2. Herhaal bovenstaande stap minstens 5 keer.
  3. Om de embryo's volledig te dehydrateren, herhaal je bovenstaande stap minstens 5 keer met 2 ml 100% watervrij methanol.
  4. Verwijder voorzichtig zoveel mogelijk methanol uit het glazen flesje.
  5. Gebruik een glazen pipet om langzaam 500 μL van het reinigingsreagens BABB toe te voegen aan het glazen flesje. De embryo's drijven in de BABB en wachten 10 minuten totdat alle embryo's op de bodem van het glazen flesje zijn neergedaald. Let op dat de embryo's bijna onzichtbaar worden, en verwijder de BABB voorzichtig zonder de embryo's te beschadigen.
  6. Herhaal bovenstaande stap minstens nog twee keer, of totdat er geen schlieren-lijnen meer zichtbaar zijn. Om de embryo's volledig te verwijderen, bewaar ze 1–2 dagen in BABB voordat je beeldvorming neemt.
  7. Maak beeldkamers door een klein vierkant (bijvoorbeeld ~5 mm × 5 mm) van de VHB-band af te snijden met een dikte van ~ 1,1-1,2 mm (vergelijkbaar met de grootte van het embryo) en een grootte van ~10 mm × 10 mm, gevolgd door het vastzetten op een 24 mm × 40 mm dekplaat.
  8. Breng de vrijgemaakte embryo's voorzichtig over in de kamer en bedek ze vervolgens met een ander afdekglas. De embryo's zullen zich in de sandwich van dekglazen bevinden zodat beide zijden kunnen worden afgebeeld.
  9. Voer beeldvorming uit onder een confocale microscoop.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Xenopus laevis-embryo's in het 1-celstadium werden gemicroïnjecteerd met 5-EU, en embryo's in stadium 9 werden gefixeerd wanneer grootschalige ZGA door het hele embryo plaatsvond. De embryo's werden verwerkt volgens het hierboven beschreven protocol. Ontluikende RNA's in embryo's werden gelabeld met TAMRA-azide via een klikreactie, histon H3 werd gelabeld met antihiston H3-antilichaam, en DNA werd gelabeld met TO-PRO-3. Embryo's werden onder de confocale microscoop gefotografeer...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

ZGA vertegenwoordigt een van de meest kritieke overgangen tijdens de vroegste stadia van embryoontwikkeling 2,3. Hier hebben we gedetailleerde procedures beschreven voor het voorbereiden van monsters om ZGA direct te visualiseren in vroege Xenopus-embryo's in een hele mount, waaronder het fixeren van 5-EU-microgeïnjecteerde embryo's, het conjugeren van beginnende RNA's met een fluorofoor via klikreactie, immunokleuring v...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteur verklaart geen concurrerende belangen.

Dankbetuigingen

Wij danken het Matthew Good-lab aan de University of Pennsylvania voor de training. Dit werk werd deels ondersteund door het Eunice Kennedy Shriver National Institute of Child Health and Human Development (R03HD105802).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
16% Paraformaldehyde (PFA)EMS15710-SVoor het maken van de fixatieoplossing
20× SSCMediatechMT46-020-CMVoor het maken van de bleekoplossing
3D nutating mixerVWR76595-802Voor nutterende embryo's
9 mm Screw-Thread Vials (2 mL)VWR46610-722Voor het verwerken van embryo's
Anti-Histone H3 antibodyAbcamab1791Voor immunokleuring
Ascorbic acidSigma-AldrichA7506Voor het maken van de click reactie
Benzyl alcoholSigma-Aldrich305197Voor het verhelderen van embryo's
Benzyl benzoateACROS Organics105860010Voor het verhelderen van embryo's
Bovine serum albumin (BSA)Sigma-AldrichA3059Voor het maken van de blokkeringsoplossing
Caps for 9 mm Screw-Thread Vials (2 mL)VWR46610-712Voor het verwerken van embryo's
Coverglass (24 mm × 40 mm)VWR48393-060Voor het maken van de beeldvormingskamer
CuSO4Sigma-Aldrich61230Voor het maken van de click reactie
Ethylenebis (oxyethylenenitrilo)tetraacetic acid (EGTA)Thermo Fisher ScientificAC409915000Voor het maken van de fixatieoplossing
Fiji ImageJNIHVoor beeldverwerking
FormamideThermo Fisher ScientificAC181090010Voor het maken van de bleekoplossing
Glass Pasteur pipetsVWR14673-010Voor het overbrengen van BABB
Goat anti-rabbit Alex Fluor 488 secondary antibodyThermo Fisher ScientificA27034Voor immunokleuring
Goat serumAbcamab7481Voor het maken van de blokkeringsoplossing
Hydrogen peroxideSigma-AldrichH1009Voor het maken van de bleekoplossing
Magnesium sulfate (MgSO4)Thermo Fisher ScientificM65-500Voor het maken van de fixatieoplossing
MethanolThermo Fisher ScientificA4524Voor het dehydrateren van embryo's
Methanol, anhydrousSigma-Aldrich322415Voor het dehydrateren van embryo's
MOPSThermo Fisher ScientificAC172631000Voor het maken van de fixatieoplossing
Multi-mode nutating mixerVWR76595-812Voor nutterende embryo's
Plastic transfer pipetteThermo Fisher Scientific13-711-9AMVoor het overbrengen van embryo's
Razor bladeThermo Fisher Scientific18-100-970Voor het snijden van tapes
RNase-free waterThermo Fisher ScientificBP561-1Voor het maken van Rnase-vrije oplossingen
Roto-Mini PLUS (rotator)VWR470313-912Voor het roeren van embryo's
Tetramethylrhodamine (TAMRA)-azideAbcamab146486Voor het maken van de click reactie
TO-PRO-3Thermo Fisher ScientificT3605Voor het kleuren van DNA
Triton X-100Sigma-Aldrich10789704001Voor het maken van de wasbuffer
Trizma Base (Tris Base)Sigma-AldrichT1503Voor het maken van de Tris buffer
VHB 3M GPH-110GF Tapes (45 mil.)VWR76524-608Voor het maken van de beeldvormingskamer
Zeiss LSM 700 confocal microscopeZeissVoor confocale beeldvorming

Referenties

  1. Kojima, M. L., Hoppe, C., Giraldez, A. J. The maternal-to-zygotic transition: Reprogramming of the cytoplasm and nucleus. Nat Rev Genet. 26 (4), 245-267 (2025).
  2. Vastenhouw, N. L., Cao, W. X., Lipshitz, H. D. The maternal-to-zygotic transition revisited. Development. 146 (11), dev161471(2019).
  3. Jukam, D., Shariati, S. A. M., Skotheim, J. M. Zygotic genome activation in vertebrates. Dev Cell. 42 (4), 316-332 (2017).
  4. Palfy, M., Joseph, S. R., Vastenhouw, N. L. The timing of zygotic genome activation. Curr Opin Genet Dev. 43, 53-60 (2017).
  5. Chen, H., Einstein, L. C., Little, S. C., Good, M. C. Spatiotemporal patterning of zygotic genome activation in a model vertebrate embryo. Dev Cell. 49 (6), 852-866.e7 (2019).
  6. Chen, H., Good, M. C. Nascent transcriptome reveals orchestration of zygotic genome activation in early embryogenesis. Curr Biol. 32 (19), 4314-4324.e7 (2022).
  7. Chen, H., Good, M. C. Imaging nascent transcription in whole-mount vertebrate embryos to characterize zygotic genome activation. Methods Enzymol. 638, 139-165 (2020).
  8. Jao, C. Y., Salic, A. Exploring RNA transcription and turnover in vivo by using click chemistry. Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (41), 15779-15784 (2008).
  9. Chan, S. H., et al. Brd4 and P300 confer transcriptional competency during zygotic genome activation. Dev Cell. 49 (6), 867-881.e8 (2019).
  10. Adar-Levor, S., et al. Cytokinetic abscission is part of the midblastula transition in early zebrafish embryogenesis. Proc Natl Acad Sci U S A. 118 (15), e2021210118(2021).
  11. Chen, H. Quantifying nascent transcription in early embryogenesis. Methods Mol Biol. 2923, 143-162 (2025).
  12. Harland, R. M. In situ hybridization: An improved whole-mount method for Xenopus embryos. Methods Cell Biol. 36, 685-695 (1991).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Analyse van enkelcellenvroege embryogenesematernale zygotische transitielabelen van pasgevormde transcripten5-ethynyluridineclickchemieconfocale microscopieXenopus laevis-embryo'sgenoomregulatie
Visualisering van activatie van het zygotische genoom in individuele cellen van vroege embryo's
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.