Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Vaststelling van een muismodel van nierfibrose via unilaterale ischemie-reperfusieschade en vertraagde contralaterale nefrectomie

385 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/70598

⸱

22 mei 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pulmonary and Critical Care Medicine, Guangzhou Chest Hospital, Institute of Tuberculosis, Guangzhou Medical University, 2Department of Urology, The First Affiliated Hospital of Shandong First Medical University & Shandong Provincial Qianfoshan Hospital, 3Department of Transplantation, Nanfang Hospital, Southern Medical University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Hier wordt een protocol gepresenteerd om een muismodel van nierfibrose op te stellen met behulp van unilaterale ischemie-reperfusieletsel gevolgd door vertraagde contralaterale nefrectomie. Deze strategie maakt longitudinale studies mogelijk van de AKI-naar-CKD-overgang en een nauwkeurige beoordeling van de resterende nierfunctie aan het eindpunt.

Samenvatting

Nierischemie-reperfusieschade (IRI) draagt bij aan acuut nierletsel (AKI) en is een belangrijke factor in de progressie van chronische nierziekte (CKD). Een reproduceerbaar diermodel is noodzakelijk om de evaluatie van maladaptieve herstel- en fibrosemechanismen te vergemakkelijken. Hier wordt een standaard muismodel van nierfibrose gerapporteerd, vastgesteld door unilaterale ischemie-reperfusieschade (uIRI) gevolgd door contralaterale nefrectomie (CNx). Deze strategie zorgt voor een langetermijnoverleving van dieren tijdens het ziekteverloop en maakt een nauwkeurige beoordeling mogelijk van de resterende nierfunctie van de beschadigde nier op het moment van oogst. Mannelijke C57BL/6-muizen werden 28 minuten blootgesteld aan warme ischemie bij 37 °C, en een CNx werd uitgevoerd 24 uur voor elk studie-eindpunt. Muizen werden geofferd voor histologische en immunohistochemische evaluaties op de volgende tijdstippen: 2 dagen, 5 dagen, 1 week, 2 weken, 3 weken en 4 weken na IRI. Op de postoperatieve dagen 2 en 5 vertoonden de nieren voornamelijk buisnecrose, met name bij de corticomedullaire overgang, zonder bewijs van interstitiële fibrose. Vanaf een week na de operatie werden deze pathologische kenmerken vervangen door inflammatoire celinfiltratie en vroege tubulaire atrofie; Interstitiële fibrose kwam ook naar voren en bereikte haar hoogtepunt in de tweede week. Tijdens de derde en vierde week na de operatie vertoonden de nieren wijdverspreide tubulaire atrofie die overeenkomt met disuse-atrofie. Opvallend is dat interstitiële fibrose verminderd was ten opzichte van de tweede week, wat wijst op progressie naar de rustende, hypocellulaire littekenfase. Dit model reproduceert effectief de klinische scenario's van de overgang van AKI naar CKD en biedt een betrouwbaar platform om fibrotische mechanismen te verkennen en therapeutische interventies te screenen.

Inleiding

Nierischemie-reperfusieschade (IRI) is een van de cruciale factoren die in deklinische setting leiden tot acuut nierletsel (AKI). Veelvoorkomende oorzaken zijn niertransplantatie (waarbij koude en warme ischemie gevolgd worden door reperfusie van de donornier), cardiovasculaire of nieroperaties die tijdelijke vasculaire occlusie vereisen, en systemische hypoperfusietoestanden veroorzaakt door ernstig trauma, een grote bloeding of sepsis2.

De pathofysiologie van IRI omvat een complex bifasisch proces. Aanvankelijk leidt tijdens de ischemische fase de onderbreking van zuurstof- en voedingsstoffentoevoer tot metabole derangement, ATP-depletie en cytoskeletverstoring in niertubulaire epitheelcellen (TEC's)3. Vervolgens veroorzaakt het herstel van de bloedstroom tijdens reperfusie, hoewel noodzakelijk voor het herstel van het ischemische weefsel, een complexere "secundaire belediging." 4 Deze fase van de schade wordt veroorzaakt door een kettingreactie van gebeurtenissen, waaronder oxidatieve stress door de uitbarsting van reactieve zuurstofsoorten (ROS), endotheeldisfunctie, massale infiltratie van ontstekingscellen (zoals neutrofielen en macrofagen) en activatie van het complementsysteem3. Deze complexe cascades verergeren samen de apoptose en necrose van TEC's, en vormen de primaire pathologische presentatie van AKI.

Opmerkelijk is dat IRI niet beperkt is tot acuute, omkeerbare schade. Sterk bewijs wijst erop dat onvolledige of maladaptieve reparatie na renale IRI een kernmechanisme is dat de overgang naar langdurige chronische pathologie aandrijft. Onder fysiologische omstandigheden start de nier na de AKI een herstelprogramma, dat effectief beschadigde cellen verwijdert en de proliferatie en differentiatie van overlevende TEC's bevordert om de structuur en functie van de beschadigde tubuli te herstellen. Echter, na een ernstige of herhaalde IRI-insult kan dit herstelproces ontregeld raken, wat uiteindelijk leidt tot tubulaire atrofie, nierinterstitiiële fibrose en het versnellen van de ontwikkeling en progressie van chronische nierziekte (CKD)5,6.

Daarom zijn het verduidelijken van de mechanismen van de overgang van AKI naar CKD en het ontwikkelen van therapeutische interventies dringend noodzakelijk. Knaagdiermodellen, met name muismodellen, zijn essentieel en onmisbaar geworden in vivo. Hulpmiddelen voor het bestuderen van post-IRI fibrose vanwege hun goed gedefinieerde genetische achtergronden en gelijkenis met de progressie van de menselijke ziekte. Echter, er bestaat aanzienlijke heterogeniteit in de huidige IRI-methodologieën (bijv. duur van ischemie, temperatuurbeheersing, unilateraal versus bilateral letsel), wat leidt tot slechte reproduceerbaarheid en beperkte vergelijkbaarheid tussen studies7.

Om deze uitdagingen aan te pakken, beschrijft de huidige studie een gestandaardiseerd protocol voor een aangepast unilateraal ischemie-reperfusieletsel (uIRI)-model. Ook omvat dit protocol een contralaterale nefrectomie (CNx) die 24 uur voor het eindpunt van het onderzoek wordt uitgevoerd. Deze strategie overwint de hoge sterfte die gepaard gaat met bilaterale ischemie en maakt tegelijkertijd een nauwkeurige beoordeling mogelijk van de resterende nierfunctie en de fibrotische progressie in de beschadigde nier. Dit model recapituleert nauwkeurig de dynamische overgang van AKI naar CKD en biedt een robuust in vivo platform voor mechanistische verkenning en therapeutische screening.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierproeven werden uitgevoerd in overeenstemming met de Reglementen voor de Administratie van Zaken betreffende Proefdieren. Het experimentele protocol werd goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van Guangzhou Jennio Biotech Co., Ltd. (Goedkeuringsnummer JENNIO-IACUC-2025-A053). Alle procedures werden uitgevoerd in strikte overeenstemming met de Gids voor de Verzorging en het Gebruik van Laboratoriumdieren en de institutionele richtlijnen, volledig in overeenstemming met de 3R-principes. De tijdlijn van de studie, inclusief de punten van het offeren en het verzamelen van monsters, wordt samengevat in Figuur 1.

1. Voorbereiding van dieren en instrumenten

  1. Gebruik mannelijke C57BL/6 muizen (8 weken oud, 20–25 g) die worden gehuisvest in specifieke pathogenevrije (SPF) faciliteiten voor het onderzoek.
  2. Verdeel de muizen willekeurig in de uIRI-groep en de Sham-groep. Voor elk van de zes aangewezen tijdspunten (2 dagen, 5 dagen, 1 week, 2 weken, 3 weken en 4 weken) verdeel je n = 4 muizen per groep.
    OPMERKING: Muizen werden onderhouden op een 12-uur licht/12-uur donkercyclus met vrije toegang tot voedsel en water. Ze waren minstens een week gewend aan de laboratoriumomgeving voorafgaand aan de experimenten.
  3. Steriliseer alle chirurgische instrumenten via .Hoogdrukstoomautoclaving vóór gebruik.
  4. Houd de kerntemperatuur strikt op 37,0 °C ± 0,5 °C met behulp van een homeothermisch monitoringsysteem uitgerust met een rectale sonde voor continue temperatuurmonitoring. Plaats de gesmeerde sonde direct na inleiding van de anesthesie in het rectum en houd deze gedurende de procedure op zijn plaats.
  5. Verdoof muizen met een gasanesthesiesysteem voor kleine dieren met isoflurane (5% voor inductie, 1,5% voor onderhoud, met een zuurstofstroom van 1,0 L/min via een gekalibreerde verdamper).
    OPMERKING: Bevestig diepe narcose door het ontbreken van een pedaalterugtrekkingsreflex. Alle chirurgische ingrepen mogen pas worden uitgevoerd nadat de muis een staat van diepe anesthesie heeft bereikt.
  6. Scheer de vacht op de linker rugflank.

2. Chirurgische ingreep

  1. uIRI-model (Dag 0)
    1. Plaats de muis in rechter laterale decubitus om de linkerflank bloot te leggen.
    2. Maak een lengtesnee van 1 tot 1,5 cm op de linker rug, gevolgd door een spierincisie om de retroperitoneale ruimte binnen te gaan.
    3. Duw voorzichtig de linker nier uit met een steriel wattenstaafje dat is bevochtigd met zoutoplossing.
      OPMERKING: De nier mag alleen worden verplaatst door het peri-niervetkussen te manipuleren of steriele wattenstaafjes te gebruiken. Een tang mag nooit het nieroppervlak aanraken.
    4. Ontleed voorzichtig de nierpedicle met fijne pincetten om de nierslagader en ader te isoleren van het omliggende bindweefsel.
    5. Klem de linker nierpedicle af met een niet-traumatische vaatvormige microclip om ischemische op te wekken.
      OPMERKING: De dissectie van de nierpedicle moet schoon en volledig worden uitgevoerd. De procedure moet de ureter expliciet uitsluiten van de clamptoepassing. Onbedoeld ureterale klemmen zou een hybride IRI/Unilaterale Ureterale Obstructie (UUO) beschadiging veroorzaken, wat mogelijk een permanent obstructief component introduceert.
    6. Start direct na het klemmen een timer. De duur van ischemie is strikt vastgesteld op 28 minuten.
    7. Controleer de ischemie visueel: de nierkleur zou binnen enkele seconden moeten veranderen van felrood naar donkerpaars.
    8. Bedek de nier met steriel gaas, doordrenkt met warme zoutoplossing.
    9. Na 28 minuten verwijder je de klem om reperfusie te starten.
    10. Controleer de reperfusie visueel: de nierkleur zou binnen enkele minuten weer roze/rood moeten worden.
    11. Breng de nier voorzichtig terug in de buikholte.
    12. Sluit de spierlaag met 5-0 absorberbare hechtingen en de huidincisie met 5-0 nylon hechtingen.
  2. Sham-operatie (Dag 0)
    1. Voer dezelfde stappen uit voor anesthesie, incisie en nierexteriorisatie als beschreven in stap 2.1.
    2. Ontleed de nierpedicle, maar klem de vaten niet af.
    3. Houd de nier even lang (28 minuten) buiten voordat je hem terugbrengt naar de buikholte en de incisie sluit.
  3. CNx-operatie
    OPMERKING: Voer CNx 24 uur voor het geplande eindpunt van de monsterafname uit voor elke specifieke groep om de restfunctie van de beschadigde nier te beoordelen.
    Voor de 2-daagse groep: Voer CNx uit op dag 1 na IRI.
    Voor de 5-daagse groep: Voer CNx uit op dag 4 na de IRI.
    Voor de groep van één week: Voer CNx uit op dag 6 na de IRI.
    Voor de groep van 2 weken: Voer CNx uit op dag 13 na de IRI.
    Voor de 3-weken groep: Voer CNx uit op dag 20 na IRI.
    Voor de groep van 4 weken: Voer CNx uit op dag 27 na IRI.
    1. Verdoof de muis zoals beschreven in stap 1.5. Daarna scheer en desinfecteer je de rechter dorsale flank.
    2. Maak een kleine incisie in de flank aan de rechterkant om de rechternier bloot te leggen.
    3. Verwijder de rechternier en snijd voorzichtig de nierpedicle uit.
    4. Ligaer de nierpedikel (arterie, ader en ureter) strak met een 4-0 niet-absorberbare zijden hechting.
    5. Verwijder de rechternier distaal van de ligatuur.
      OPMERKING: Zorg ervoor dat er geen actieve bloeding uit de stomp is.
    6. Breng de pedikelstomp terug in de buikholte en sluit de incisie zoals beschreven in stap 2.1.12.
    7. Laat de muis herstellen op een warmtemat.

3. Postoperatieve zorg en monitoring

  1. Houd de muizen op het verwarmingskussen totdat ze volledig bij bewustzijn en mobiliteit zijn.
  2. Breng de muizen terug naar schone kooien met gemakkelijk toegankelijk voer en water.
  3. Houd dagelijks de gezondheidstoestand van de muizen in de gaten.
    1. Controleer dagelijks op sterfte.
    2. Houd in de gaten op veranderingen in verzorging, tekenen van stress of pijn, en houding.
    3. Controleer de incisies op tekenen van infectie, ontsteking of dehiscentie.

4. Postoperatieve beoordelingen

  1. Monsterverzameling
    OPMERKING: Muizen werden geofferd op aangewezen tijdstippen: 2 dagen, 5 dagen, 1 week, 2 weken, 3 weken en 4 weken na IRI om de voortgang van blessure en fibrose te evalueren.
    1. Doof de muizen met 3% isofluran.
    2. Verzamel bloedmonsters voor serumbiochemische analyse (indien nodig).
    3. Euthanaser de muizen door een cervicale dislocatie.
    4. Oogst de linker (gewonde) nier snel.
    5. Snijd het nierweefsel door: fixeer één portie in commerciële 4% paraformaldehyde voor histologische analyse, en vries het resterende weefsel in vloeibare stikstof en bewaar bij -80 °C voor moleculaire analyse.
  2. Weefselverwerking en doorsnijding
    1. Dehydrateer, maak schoon en inbed de gefixeerde weefsels in paraffinewas, strikt volgens het weefselverwerkingsprotocol beschreven door Feldman en Wolfe8.
    2. Snijd de paraffineblokken op een dikte van 4 μm met behulp van een roterende microtoom.
    3. Bevestig de weefselsecties op glazen glaasjes en bak ze 2 uur op 60 °C om de hechting van het weefsel te waarborgen.
  3. Hematoxyline en eosine (H&E) kleuring
    1. Deparaffiniseer de weefselslides in xyleen en hydrateer ze via een dalende gegradueerde ethanolreeks naar gedestilleerd water.
    2. Voer H&E-kleuring uit om morfologische schade te beoordelen. Voer de beits- en wasstappen precies uit zoals beschreven in het gestandaardiseerde protocol van Feldman en Wolfe8.
    3. Dehydrateer de bevlekte dia's met een harshol montagemedium, maak het schoon en bedek ze met een harsachtige montagemedium.
  4. Massons Trichrome beitsing
    1. Deparaffiniseer en hydrateer de weefselsecties tot gedestilleerd water.
    2. Breng de beits, nucleaire, cytoplasmatische en collageenkleurstoffen achtereenvolgens aan om collageenafzetting en nierfibrose te beoordelen. Volg de exacte incubatietijden en wasstappen van reagens zoals beschreven door Islam en Kumar9.
    3. Spoel, droog, maak schoon en bedek de glaasjes voor microscopisch onderzoek.
  5. Immunohistochemie (IHC)
    1. Deparaffiniseer en hydrateer de weefselsecties.
    2. Voer warmte-geïnduceerde epitoopwinning uit met een 10 mM natriumcitraatbuffer met 0,05% Tween-20 (pH 6,0) zoals beschreven door Magaki et al.10.
    3. Blokkeer endogene peroxidase-activiteit door de secties te incuberen in 3% waterstofperoxide.
    4. Blokkeer niet-specifieke bindingsplaatsen met 5% rundserumalbumine in PBS gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur.
    5. Incubeer de secties met het anti-alfa-gladde spier actine (α-SMA) primaire antilichaam (1:400 verdunning) een nacht bij 4 °C.
    6. Was de glaasjes en incubeer ze 1 uur op kamertemperatuur met het secundaire antilichaam.
    7. Visualiseer het doelantigeen met DAB en contrasteer met hematoxyline, volgens de procedurele stappen van Magaki et al.10.
    8. Droog de dia's uit, maak ze schoon en bedek ze voor de definitieve beeldvorming.

5. Statistische analyse

  1. Presenteer alle kwantitatieve gegevens als gemiddelde ± standaarddeviatie (SD).
    OPMERKING: Statistische analyses en grafiekgeneratie werden uitgevoerd met GraphPad Prism software versie 10.0. Verschillen tussen meerdere groepen vergeleken met één controlegroep (Sham) werden geanalyseerd met behulp van een Ordinary One-Way Analysis of Variance (ANOVA), gevolgd door Dunnett's multiple comparisons test. Een P-waarde van < 0,05 werd als statistisch significant beschouwd (*P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P. < 0,0001). NS geeft geen significant verschil aan.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Gedurende de gehele experimentele periode was de totale overlevingskans 100% voor zowel de Sham-groep als de uIRI-groep (n = 4 per tijdstip). Er werd geen mortaliteit waargenomen tijdens de eerste uIRI-operatie of de daaropvolgende vertraagde CNx-procedure. Dit resultaat bevestigt het hoge veiligheidsprofiel en de betrouwbaarheid van dit tweefasenprotocol vergeleken met bilaterale ischemiemodellen, die doorgaans lijden aan aanzienlijke uremie-geïnduceerde sterfte.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De huidige studie beschrijft een gestandaardiseerd protocol voor het opstellen van een muismodel van renale interstitiiële fibrose met behulp van uIRI, gevolgd door CNx uitgevoerd 24 uur voor het eindpunt van de studie. Dynamische histopathologische screening toonde duidelijke pathologische fasen: acute tububulaire necrose gekenmerkt door piekincidentie binnen dagen 2–5, gevolgd door actieve fibrogenese en myofibroblastactivatie die piekten na 1–2 weken, en opmerkelijk is dat het weefsel...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende belangen hebben.

Dankbetuigingen

Deze studie werd ondersteund door de National Natural Science Foundation of China (82373042), het Joint Innovation Team for Clinical & Basic Research (202409) en de Natural Science Foundation van de provincie Shandong (ZR2022QH291, ZR2025MS1199).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Anti-α-SMA AntibodyProteintech14395-1-APPrimair antilichaam gebruikt in IHC om α-SMA expressie te detecteren en myofibroblastactivatie te beoordelen
Blood Urea Nitrogen (BUN) Assay KitNanjing Jiancheng Biotechnology Research Institute Co., Ltd.C013-2-1Gebruikt om serum BUN-niveaus te kwantificeren voor het beoordelen van resterende nierfunctie
Creatinine (CRE) Assay KitNanjing Jiancheng Biotechnology Research Institute Co., Ltd.C011-2-1Gebruikt om serum creatinine niveaus te kwantificeren voor het beoordelen van resterende nierfunctie
Gas Anesthesia SystemNanjing Calvin Biotechnology Co., Ltd.KW-MZJ-4Uitgerust met isofluraan voor algemene anesthesie
GraphPad Prism SoftwareGraphPad Software, Inc.N/AGebruikt voor statistische analyse en grafische weergave van gegevens (https://www.graphpad.com)
Homeothermic Monitoring SystemConduct ScienceCS-HS-0001Uitgerust met een rectale sonde voor gesloten-lus, continue monitoring en regeling van de kernlichaamstemperatuur
ImageJ SoftwareNational Institutes of HealthN/AOpen-source software gebruikt voor morfometrische kwantificering van fibrotische gebieden en IHC-signaal
IsofluraneRWD Life Science Co.,Ltd R510-22Inhalatieanesthetisch middel gebruikt tijdens chirurgische ingrepen
Masson’s Trichrome Staining KitBeyotimeC0189MOm collageenafzetting te kwantificeren
Non-traumatic Vascular Micro-clipROBOZ SURGICAL INSTRUMENT CO.RS-5481TGebruikt om renale pedikel gedurende 28 min te klemmen
Paraformaldehyde (4%)Beyotime Biotech IncP0099-100mlGebruikt voor snelle fixatie van geoogste nierweefselmonsters
Sodium Citrate Buffer (10 mM, pH 6.0)Thermo Fisher Scientific Inc. 005000Gebruikt voor warmte-geïnduceerde epitoperetrieval vóór immunohistochemische kleuring
Stereotaxic Surgical MicroscopeBeijing Zhongtian Guangzheng Technology Co., Ltd.TS-39NKGebruikt voor het uitvoeren van IRI-chirurgie

Referenties

  1. Lameire, N. H., et al. Acute kidney injury: An increasing global concern. Lancet. 382 (9887), 170-179 (2013).
  2. Sharfuddin, A. A., Molitoris, B. A. Pathophysiology of ischemic acute kidney injury. Nat Rev Nephrol. 7 (4), 189-200 (2011).
  3. Eltzschig, H. K., Eckle, T. Ischemia and reperfusion--from mechanism to translation. Nat Med. 17 (11), 1391-1401 (2011).
  4. Bonventre, J. V., Yang, L. J. T. Cellular pathophysiology of ischemic acute kidney injury. J Clin Invest. 121 (11), 4210-4221 (2011).
  5. Venkatachalam, M. A., Weinberg, J. M., Kriz, W., Bidani, A. K. Failed tubule recovery, AKI-CKD transition, and kidney disease progression. J Am Soc Nephrol. 26 (8), 1765-1776 (2015).
  6. Ferenbach, D. A., Bonventre, J. V. J. N. R. N. Mechanisms of maladaptive repair after AKI leading to accelerated kidney ageing and CKD. Nat Rev Nephrol. 11 (5), 264-276 (2015).
  7. Wei, Q., Dong, Z. J. Mouse model of ischemic acute kidney injury: Technical notes and tricks. Am J Physiol Renal Physiol. 303 (11), F1487-F1494 (2012).
  8. Feldman, A. T., Wolfe, D. Tissue processing and hematoxylin and eosin staining. Methods Mol Biol. 1180, 31-43 (2014).
  9. Islam, M. A., Kumar, S. Masson's trichrome staining technique to evaluate tissue fibrosis. Methods Mol Biol. 2983, 91-100 (2026).
  10. Magaki, S., Hojat, S. A., Wei, B., So, A., Yong, W. H. An introduction to the performance of immunohistochemistry. Methods Mol Biol. 1897, 289-298 (2019).
  11. Marschner, J. A., Schäfer, H., Holderied, A., Anders, H. J. Optimizing mouse surgery with online rectal temperature monitoring and preoperative heat supply: Effects on post-ischemic acute kidney injury. Plos One. 11 (2), e0149489(2016).
  12. Lu, X., et al. C57BL/6 and 129/Sv mice: genetic difference to renal ischemia-reperfusion. J Nephrol. 25 (5), 738-743 (2012).
  13. Wei, Q., Wang, M. H., Dong, Z. J. Differential gender differences in ischemic and nephrotoxic acute renal failure. Am J Nephrol. 25 (5), 491-499 (2005).
  14. Skrypnyk, N. I., Harris, R. C., de Caestecker, M. P. Ischemia-reperfusion model of acute kidney injury and post injury fibrosis in mice. J Vis Exp. (78), e50495(2013).
  15. Chou, Y. H., et al. Methylation in pericytes after acute injury promotes chronic kidney disease. J Clin Invest. 130 (9), 4845-4857 (2020).
  16. La Russa, A., et al. Kidney fibrosis and matrix metalloproteinases (MMPs). Front Biosci (Landmark Ed). 29 (5), 192(2024).
  17. Fu, Y., et al. Rodent models of AKI-CKD transition. Am J Physiol Renal Physiol. 315 (4), F1098-F1106 (2018).
  18. Soranno, D. E., et al. Matching human unilateral AKI, a reverse translational approach to investigate kidney recovery after ischemia. J Am Soc Nephrol. 30 (6), 990-1005 (2019).
  19. Lourenço, B. N., et al. Development of a model of tubulointerstitial fibrosis using transient unilateral renal ischemia and delayed contralateral nephrectomy in domesticated cats. Comp Med. 74 (4), 274-283 (2024).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Acute nierschadechronische nierziektetubulaire atrofieinterstitiële fibrosehistologische evaluatieimmunohistochemische evaluatie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.