Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Evaluaties van zuurstofvoorziening en vasculaire perfusie in preklinische modellen van kanker en wondgenezing met behulp van OS-DCE OAI

276 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/70689

⸱

7 april 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Medical Physics, University of Wisconsin, 2University of Texas MD Anderson Cancer Center

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol voor het uitvoeren van Oxygen Sensitive – Dynamic Contrast Enhanced Optoacoustic Imaging (OS-DCE OAI) voor het evalueren van preklinische modellen van kanker en wondgenezing. OS OAI kan oxy- en deoxyhemoglobine beelden en zo de zuurstofvorming van het weefsel in kaart brengen. DCE-OAI kan de farmacokinetiek van een exogeen contrastmiddel afbeelden en zo de vasculaire perfusie in kaart brengen.

Samenvatting

Zuurstofgevoelige optoakoestische beeldvorming (OS OAI) en dynamisch contrastversterkte optoakestische beeldvorming (DCE OAI) bieden complementaire, niet-invasieve uitlezingen van de weefselfysiologie. OS OAI maakt gebruik van multispectrale detectie van endogene oxyhemoglobine en deoxyhemoglobine om kaarten te maken van zuurstofsaturatie in het bloed (%sO₂), terwijl DCE OAI de in vivo farmacokinetiek van een nabij-infrarood absorber volgt om vasculaire perfusie en permeabiliteit te kwantificeren. Het doel van dit protocol is het presenteren van een uniforme OS-DCE OAI-workflow die gelijktijdige beoordeling van zuurstofvoorziening en perfusie mogelijk maakt in twee veelgebruikte preklinische omgevingen: orthotopische borstkankertumoren en huidwonden met volledige dikte.

In dit protocol toonden we OAI aan van muismodellen van borstkanker of een snijwond. Voor OS OAI worden multi-slice multispectrale scans verkregen op 700–875 nm om spectrale ontmenging en schatting van %sO₂ mogelijk te maken. Voor DCE OAI worden herhaalde acquisities bij ≤5-s temporele resolutie uitgevoerd vóór en na intraveneuze bolusinjectie van indocyanine green (ICG), waarbij gebruik wordt gemaakt van multispectrale bemonstering op 700-875 nm of enkelvoudige golflengte samplitude curves op 800 nm om tijds-tegen-OA-signaalamplitudecurves te genereren. De ontwikkeling van diermodellen, voorbereiding op OA-beeldvorming, OS-OAI- en DCE-OAI-acquisitie, en analyses om de eigenschappen van zuurstofvoorziening en vasculaire perfusie te meten, worden gedetailleerd, samen met belangrijke probleemoplossingsrichtlijnen voor bewegingsartefacten, oppervlakkige absorbers en mislukte injecties.

Samen levert dit OS-DCE OAI-protocol een geïntegreerd functioneel portret op van hypoxie en vasculair transport dat fysiologische veranderingen in tumoren en wonden kan detecteren eerder dan grofanatomische metingen. OS-DCE OAI is gemakkelijk aan te passen aan andere ziektemodellen.

Inleiding

Optoakoestische beeldvorming (OAI), ook wel fotoakoestische beeldvorming of multispectrale optoakoestische tomografie genoemd, is een relatief nieuwe modaliteit die optische excitatie koppelt aan ultrageluidsdetectie (US) om diepweefselbeeldvorming 1,2 mogelijk te maken. Bij OAI exciteren korte nanoseconde-laserpulsen endogene chromoforen zoals oxy- en deoxyhemoglobine, waardoor gelokaliseerde thermo-elastische expansie en breedbandige akoestische golven ontstaan die worden gedetecteerd door Amerikaanse transducers. Deze signalen stellen OAI in staat beelden te produceren met optisch contrast bij een ruimtelijke resolutie die op ultrageluidsachtige is, terwijl in vivo een diepte op centimeterschaal wordt bereikt. Wanneer gegevens worden verzameld op meerdere golflengten en geanalyseerd met spectrale ontmenging, kan Oxygen Sensitive (OS) OAI relatieve concentraties van oxy- en deoxyhemoglobine schatten en zo de zuurstofsaturatie van het weefsel (%sO₂)2 afleiden. Zuurstofsaturatie in het bloed biedt een functionele evaluatie van de microvasculaire fysiologie die met andere methoden moeilijk niet-invasief toegankelijk is.

Vasculaire perfusie is ook nuttig voor evaluaties van microvasculaire fysiologie. Vasculaire perfusie vertegenwoordigt een combinatie van vasculaire stroming, permeabiliteit en oppervlakte van het vat3. Om perfusie te kwantificeren, kan OAI worden gebruikt met een exogeen contrastmiddel om Dynamic Contrast Enhanced OAI (DCE OAI) uit te voeren. Bij deze benadering monitort temporele beeldvorming vóór, tijdens en na injectie van contrastmiddel de farmacokinetiek (PK) van het middel. Deze resultaten kunnen worden gemodelleerd om de wash-in rate (NKtrans) van het bloedplasmacompartiment naar het extracellulaire extravasculaire compartiment van de tumor te meten, en de washoutsnelheid (kep) van het extracellulaire extravasculaire compartiment van de tumor naar het plasmacompartiment. We hebben een PK-modelleringsmethode ontwikkeld die het beruchte probleem van lichtvloeiendheid (d.w.z. verstrooiing en absorptie in weefsels die variabele stralingsenergie door het weefsel veroorzaken) vermijden. Onze methode normaliseert de verandering in het dynamische OAI-signaal van 0% (pre-injectie) naar 100% (maximale versterking) en gebruikt vervolgens differentiaalvergelijkingen om de wash-in rate van de NKtrans en de kep te schatten. Andere DCE OAI-studies hebben standaard PK-modelleringsmethoden gebruikt die uitgaan van de grote aanname dat lichtvloeiendheid uniform is in het weefsel 5,6.

DCE OAI-resultaten kunnen ook worden gebruikt om wash-in rates te beoordelen door empirische metingen te maken van Maximum Signal Enhancement (MSE), Time-to-Peak (TTP) om MSE te bereiken, helling (meestal voor injectie naar TTP) en Initial Area Under the Curve (IAUC; opnieuw typisch voor injectie naar TTP na injectie)7. Het moet worden opgemerkt dat als de TTP later in de PK-curve voorkomt, de helling of IAUC kan worden genomen tijdens het lineaire deel van de curve of vanaf het moment van injectie tot 1 minuut na injectie. We hebben aangetoond dat empirische metingen ook nuttig kunnen zijn bij het evalueren van behandelingen die zijn toegediend aan tumormodellen of bij het evalueren van wondgenezing 8,9. Andere studies hebben ook waarde aangetoond in het gebruik van empirische metingen om de vaatpermeabiliteit van tumoren en leverfibrose te evalueren10,11. De vorm van de PK-curve kan ook worden gebruikt om de tumorvaatperfusie kwalitatief te categoriseren als hoog of laag 12,13,14.

Daarnaast kan het OAI-signaal op een enkel moment na injectie worden gebruikt als empirische evaluatie van perfusie, bekend als niet-dynamische Contrast Enhanced OAI (CE OAI)15. Een CE OA-afbeelding die een heldere tumor of wond toont, is eenvoudig en zeer visueel, maar wordt vaak alleen gebruikt voor een kwalitatieve beoordeling van hoge versus lage perfusie. In het algemeen wordt de dynamische verandering in OAI-signalen na TTP niet geanalyseerd om de vasculaire perfusie in tumoren empirisch te evalueren. Zoals hieronder te zien is, zijn de inspoelpercentages in wonden echter extreem snel, waardoor NKtrans, TTP, helling en IAUC moeilijk te meten zijn. Daarom hebben we de lineaire of exponentiële helling van de washoutfase gebruikt als empirische maat voor vasculaire perfusie in wonden9.

De meeste OAI-agentia absorberen in het nabij-infrarood (NIR) golflengtebereik, dat dieper kan doordringen in weefsels16,17. Waterabsorptie bij golflengten groter dan 900 nm beperkt echter het bruikbare in vivo OAI-golflengtebereik tot 700–900 nm voor de meeste toepassingen2. Indocyanine green (ICG) is een prototypisch DCE OAI-middel omdat het een sterke NIR-absorptie biedt bij 780–800 nm, een matig sterk OAI-signaal produceert en gunstige biocompatibiliteit heeft met FDA-goedkeuring voor klinisch gebruik. Deze kenmerken maken intravasculair contrast en interpreteerbare PK-curves mogelijk.

We hebben een gecombineerd OS-DCE OAI-protocol ontwikkeld om zuurstoftoevoer en vasculaire perfusie te evalueren in preklinische modellen van solide tumoren en wonden 8,9. Het OS-gedeelte van dit protocol kan de zuurstofvoorziening evalueren in meerdere beeldvormende sneden die volledige tumor- en wondvolumes in muismodellen kunnen bestrijken. Het DCE-gedeelte van ons protocol heeft een optie om een enkel snee van de tumor of wond te fotograferen met meerdere lasergolflengten (wat de nauwkeurigheid van contrastmiddeldetectie verbetert), of om tot 5 sneden met één lasergolflengte te fotograferen (wat de ruimtelijke dekking verbetert). We hebben OS-DCE OAI gebruikt om de verandering in zuurstoftoevoer en vasculaire perfusie te monitoren na behandeling van een tumormodel met radiotherapie of met combretastatine A4-fosfaat, een vasculair verstorend middel 4,8. We hebben ook OS-DCE OAI gebruikt om wondgenezing te monitoren9. DCE OAI geeft OAI de mogelijkheid om de progressie te monitoren via vasculaire perfusie die op diverse ziekten kan worden toegepast.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Voer alle procedures uit met goedkeuring van de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van uw instelling. Alle procedures in het onderstaande protocol zijn goedgekeurd door de IACUC van onze instelling.

1. Anesthesie (voor latere procedures)

  1. Induceer narcose. Induceer en houd eerst de anesthesie vast met 5% isoflurane in 100% zuurstofdragergas totdat de muis niet meer wakker is.
  2. Houd de anesthesie in stand. Blijf de muis verdoofen met 1,5–2% isoflurane in 100% zuurstofdragergas. Controleer de afwezigheid van een pedaalreflex.
  3. Houd normothermie in stand. Zorg ervoor dat de dieren op een warm oppervlak blijven en houd de temperatuur in de gaten tijdens de verdovingsperiode.
    OPMERKING: (Pauzepunt) Ga door met tumorimplantatie of wondvorming zodra een dier volledig is verdoofd.

2. Het voorbereiden van het model

OPMERKING: Al het celwerk moet in een bioveiligheidskast worden uitgevoerd om blootstelling en mogelijke besmetting te voorkomen.

  1. Stel een 4T1 orthotopisch tumormodel op (Figuur 1).
    1. Bereid cellen voor op ijs: Suspenseer 4T1-cellen opnieuw in ijskoude PBS bij een concentratie van 2 × 107 cellen /mL.
    2. Meng cellen met matrix: Combineer de celsuspensie 1:1 (v/v) met ijskoude biologische hydrogel die een rijke extracellulaire matrix heeft. De combinatie zou een oplossing van cellen moeten opleveren bij 1 × 107 cellen /mL.
    3. Laad de spuit: Laad het celmengsel in een steriele laboratoriumspuit met een volume van maximaal 1,0 mL. Beperk het volume tot 100 μL per injectie (1 × 106 cellen ). Als optie kun je de spuit voorzichtig verwarmen tot 30 °C, waardoor de biologische hydrogel licht viskeus wordt en meer faccaal op de injectieplaats wordt vastgehouden.
      VOORZICHTIG: Let erop dat spuiten scherp zijn en vermijd het opnieuw afsluiten.
    4. Doof de muis zoals beschreven in sectie 1.
    5. Verwijder de vacht indien aanwezig: Onthaard het borstbeschermergebied. Laat deze stap weg als je athymische naakte muizen gebruikt.
    6. Plaats de naald en injecteer: steriliseer het vierde liesvisvetkussen. Steek de naald met de bevel-up in en injecteer langzaam 100 μL in het vetkussen om reflux te voorkomen.
    7. Herstel het dier uit de narcose: Breng de muis terug in een verwarmde kooi en observeer de muis tot hij loopbaar is.
    8. Laat de tumor groeien: Wacht 8-10 dagen voordat 4T1-tumoren een minimale diameter van 0,3 cm bereiken voordat de beeldvorming wordt genomen.
      OPMERKING: Tumoren met een grotere diameter kunnen ook worden gefotografeerd. De diameter van de tumor kan worden gemeten met een gekalibreerde vernier-remmaat. Tumoren die de maximale diameter overschrijden die door de IACUC (of een gelijkwaardige institutionele commissie) is goedgekeurd, moeten worden geëuthanaseerd. Volg orthotopische injectie en pas het celnummer/volume aan op het gewenste engraftmentprotocol.
  2. Ontstaan van een excisiewond bij een muis (Figuur 2)
    1. Bereid het operatieveld voor: Steriliseer het werkgebied en de instrumenten.
    2. Doof de muis zoals beschreven in sectie 1.
    3. Verwijder de vacht indien aanwezig: Ontharen het dorsale gebied. Laat deze stap weg als je athymische naakte muizen gebruikt.
    4. Geef een analgesie: Bevestig de muis op een steriel chirurgisch oppervlak. Injecteer buprenorfine 0,05–0,1 mg/kg subcutaan (SC) in het dorsale gebied.
    5. Desinfecteer het wondgebied: Desinfecteer de dorsale huid met povidonjodium, gevolgd door 70% ethanol.
    6. Maak een excisiewond: Gebruik een biopsiepunch van 6 mm om de locatie af te tekenen. Verwijder de huid en panniculus carnosus om een volledig defect te vormen.
    7. Zet de siliconen spalk vast:
      1. Centreer een donutvormige siliconen spalk rond de wond. Zorg ervoor dat de binnendiameter van de spleet 2–4 mm groter is dan de diameter van de wond, en dat de breedte van de spalk ~5 mm is.
      2. Knip een donutvormige siliconen spalk uit een vel siliconen materiaal. Gebruik een doorzichtig hechtmateriaal om de spalk vast te naaien. Gebruik indien nodig een dunne lijmfolie om de ring te bevestigen.
        OPMERKING: Gepigmenteerde hechtingsmaterialen kunnen NIR-licht absorberen en mogen daarom niet worden gebruikt.
    8. Hecht de spalk: Plaats acht gelijkmatig verdeelde onderbroken hechtingen om de spalk aan de omliggende huid vast te maken zonder wurging.
    9. Breng een occlusief verband aan: Bedek de wond en de spalk met een occlusief verband om het bed te beschermen en de wondomgeving te standaardiseren.
    10. Herstel het dier uit de narcose: Breng de muis terug in een verwarmde kooi en observeer de muis tot hij loopbaar is.
    11. Laat het dier genezen: Ga door met dagelijkse zorg en beoordelingen volgens het onderzoeksontwerp of totdat de wond volledig genezen is.
    12. Vervang het verband elke dag: Vervang het occlusieve verband dagelijks na beeldvorming of fotografie om besmetting te beperken en de steriliteit te behouden.
      OPMERKING: (Kritieke stap) Splint de wond om contractie te onderdrukken en re-epithelialisatie te bevorderen, waardoor de translatieve relevantie voor menselijke genezing verbetert. (Pauzepunt) Na het aanbrengen van het verband pauze tot de volgende geplande beoordeling of beeldvormingssessie.

3. OS-DCE OAI-acquisitieprotocollen

  1. Maak een muis en het contrastmiddel klaar voor de OAI-scan.
    1. Bereid het contrastmiddel voor.
      1. Bereid een oplossing van 1,62 mM van het ICG-contrastmiddel voor in steriel water. Filter de oplossing met een 0,3 μm spuitfilter. Vul een steriele laboratoriumspuit met 100 μμL van deze oplossing.
        OPMERKING: Deze dosis is 162 nmol of 125,5 μμg gebaseerd op een molecuulgewicht van 775 g/mol ICG. De dosis is 6,28 mg/kg van het lichaamsgewicht van de muis, aangezien een muis ongeveer 20 g weegt. Een dierlijke equivalente dosis is 12,3 keer hoger dan een menselijke equivalente dosis18. Daarom is de menselijke equivalente dosis 0,51 mg/kg menselijk lichaamsgewicht. De maximaal verdraagde dosis voor mensen is 2 mg/kg19. Daarom is de dosis die in deze preklinische studie wordt gebruikt ongeveer 1/4 van de maximaal verdraagde dosis bij mensen.
    2. Maak de OAI-scanner klaar.
      1. Vul de beeldtank met gedeïoniseerd, gedestilleerd water. Stel de temperatuur van het aquarium in op 36 °C voor een muis met <25 g lichaamsgewicht.
        OPMERKING: Deze tanktemperatuur houdt de kerntemperatuur rond de 37 °C omdat de muis in een plastic zak in de wieg is gewikkeld. De temperatuur van het aquarium moet worden ingesteld op 35 °C voor een grotere muis met >25 g lichaamsgewicht om oververhitting van de muis te voorkomen, omdat een grotere muis meer subcutane vetweefsel heeft dat als isolerende laag fungeert.
    3. Doof de muis zoals beschreven in sectie 1. Voor de rest van het acquisitieprotocol moet de muis verdoofd blijven met 1,5–2% isofluraan in 100% zuurstofdragergas.
    4. Als je DCE OAI uitvoert, plaats dan veneuze toegang.
      1. Spoel een 27 G staart-vener katheter door met hepariniseerde zoutoplossing. Breng de katheter in een laterale staartader en sluit de katheter vast om te voorkomen dat hij zich losmaakt van de staartader (Figuur 3A). Zorg ervoor dat er geen luchtbellen aanwezig zijn.
        OPMERKING: (Kritieke stap) Gebruik heparinized zoutoplossing om de katheteropenheid te behouden.
      2. Daarnaast bereid je een steriele laboratoriumspuit voor met een volume van maximaal 500 μL die op de katheter kan worden aangesloten. Zorg ervoor dat de spuit 100 μL 2,14 mM ICG bevat (~322 nmol; ~16 μmol/kg voor een muis van 20 g).
    5. Bedek de muis en wieg met echografie gel (Figuur 3B).
      1. Breng een dunne laag heldere echografie gel aan op de tumor of wondgebied (Figuur 3C). Breng ook ultrageluidsgel aan op de wieg om een afdichting te maken tussen de wieg en de tumor of wond.
        OPMERKING: Elimineer luchtbellen. Als optie kan de ultrasone gel worden gecentrifugeerd om lucht te verwijderen voordat de gel wordt gebruikt. Gebruik ook een minimale hoeveelheid ultrasone gel om bellen te voorkomen die in dikke gellagen kunnen ontstaan.
    6. Plaats de muis in de houder (Figuur 3D): Raadpleeg de fabrikantinstructies voor het instrument. Plaats de muis in een houder met de neus stevig in de neuskegel. Gebruik boeien om de handen en voeten van de muis vast te houden. Gebruik de tandlus om het hoofd te stabiliseren.
      1. (OPTIONEEL) Gebruik de wieg met een rattenneusconus bij het fotograferen van een muis. De ratneusconus tilt de muiskop op van de bodem van de wieg om te voorkomen, waardoor per ongeluk verdrinken voorkomt als er een kleine hoeveelheid water in de wieg lekt.
    7. Plaats de muis en de houder in het OAI-instrument. Raadpleeg de instructies van de fabrikant voor het instrument.
      1. Let op lekkages in de muishouder. Als er lekkages zijn, haal dan de muis en de houder van het instrument en sluit de muis opnieuw af in de houder om per ongeluk verdrinkingen te voorkomen.
      2. Als DCE OAI gewenst is, verbind dan de katheter met het contrastmiddel op de spuit.
    8. Houd de muis in evenwicht vóór beeldvorming: Geef 10 minuten ruimte voor stabilisatie van de muisfysiologie in het warmwaterreservoir voorafgaand aan beeldverwerving (Figuur 3E).
    9. Plaats de muis ten opzichte van de OAI-transducer:
      1. Verplaats de muis of de OAI-transducer volgens de instructies van de fabrikant zodat de tumor of wond zich in de multi-slice beeldset bevindt.
      2. Optimaliseer de geluidssnelheid voor de beeldset. Voltooi deze stap terwijl de muis in evenwicht wordt gebracht vóór de beeldvorming (stap 3.1.7).
      3. (Kritische stap) Houd een consistente dieroriëntatie/sneepositie voor alle muizen en op alle momenten om strenge resultaten te garanderen
  2. Stel de OAI-parameters van het OS in.
    1. Selecteer de beeldsneeparameters zodat meerdere sneden worden gefotografeerd om het gehele tumor- of wondgebied met een dikte van 1 mm te bedekken.
    2. Selecteer de absorptiegolflengten. Voor OS OAI, selecteer 700, 730, 760, 800, 850 en 875 nm absorptiegolflengten.
    3. Gebruik signaalmiddeling: Selecteer parameters om 10 gemiddelden per golflengte te verkrijgen voordat je de volgende golflengte verkrijgt, en voordat je naar de volgende beeldsnede gaat. De 10 gemiddelden per golflengte verhogen het signaal-ruis van elke beeldsnee.
    4. Stel het aantal herhalingen in:
      1. Stel het aantal herhalingen in zoals weergegeven in Tabel 1 in om een totale verwervingstijd van ongeveer 2 minuten te behouden. Voor gebruikers van een instrument met een herhalingssnelheid van 10 Hz is de totale opnametijd 6,0 s per beeldsnee.
      2. Het verplaatsen van de muis naar de volgende beeldschijf en vervolgens terugkeren naar de positie van de eerste snede vereist gemiddeld 0,2 s, zodat elke snede 6,2 s. vereist.
      3. Voer minimaal 3 herhalingen uit om de meetstabiliteit te waarborgen. Een totale verwervingstijd van meer dan 2 minuten is acceptabel als meer herhalingen gewenst zijn.
  3. Verkrijg de OA-afbeeldingen van het besturingssysteem.
  4. Stel de DCE OAI-parameters in.
    1. Stel DCE OAI-acquisitieparameters in voor een single-slice beeldvormingsprotocol met meerdere golflengten.
      1. Plaats de beeldvormende sneden. Selecteer ≤5 beeldvormende sneden die gecentreerd zijn op de tumor of wondgebied met een dikte van 1 mm.
      2. Selecteer de optimale absorptiegolflengte voor het contrastmiddel. Voor indocyanine green binnen een in vivo omgeving, stel de golflengte in op 800 nm.
      3. Stel het aantal gemiddelden en herhalingen in zoals weergegeven in Tabel 2. Deze aanbevelingen behouden een temporele resolutie ≤ 5 seconden en een totale acquisitietijd van 11,0–11,2 minuten voor gebruikers van het OAI-instrument, dat een beeldvormingsherhalingsfrequentie van 10 Hz heeft.
        OPMERKING: Gebruikers van andere instrumenten met een andere beeldherhalingsfrequentie dienen het aantal gemiddelden aan te passen om een temporele resolutie van ≤ 5 seconden per beeldset te behouden.
    2. Als alternatief voor stap 3.4.1 stel je de DCE OAI-acquisitieparameters in voor een multi-slice beeldvormingsprotocol met één golflengte.
      1. Plaats de beeldvormende sneden. Selecteer ≤ 5 beeldvormende sneden die gecentreerd zijn op de tumor of wondgebied met een dikte van 1 mm.
      2. Selecteer de optimale absorptiegolflengte voor het contrastmiddel. Voor indocyanine green binnen een in vivo omgeving, stel de golflengte in op 800 nm.
      3. Stel het aantal gemiddelden en herhalingen in zoals weergegeven in Tabel 2. Deze aanbevelingen behouden een temporele resolutie ≤ 5 seconden en een totale acquisitietijd van 11,0–11,2 minuten voor gebruikers van het OAI-instrument, dat een beeldvormingsherhalingsfrequentie van 10 Hz heeft.
        OPMERKING: Gebruikers van andere instrumenten met een andere beeldherhalingsfrequentie dienen het aantal gemiddelden aan te passen om een temporele resolutie van ≤ 5 seconden per beeldset te behouden.
  5. Verwerf de DCE OA-beelden.
    1. Leg baseline-beelden op: Start de verfilming en verzamel 12 beeldsets (~1 min).
    2. Injecteer het contrastmiddel: Dien 100 μL toe via de katheter terwijl je de opname voortzet.
      OPMERKING: De bolusinjectie moet ongeveer 10–15 seconden consistent zijn om drukopbouw in de katheter in de fragiele staartader te voorkomen. Deze consistentie kan worden gecontroleerd met constante druk op de spuitzuiger tijdens handmatige injectie, of door gebruik te maken van een automatische injector. Belangrijk is dat injectiesnelheden van 10–15 s de initiële toediening van het middel aan de tumor verzachten, in plaats van first-pass kinetische pieken in de PK-curve te creëren die worden veroorzaakt door snellere injectietijden, wat de PK-modellering en analyses van empirische metingen verbetert.
      1. (Kritische stap) Voorkom lekkage van contrastmiddelen uit het bloedvat naar omliggende weefsels op de injectieplaats om de nauwkeurige timing van de bolus te behouden.
    3. Ga door met beeldvormen: Maak de resterende 128 beeldsets voor 10,2 minuten na de injectie om de kinetiek van wash-in/washout vast te leggen.
    4. Monitor het beeldvormingsproces om te zorgen dat de beelden worden gemaakt: Monitor de ademhalingsfrequentie van de muis om te controleren of de fysiologie van de muis stabiel is tijdens de scans.
    5. Verwijder de muis en de houder van het instrument: Haal de muis uit de wieg. Laat de muis herstellen van de narcose. Breng de muis terug in een verwarmde kooi en houd hem in de gaten tot hij loopbaar is.
      OPMERKING: Gebruik geschikte software en raadpleeg de instructies van de fabrikant voor het OAI-instrument. De onderstaande stappen beschrijven reconstructie- en analysestappen voor een OAI-instrument dat gebruikmaakt van viewMSOT v4.0-software, Matlab R2019b of een nieuwere versie van Matlab-software.

4. OS-DCE OAI-resultaatanalyse

  1. Reconstrueer de OA-beelden.
    1. Selecteer beeldreconstructieparameters: Stel beeldreconstructie in om een gefilterde backprojectiemethode te gebruiken met een 50 kHz–6,5 MHz banddoorlaatfilter en schakel automatische puls-naar-puls energiecorrectie in.
    2. Reconstrueer alle beelden: Verkrijg beelden op alle lasergolflengten, alle posities van beeldsegmenten en alle tijdstippen. Deze hoeveelheid data kan aanzienlijke tijd vereisen voor beeldreconstructie.
  2. Analyseer OS OA-afbeeldingen.
    1. Chromoforen ontmengen: Voer spectrale ontmenging uit om parametrische kaarten te genereren van oxyhemoglobine (HbO2), deoxyhemoglobine (Hb), totale hemoglobine (waarbij HbT = HbO2 + Hb) en %sO2 (waarbij %sO2 = HbO2/HbT).
    2. Definieer ROI's:
      1. Teken handmatig een ROI die de tumor of wond in elke afbeeldingssnede weergeeft. Teken een conservatieve ROI die ernaar neigt pixels van de tumor-periferie of wondperifere uit te sluiten in plaats van pixels voor normaal weefsel aan de periferie.
      2. Als alternatief kun je handmatig één ROI tekenen die de tumorrand voorstelt en een tweede ROI die de tumorkern weergeeft. De tumorrand kan een grotere vascularisatie hebben dan de tumorkern, wat mogelijk een nuttige subregio-analyse mogelijk maakt.
        OPMERKING: Hoewel aanvullende ROI's van tumor- of wondsubregio's kunnen worden getrokken, of de pixelgewijze waarden van HbO2, Hb, HbT of %sO2 kunnen worden geëvalueerd (zonder ROI), hebben deze kleinere gebieden een lagere signaal-ruis, wat leidt tot onnauwkeurige metingen.
      3. Houd de ROI-posities consistent over alle beelden op elk golflengte- en tijdspunt.
    3. Bereken gemiddelde parameters voor de hele tumor.
      1. Bereken de gemiddelde waarde van HbO2, Hb, HbT en %sO2 in de tumor-ROI of wond-ROI voor elke beeldvormingssnede en elk tijdstip.
      2. Voor multi-slice OS OAI bereken je de gemiddelde waarde van HbO2, Hb, HbT en %sO2 uit alle beeldvormende sneden om een enkele gemiddelde waarde te verkrijgen voor elke parameter voor de gehele tumor of wond.
    4. Evalueer de stabiliteit van de parameters. Plot de waarde van %sO2 voor elke herhaling (zie stap 3.2.4). Beoordeel of de %sO2-waarde tijdens de scans met meer dan 10% veranderde, wat wijst op een tijdmatig instabiele meting.
  3. Analyseer DCE OA-beelden.
    1. Ontwarren chromoforen in multigolflengte DCE OA-beelden: Voer spectrale ontmenging uit om parametrische kaarten van HbO2, Hb en het contrastmiddel te genereren. Deze stap is niet nodig voor DCE OAI met één golflengte.
    2. Definieer ROI's.
      1. Teken handmatig een ROI die de tumor of wond in elke afbeeldingssnede weergeeft. Teken een conservatieve ROI die ernaar neigt pixels van de tumor-periferie of wondperifere uit te sluiten in plaats van pixels voor normaal weefsel aan de periferie.
      2. Als alternatief kun je handmatig één ROI tekenen die de tumorrand voorstelt en een tweede ROI die de tumorkern weergeeft. De tumorrand kan een grotere vascularisatie hebben dan de tumorkern, wat mogelijk een nuttige subregio-analyse mogelijk maakt.
        OPMERKING: Hoewel aanvullende ROI's van tumorsubregio's kunnen worden getrokken, of de pixelgewijze waarden van het contrastmiddel kunnen worden geëvalueerd (zonder ROI), hebben deze kleinere gebieden een lagere signaal-ruis, wat leidt tot onnauwkeurige metingen.
      3. Houd de ROI-posities consistent over alle beelden op elk golflengte- en tijdspunt.
    3. Haal PK-curves uit DCE OA-afbeeldingen.
      1. Voor de ROI in elke beeldschijf exporteert u de tijdspunten ten opzichte van het gemiddelde ICG-signaal (van DCE OAI met meerdere golflengte) of het OAI-signaal bij de enkele geselecteerde golflengte (voor DCE OAI met één golflengte).
      2. Bereken het gemiddelde signaal voor alle beeldsegmenten. Een grafiek van het gemiddelde signaal gedurende de tumor of wond versus de tijd staat bekend als de PK-curve.
      3. Draag het gemiddelde signaal voor alle beeldsegmenten op elk tijdstip over naar een computerprogramma dat de hieronder vermelde empirische parameters kan evalueren. Microsoft Excel en Graphpad Prism kunnen bijvoorbeeld eenvoudige analyses van grafieken uitvoeren.
    4. Bereken empirische parameters zoals beschreven in stappen 4.3.5–4.3.11.
    5. Normaliseer de PK-curve: Bepaal de gemiddelde waarde van de pre-injectietijdpunten, bekend als het basissignaal. Trek de basissignaalwaarde af van alle post-injectie-signaalwaarden.
    6. Bepaal de Maximum Signal Enhancement (MSE): Identificeer de hoogste post-injectie signaalwaarde in de PK-curve.
    7. Bepaal de Time-to-Peak (TTP): Identificeer de tijdspuntwaarde van de MSE.
    8. Bereken de initiële helling van de PK-curve.
      1. Behaal deze initiële helling vanaf het moment van initiële injectie naar TTP. Of bereken de helling 1 minuut na injectie als de vorm van de kromme te steil is of als de TTP te laat is.
      2. In dit scenario neem je de pre-injectiebeelden voor 1 minuut en bereken je deze helling van minuut 1,0 tot minuut 2,0 op de PK-curve.
    9. Bereken het Beginoppervlak onder de Curve (IAUC): Bereken de gemiddelde waarde van de signaalwaarden vanaf het moment van initiële injectie tot TTP op de PK-curve.
    10. Bereken een empirische snelheid van de washoutfase.
      1. Voor het deel van de PK-curve van 1 minuut na TTP tot het laatste tijdspunt, past dit deel van de kromme aan met een rechte lijn of een monoexponentieel afnemende functie met een constante offsetterm.
      2. Gebruik de helling van de rechte lijn of de exponentiële vervalconstante als empirische maat voor de PK-snelheid van de washoutfase.
    11. Bereken contrastversterkte OAI.
      1. Selecteer een tijdstip dat langer is dan TTP. Bepaal de signaalwaarde op dit tijdstip als maatstaf voor contrastversterking.
        OPMERKING: Het tijdstip op 10 minuten na de injectie wordt vaak geselecteerd, maar andere tijdspunten kunnen indien nodig worden gekozen.
      2. Als alternatief kun je het gemiddelde signaal van TTP tot het geselecteerde tijdstip berekenen, het gemiddelde signaal van TTP tot het laatste tijdstip, of een ander bereik van tijdspunten indien nodig.
      3. Let op dat het gemiddelde signaal gelijk is aan het oppervlak onder de PK-curve voor deze twee tijdspunten, wat technisch gezien bekend staat als een maat voor signaalintensiteit in plaats van als maat voor signaalamplitude.
    12. Voer PK-modellering uit zoals beschreven in stappen 4.3.13–4.3.20.
      OPMERKING: De volgende stappen analyseren DCE OA-beelden die zijn verkregen met een inVision OAI-instrument. Andere OAI-instrumenten kunnen beelden produceren in een ander dataformaat. De onderstaande stappen kunnen nog steeds worden gevolgd om DCE OA-beelden te analyseren met andere OAI-instrumenten als het dataformaat van de andere instrumenten naar MatLab kan worden overgezet en het dataformaat wordt aangepast om overeen te komen met de voorbeeldgegevensbestanden die bij het softwarepakket zijn geleverd.
    13. Download de software.
      1. Voor multiwavelength DCE OAI, download OE-DCE_MSOT_Matlab uit de CAMEL-MartyPagel-repository op Github, of https://github.com/CAMEL-MartyPagel/OE-DCE_MSOT_Matlab.
      2. Voor DCE OAI met één golflengte download DCE-MSOT_SingleWavelength_Matlab uit de CAMEL-MartyPagel-repository op Github, of https://github.com/CAMEL-MartyPagel/DCE_MSOT_SingleWavelength_Matlab.
      3. Pak het gecomprimeerde bestand uit. Open het SOP-bestand in de doc-map en volg de standaardprocedure voor het installeren en gebruiken van de software.
    14. Organiseer de softwarecomponenten in verschillende mappen. Sla de volgende softwarebestanden op in één map:
      Hoofdcode: run_MSOT_nonneg.m
      Subcodes: run_DCE_MSOT_MSP.m ; run_OE_MSOT_AK_nonneg.m
      Andere codes: Negative_pixel_count.m ; Voxel_count.m ; ROI_modification.m
      Map getiteld: com.itheramedical.msotlib_beta_rev723_20221128_M2022b
      Gegevens geëxporteerd van ViewMSOT na reconstructie en spectrale ontmenging.
    15. Start het programma in MatLab.
      1. Dubbelklik op run_MSOT_nonneg.m om het programma in Matlab te starten. Klik op de knop "Run" bovenaan het Matlab-venster. De code kan een foutmelding geven die run_OE_MSOT_AK_nonneg niet wordt gevonden in de huidige map of op het MATLAB-pad.
      2. Om deze fout op te lossen, typ je addpath en zet je de bestandslocatie tussen aanhalingstekens (bijvoorbeeld addpath 'C:\Users\yourname\Documents\Non negative analysis') voordat je de code uitvoert.
    16. Selecteer het type analyse: Voer N in voor de OE-analyse, en Y voor de DCE-analyse.
      OPMERKING: Het programma is in staat om Oxygen Enhanced (OE) OA-beelden te analyseren, die bestaan uit een combinatie van %sO2-kaarten die zijn verkregen met 21%O2 ademgas (medische lucht) of 100%O2 ademgas, wat niet wordt gebruikt voor OS-DCE OAI-studies zoals beschreven in dit protocol.
    17. Selecteer de gegevens:
      1. Selecteer de map met de DCE OAI-bestanden. Selecteer de hoofdmap voor scans en niet de MSP-submap.
      2. Controleer daarna de naam van de scan. Selecteer tenslotte de map om de geanalyseerde data op te slaan.
    18. Voer 3 in voor het aantal chromoforen. De chromoforen zijn Hb, HbO2 en het contrastmiddel.
      OPMERKING: Het programma is ontworpen om de DCE OAI-analyse van meerdere chromoforen die indien nodig in het muismodel worden geïnjecteerd, mogelijk te maken. Het DCE OAI-protocol gebruikt echter slechts één chromofoor in dit protocol.
    19. Teken de ROI's zoals beschreven in stappen 4.3.19.1–4.3.19.4.
      1. Teken de ROI van het bloedvat dat zal dienen als de arteriële inputfunctie voor de analyse: Een grijswaardenafbeelding van de scan zal verschijnen. Traceer handmatig de ROI die het bloedvat vertegenwoordigt.
        OPMERKING: Zoom in door op de vergrootglas te klikken met het plusteken net boven de rechterbovenhoek van de afbeelding. Klik opnieuw op het vergrootglas om terug te gaan naar de modus om de ROI te tekenen. De onderste vena cava nabij de wervelkolom kan vaak worden geïdentificeerd en gebruikt als de AIF.
      2. Teken de ROI van de tumor: Er verschijnt een grijswaardenafbeelding van de scan. Traceer de ROI die de hele tumor, de tumorrand of de tumorkern vertegenwoordigt. Om meer dan één ROI te analyseren, herhaal je deze volledige PK-modelleringsprocedure (Stap 4.3.12) voor een extra ROI.
      3. Teken de ROI van een spierregio: Gebruik deze ROI niet in de DCE OAI-berekening. Gebruik de ROI van de spier voor DCE OAI-analyse met behulp van het Linear Reference Region Model, dat in dit rapport niet wordt gebruikt. Deze stap moet nog steeds worden uitgevoerd om het programma voort te zetten.
      4. Controleer of de juiste ROI wordt getrokken. De modellering van de PK-curve zal beginnen.
    20. Visualiseer de geanalyseerde DCE OAI-resultaten.
      1. Om geanalyseerde DCE-gegevens te laden, ga je naar de browserbalk en selecteer je DCE_MSOT_MSP.
      2. In het commandovenster selecteer ' '
        OPMERKING: Het tabblad met de huidige map is nu gevuld met geanalyseerde DCE OAI-gegevens, waaronder:
        Average_signal_Wavelength_ICG.mat: Dubbelklik hierop om de getabelde waarden van NKtrans en kep voor de tumor-ROI te bekijken. De kinetische parameters worden op drie manieren getabelleerd:
        NKtrans_avg: Gemiddelde van NKtrans berekend voor elke pixel.
        NKtrans _avg_signal: Enkele NKtranswaarde berekend na het gemiddelde van de signalen voor de hele tumor
        NKtrans _nz: NKtrans_avg berekend met alleen niet-nul pixelwaarden.
        Op dezelfde manier kunnen kep-waarden worden weergegeven.
        NKtrans.fig: Toont de NKtrans _avg kaart gesuperponeerd op een grijstonenafbeelding.
        kep.fig: Toont de kep_avg kaart gesuperlaceerd op een grijstintenafbeelding.
        Maps_Wavelength_ICG.mat: Dit moet geladen worden om andere NKtrans- of kep-kaarten te visualiseren. Na het laden van deze matrix gebruik je de "overlapcode" (apart inbegrepen) om de gewenste parameter weer te geven.
        Muscle_Average_signal_Wavelength_ICG.mat en Muscle_Maps_Wavelength_ICG.mat: Tonen parameters voor spier-ROI's.
        Genormaliseerd signaal voor ICG. fig: Geeft het gemiddelde signaal van ICG over tijd in de drie ROI's aan, genormaliseerd tot het maximale signaal.
        Signaal voor ICG. fig: Geeft het gemiddelde ICG-signaal over tijd aan in de drie ROI's.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

OAI-signaal kan kaarten genereren van zuurstofsaturatie in tumoren en wonden
Na het verwerven en reconstrueren van multispectrale OAI-datasets kunnen interessegebieden (ROI's) binnen tumoren of wondbedden worden gedefinieerd om signaalintensiteit bij verschillende golflengten te kwantificeren. Spectrale unmixing-algoritmen worden vervolgens toegepast om de bijdragen van oxyhemoglobine (HbO2) en deoxyhemoglobine (Hb) te scheiden van het samengestelde optoako...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

DCE OAI PK-curves kunnen worden beïnvloed door diverse artefacten die de betrouwbaarheid van PK-analyse verminderen. Een veelvoorkomende valkuil is de aanwezigheid van oppervlakkige wonden, korsten of opgedroogd bloed binnen het beeldvormingsveld, wat sterke, niet-specifieke absorptie aan het huidoppervlak kan introduceren en diepere signalen kan verhullen (Figuur 8). Bij het tekenen van ROI's binnen de tumor moet worden opgepast om deze oppervlakkige struct...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten met betrekking tot dit werk.

Dankbetuigingen

De auteurs willen Dr. Neal Burton van iThera Medical, GmbH, bedanken voor zijn consult. Dit werk werd gefinancierd door de NRSA-subsidie van UW-Madison Radiology (2T32CA009206-46), de ITPT Radiological Sciences Trainee Pilot Grant, het Clinical and Translational Science Award (CTSA)-programma, het National Center for Advancing Translational Sciences (NCATS), subsidie UL1TR002373 en TL1TR002375, NIH R43 CA265603, NIH R01 EB034261, NIH R21 EB037731 en een Falk Catalyst Award van de Falk Medical Research Trust.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html
Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
20 G NeedleExel INT26417Hypodermische naald; 20G x 1", gebruikt voor het bereiden van heparine oplossingen
4T1 cellsATCCCRL-2539Triple negatieve borstkanker cellijn
Anti-Anti (100x)Gibco15240-062Antibioticum cocktail
Biopsy punchIntegra 33-366 mm wegwerp biopsie punch 
Cell Culture Grade WaterCorning25-055-CV500 mL; getest op USP steriele water voor injectie specificaties 
Collagen Matrix SolutionCorning354262Collageen matrix voor tumorformatie en injectie
EthanolDeacon Laboratory2701Algemeen doel antisepticum
Eye Lube Optixcare 50-218-844220 g/.70 oz; alleen voor dierlijk gebruik 
Gauze Fisherbrand22-415-468Katoenen gaaspad; 3" x 3" (7,6 x 7,6 cm); 12-Lig
HandschoenenVWR76457-130Nitriol onderzoekshandschoenen
HeparineMeithealNDC71288-402-1010.000 USP eenheden per 10 mL, 1000 USP eenheden per mL; 10 mL Multi-Dose Fles
Indocyanine greenTCII0535Optoakoestisch Contrastmiddel
IsofluraneIsospire17033-091-25Een niet-brandbaar, niet-explosief inhalatieanestheticum voor gebruik bij paarden en honden; 250 mL 
Laboratory FilmParafilm PM-9922" x 250'; 1" diameter kern
Nair body bream Haarverwijderaar NairLL4038Depilatiecrem; rijk aan cacaoboter & vitamine E
Naald TerumoNN2732R27G x 1 1/4" (6,40 mm x 32 mm); R.W. Reg. Bevel 
Optoakoestische beeldvormingsmachineiTheraMedical MSOT inVision 512Optoakoestische scanner
PBS, 1xCorning 21-040-CV500 mL; Fosfaat-gebufferde zoutoplossing zonder calcium en magnesium 
RPMICorning 10-040-CVCelcultuur medium
ZoutoplossingHospiraNDC0409-4888-0210 mL enkele dosis; 0,9% natriumchloride-injectie, USP
StopwatchiTheraMedical 4135333Gebruikt om minuten en seconden te registreren 
SpuitenCardinal Health11881280121 mL Insuline Spuit; U-100 Insuline alleen; 27G x 1/2" (0,35 x 12,7 mm)
Transparant wondverbandTegaderm1624Wtransparante film dressing frame stijl; 2 3/8" x 2 3/4" (6 cm x 7 cm)
PincetTermo Electron 7626Gebruikt om de huid terug te trekken bij het injecteren van cellen in muizen
Ultrasone gelEcoVue28332 g pakket, propeenglycol vrij, wateroplosbaar, parabeen en kleurstof vrij
Ongeverfde hechtdraadEthiconVR49318" snijden; P-3 3/8 13 mm; ongeverfd en gevlochten, synthetische absorbeerbare hechtdraad, niet-USP
VerwarmingspadRepti Therm UTH120VAC 60Hz 8W Gebruikt om dieren te verwarmen tijdens anesthesie; 
Wond SpatbordGrace Bio-Labs476684Doorzichtige siliconen, 14 mm OD x 10 mm ID 0,5 dikte met hechtplaatsen 
WondeclipsReflex 7203-1000Reflex huidsluitingssysteem, 7 mm, roestvrij staal
```

Referenties

  1. Wang, L. V., Hu, S. Photoacoustic tomography: In vivo imaging from organelles to organs. Science. 335 (6075), 1458-1462 (2012).
  2. Ntziachristos, V., Razansky, D. Molecular imaging by means of multispectral optoacoustic tomography (MSOT). Chem Rev. 110 (5), 2783-2794 (2010).
  3. Sourbron, S. P., Buckley, D. L. Classic models for dynamic contrast-enhanced MRI. NMR Biomed. 26 (8), 1004-1027 (2013).
  4. Hupple, C. W., et al. A light-fluence-independent method for the quantitative analysis of dynamic contrast-enhanced multispectral optoacoustic tomography (DCE MSOT). Photoacoustics. 10, 54-64 (2018).
  5. Xiao, T. G., et al. Applying dynamic contrast-enhanced MSOT imaging to intratumoral pharmacokinetic modeling. Photoacoustics. 11, 28-35 (2018).
  6. Han, Z., et al. Dynamic 2-deoxy-D-glucose-enhanced multispectral optoacoustic tomography for assessing metabolism and vascular hemodynamics of breast cancer. Photoacoustics. 32, 100531(2023).
  7. Pickles, M. D., Manton, D. J., Lowry, M., Turnbull, L. W. Prognostic value of pre-treatment DCE-MRI parameters in predicting disease-free and overall survival for breast cancer patients undergoing neoadjuvant therapy. Eur J Radiol. 71 (3), 498-505 (2009).
  8. Goel, S., et al. Evaluations of radiotherapy in small animal models of pancreatic cancer with oxygen-enhanced–dynamic contrast-enhanced multispectral optoacoustic tomography (OE-DCE MSOT). Photons Plus Ultrasound: Imaging and Sensing 2023, 12379, (2023).
  9. Yang, E., et al. Evaluations of a cutaneous wound healing model using oxygen-enhanced dynamic contrast-enhanced photoacoustic imaging (OE-DCE PAI). Mol Imaging Biol. 26 (6), 995-1004 (2024).
  10. Longo, D. L., et al. Water-soluble melanin derivatives for dynamic contrast-enhanced photoacoustic imaging of tumor vasculature and response to antiangiogenic therapy. Adv Healthcare Mater. 6 (1), 1600550(2017).
  11. Ermolayev, V., Dean-Ben, X. L., Mandal, S., Ntziachristos, V., Razansky, D. Simultaneous visualization of tumour oxygenation, neovascularization and contrast agent perfusion by real-time three-dimensional optoacoustic tomography. Molec Imaging. 26, 1843-1851 (2016).
  12. Chen, Z., et al. Concurrent fluorescence and volumetric optoacoustic tomography of nanoagent perfusion and bio-distribution in solid tumors. Biomed Opt Express. 10 (10), 5093-5102 (2019).
  13. Taruttis, A., Morscher, S., Burton, N. C., Razansky, D., Ntziachristos, V. Fast multispectral optoacoustic tomography (MSOT) for dynamic imaging of pharmacokinetics and biodistribution in multiple organs. PLoS One. 7 (1), e30491(2012).
  14. Tomaszewski, M. R., Gehrung, M., Joseph, J., Quiros-Gonzalez, I., Disselhorst, J. A., et al. Oxygen-enhanced and dynamic contrast-enhanced optoacoustic tomography provide surrogate biomarkers of tumor vascular function, hypoxia, and necrosis. Cancer Res. 78 (20), 5980-5991 (2018).
  15. Choi, W., Park, B., Choi, S., Oh, D., Kim, J., et al. Recent advances in contrast-enhanced photoacoustic imaging: and practical challenges. Chem Rev. 123 (11), 7379-7419 (2023).
  16. Weber, J., Beard, P. C., Bohndiek, S. E. Contrast agents for molecular photoacoustic imaging. Nat Methods. 13 (8), 639-650 (2016).
  17. Fu, Q. R., Zhu, R., Song, J. B., Yang, H. H., Chen, X. Y. Photoacoustic imaging: Contrast agents and their biomedical applications. Adv Materials. 31 (6), 1805875(2019).
  18. Nair, A. B., Jacob, S. A simple practice guide for dose conversion between animals and human. J Basic Clin Pharm. 7 (2), 27-31 (2016).
  19. Alander, J. T., et al. A review of indocyanine green fluorescent imaging in surgery. Int J Biomed Imaging. 2012, 940585(2012).
  20. Xia, J., Chen, W. Y., Maslov, K., Anastasio, M. A., Wang, L. H. V. Retrospective respiration-gated whole-body photoacoustic computed tomography of mice. J Biomed Opt. 19 (1), 016003(2014).
  21. Liu, S., Wang, T., Zheng, X., Zhu, Y., Tian, C. On the imaging depth limit of photoacoustic tomography in the visible and first near-infrared windows. Optics Express. 32 (1), 5460-5480 (2024).
  22. Oraevsky, A., Clingman, B., Zalev, J., Stavros, A., Yang, W., et al. Clinical optoacoustic imaging combined with ultrasound for coregistered functional and anatomical mapping of breast tumors. Photoacoustics. 12, 30-45 (2018).
  23. Cox, B., Laufer, J. G., Arridge, S. R., Beard, P. C. Quantitative spectroscopic photoacoustic imaging: a review. J Biomed Opt. 17 (6), 061202(2012).
  24. Khodaverdi, A., et al. Two photoacoustic spectral coloring compensation techniques adapted to the context of human in-vivo oxygenation measurements. Biomed Optics Express. 16 (6), 2217-2231 (2025).
  25. Reinhart, M. B., Huntington, C. R., Blair, L. J., Heniford, B. T., Augenstein, V. A. Indocyanine green: Historical context, current applications, and future considerations. Surg Innov. 23 (2), 166-175 (2016).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Optoakoestische beeldvormingbeoordeling van oxygenatiedynamische contrastbeeldvormingborstkankermodellenbloedzuurstofsaturatieindocyaninegroenmultispectrale beeldvorming
Evaluaties van zuurstofvoorziening en vasculaire perfusie in preklinische modellen van kanker en wondgenezing met behulp van OS-DCE OAI
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.