Alle dierproeven werden uitgevoerd in strikte overeenstemming met de ethische richtlijnen vastgesteld door de Animal Research Ethics Committee van het Eerste Aangesloten Ziekenhuis van de Xinjiang Medische Universiteit (Goedkeuringsnummer: IACUC-20231121-13) en in overeenstemming met de National Institutes of Health (NIH) gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren (editie 2011). Bovendien werd deze studie uitgevoerd volgens de ARRIVE-richtlijnen. Alle benodigdheden (reagentia, verbruiksartikelen, apparatuur en software) en hun bijbehorende fabrikantinformatie en catalogusnummers worden vermeld in de Materiaaltabel om reproduceerbaarheid te vergemakkelijken.
1. Bacteriecultuur
Referentiestammen van Porphyromonas gingivalis en Fusobacterium nucleatum (stamidentificaties vermeld in de Materiaaltabel) werden onder anaerobe omstandigheden behandeld. Primaire culturen werden gevestigd op pre-gereduceerde Columbia bloedagarplaten en anaeroob geïncubeerd (85% N₂, 10% H₂ en 5% CO₂) bij 37 °C gedurende 48 uur. Voor experimentele preparaten werd een enkele goed geïsoleerde kolonie geïnëntificeerd in 40 ml hersenhartinfusiebouillon en geïncubeerd onder identieke anaerobe omstandigheden tot de groei van de halverwege logitaritma (OD660 = 0,6–0,8). Om de blootstelling aan zuurstof te minimaliseren, werden inoculatie- en overdrachtsstappen uitgevoerd in een anaerobe werkstation met voorgereduceerd medium en gereedschap. Bacteriële concentraties werden gestandaardiseerd op 1 × 10à 8 CFU/mL voor dierlijke blootstelling met OD660-gebaseerde kwantificatie en een stam-specifieke OD–CFU-standaardcurve die onder dezelfde kweekomstandigheden werd gegenereerd; De kalibratiecurve werd vastgesteld door seriële verdunning en kolonietelling op anaerobe agarplaten met ten minste drie onafhankelijke kalibraties. Voor studies naar trofoblastinfecties werden bacteriële suspenties gekwantificeerd met een gevalideerde enumeratiemethode en verdund in een antibioticavrij volledig kweekmedium om de gespecificeerde multipliciteit van infectie (MOI) direct vóór co-kweek te bereiken.
2. Dierenhuisvesting en groepering
Specifieke pathogenevrije C57BL/6J muizen (n = 90; 60 vrouwtjes, 30 mannetjes) van 6–7 weken werden onder gecontroleerde omstandigheden gehuisvest (22 °C ± 2 °C, 60% ± 10% luchtvochtigheid, 12 uur lichtcyclus) met ad libitum toegang tot voedsel en water. Na 1 week acclimatisatie werden muizen willekeurig verdeeld over zes experimentele groepen (n = 15/groep): normale controle (NC), CAP met P. gingivalis (AP), CAP met F. nucleatum (AF), normale zoutoplossing staartader injectie (VN), P. gingivalis staartader injectie (VP) en F. nucleatum staartader injectie (VF). Randomisatie en kooitoewijzing werden geregistreerd om allocatiebias en mogelijke kooi-effecten te minimaliseren.
3. Oprichting van het CAP-model
Alle chirurgische ingrepen werden uitgevoerd onder aseptische omstandigheden. Anesthesie werd geïnduceerd door intraperitoneale toediening van pentobarbital natrium (1,62 mg/30 g lichaamsgewicht) gecombineerd met atropinesulfaat (12,5 μg/30 g lichaamsgewicht), en een adequate anesthesiediepte werd bevestigd door het ontbreken van een terugtrekkingsreflex van het pedaal. Muizen werden op rugligging op een verwarmingskussen geplaatst om de lichaamstemperatuur te behouden, en de mond werd voorzichtig geopend om een stabiele visualisatie van de bilaterale bovenkaken te mogelijk te maken. Bij vergroting werden de pulpakamers van de bilaterale bovenste kiezen geopend met een steriele ronde boor, gevolgd door het verwijderen van coronale pulpaweefsel met steriele micro-instrumenten. Wortelkanaalopeningen werden geïdentificeerd met een kleine endodontische vijl (grootte 06–10), en kanalen werden voorzichtig genavigeerd om openheid te bereiken zonder overmatige kracht te vermijden en zo het risico op perforatie te minimaliseren. De kamer werd gespoeld met steriele zoutoplossing (of steriele PBS) en gedroogd met steriele papieren punten voorafgaand aan de inoculatie.
Bacteriële inoculatie werd uitgevoerd met een gestandaardiseerde suspensie van 1 × 108 CFU/mL. Om de dosering reproduceerbaar te maken, werd het toegediende volume operationeel vastgezet op 2 μL per tand (ongeveer 2 × 105CFU per tand), toegediend met een gekalibreerde micropipettip die bij de kameringang was geplaatst. Een steriele absorberende papieren punt, vooraf doordrenkt met dezelfde suspensie, werd vervolgens in de pulpkamer geplaatst om lokale blootstelling te behouden. Succesvolle levering werd bevestigd door zichtbare natheid van de papierpunt en het ontbreken van lekkage in de mondholte. Na de inenting werd de kamer aan de lucht gedroogd totdat er geen zichtbare vloeistof meer over was, waarna deze werd afgesloten met een licht uitgeharde tandlijm (20 s), gevolgd door restauratie met een licht uitgeharde, vloeibare harscomposiet (20 s). De integriteit van de afdichting werd bevestigd door visuele inspectie en voorzichtig onderzoek; restauraties die gaten of vroegtijdig verlies vertoonden, werden onmiddellijk opnieuw verzegeld. Postprocedurele analgesie en monitoring werden verzorgd volgens de richtlijnen van de institutionele dierenverzorging.
Twee weken later werden periapicale röntgenfoto's gemaakt om de vestiging van CAP te bevestigen. Succesvolle vestiging werd gekenmerkt door een duidelijke periapicale radiolucentie met omringende botveranderingen die overeenkomen met chronische periapicale ontsteking en botdestructie. De paring werd twee weken na de infectie/modelvestiging gestart.
4. Vaststelling van het model voor staartaderinjectie
Bacteriële suspenties werden bereid bij een concentratie van 1 × 108 CFU/mL in steriele zoutoplossing. Muizen werden vastgebonden en de staart werd 1–2 minuten verwarmd om de laterale staartaren te verwijden. Injecties werden uitgevoerd met een fijne naald (meestal 29–30 G) die met de afschuining omhoog in de laterale staartader werd ingebracht onder een ondiepe hoek (ongeveer 10–15°). De juiste intraveneuze plaatsing werd bevestigd door een bloedflits in de naaf en een soepele infusie met lage weerstand; Onsuccesvolle plaatsing werd aangegeven door verhoogde weerstand en/of vorming van een subcutane bleb, waarbij de infusie werd gestopt en herhaald op een meer proximale plaats na korte herverwarming. Muizen kregen dagelijks injecties gedurende drie opeenvolgende dagen (100 μL per muis elke keer). Na drie dagen werden de vrouwen samen met mannen geplaatst en werden de vaginale plugs de volgende ochtend gecontroleerd. Na bevestiging van vaginale plugs (GD 0,5) werden injecties elke drie dagen toegediend (100 μL per muis per tijd) tot de zwangerschapsdag 15.
5. Vaststelling van het zwangere muismodel
Vrouwelijke en mannelijke muizen werden elke dag vanaf 20:00 uur gezamenlijk gehuisvest in een verhouding van 2:1 (vrouwtje:mannetje). De aanwezigheid van een vaginale plug of een sperma-positieve vaginale uitstrijkje om 08:00 uur de volgende ochtend werd aangeduid als zwangerschapsdag (GD) 0,5. Voor elke muis werden het initiële lichaamsgewicht, het gewicht vóór de bevalling, het gewicht na de bevalling, de draagtijd, het gewicht van de neonatale geboorte, de grootte van het nest en het aantal doodgeboorten geregistreerd. Op basis van eerdere studies 29,30 werd de bevalling vóór GD 18.5 operationeel gedefinieerd als vroeggeboorte bij muizen. Omdat zwangerschapsverkorting binnen het termijnbereik kan optreden, werden zwangerschapsuitkomsten geïnterpreteerd met aandacht voor het onderscheid tussen echte vroeggeboorte en zwangerschapsverkortingsfenotypes.
6. Monsterverzameling en -verwerking
Op de 15e zwangerschapsdag werden drie zwangere muizen per groep willekeurig geselecteerd voor placenta- en vasculaire bemonstering (NC/AP/AF en VN/VP/VF). Na anesthesie geïnduceerd door intraperitoneale injectie van pentobarbital natrium (1,62 mg per 30 g lichaamsgewicht) en atropinesulfaat (12,5 μg per 30 g lichaamsgewicht), werden bloedmonsters genomen via retro-orbitale bloedingen. Muizen werden geëuthanaseerd in een kooldioxidekamer totdat de dood werd bevestigd door het ontbreken van ademhaling, hartslag en hoornvliesreflex; De levering van kooldioxide volgde een geleidelijke vulling in overeenstemming met de institutionele richtlijnen voor dierenwelzijn. De bifurcatie van de halsslagader en placentaweefsels werden snel verzameld met steriele instrumenten om kruismonsterbesmetting te verminderen. Het placentaweefsel werd verdeeld in twee delen: één deel werd opgeslagen bij −80 °C, en het andere deel werd vastgezet in 10% neutraal gebufferde formaline gedurende 24 uur, gevolgd door gegradueerde ethanoldehydratie en paraffine-inbedding. De overgebleven muizen werden gemonitord op dagelijks lichaamsgewicht, draagtijd, nestgrootte en geboortegewicht bij neonatale kinderen.
7. Celkweek en behandeling
De menselijke trofoblastcellijn HTR-8/SVneo werd gekweekt in RPMI 1640-medium, aangevuld met 10% hitte-geïnactiveerd fotaal runderenserum bij 37 °C en 5% CO₂. Voor infectie-experimenten werden HTR-8/SVneo-cellen (1 × 106 cellen) in de logaritmische groeifase in 6-wellplaten geplant en een nacht laten hechten. Voor de bacteriële uitdaging werd het medium vervangen door een antibioticavrij volledig medium om antibacteriële overdrachtseffecten tijdens co-kweek te voorkomen. Bacteriële suspenties van P. gingivalis of F. nucleatum werden toegevoegd bij MOI = 50, en elke put werd aangepast naar een eindvolume van 2,5 mL met behulp van een volledig kweekmedium. Platen werden 24 uur geïncubeerd. Supernatanten werden na 24 uur verzameld en geklarend door korte centrifugatie om afval te verwijderen voorafgaand aan de meting van de cytokine. Adherente cellen werden twee keer gewassen met steriele PBS om niet-hechtende bacteriën te verwijderen en vervolgens direct verwerkt voor RNA- of eiwitextractie volgens de hieronder beschreven workflows.
8. Histologische analyse van de muizenplacenta
Placentaweefsels werden vastgezet in 10% neutraal gebufferde formaline gedurende 24 uur, paraffine-ingebed, en doorgesneden op een dikte van 4,5 μm. Er werd routinematig hematoxyline- en eosine (H&E) kleuring uitgevoerd om de morfologie van de placenta te onderzoeken. Voor immunohistochemische kleuring werd antigeenlokalisatie gevisualiseerd met een chromogeen peroxidasesubstraat dat bruine afzettingen op positieve locaties produceerde, gevolgd door tegenkleuring met hematoxyline. Negatieve controles werden uitgevoerd door primaire antistoffen te vervangen door niet-immuunserum.
Om reproduceerbaarheid en transparantie te vergroten, gebruikte immunohistochemische evaluatie een vooraf bepaalde semi-kwantitatieve scoringsmethode. De kleuringsintensiteit werd beoordeeld als 0 (geen), 1 (zwak), 2 (matig) of 3 (sterk), en het percentage positieve cellen werd gescoord als 0 (<5%), 1 (5–25%), 2 (26–50%), 3 (51–75%) of 4 (>75%). Een immunoreactiviteitsscore werd berekend door intensiteits- en procentuele scores per vakgebied te vermenigvuldigen. Voor elke placenta werden minstens vijf niet-overlappende hoogvermogenvelden uit vergelijkbare anatomische gebieden gescoord. De scoring werd onafhankelijk uitgevoerd door twee waarnemers die blind waren voor groepstoewijzing, en meningsverschillen werden opgelost door gezamenlijke beoordeling.
9. Kwantitatieve realtime PCR-detectie van bacteriële DNA-signalen in de carotisbifurcatie en placenta van de muis
Weefsel-DNA werd geëxtraheerd met behulp van een silicakolom-gebaseerde weefsel-DNA-extractieworkflow. Weefsellysaten werden geklarificeerd door centrifugatie bij 12.000 × g gedurende 5 minuten bij 20–25 °C, en supernatanten werden aangebracht op silicakolommen voor DNA-binding door centrifugatie bij 12.000 × g gedurende 1 minuut bij 20–25 °C. De wasstappen werden uitgevoerd volgens de workflow, waarbij elke wasbeurt gevolgd werd door centrifugatie bij 12.000 × g gedurende 1 minuut bij 20–25 °C. Er werd een laatste droge spin uitgevoerd bij 12.000 × g gedurende 2 minuten bij 20–25 °C om restethanol te verwijderen. DNA werd geëlueerd in een 50 μL eluatiebuffer na een incubatie van 20–25 °C en verzameld door centrifugatie bij 12.000 × g gedurende 1 minuut bij 20–25 °C. Bacterieel genomisch DNA werd geëxtraheerd met behulp van een silicakolom-gebaseerde bacteriële DNA-extractieworkflow met dezelfde binding/wash/dry spin/eluation centrifugatieparameters, tenzij anders vereist door de workflow.
DNA-concentratie en zuiverheid werden gemeten met een microvolume nucleïnezuurkwantificeer, en de integriteit werd beoordeeld met agarosegelelektroforese. Gekwalificeerde DNA-monsters werden opgeslagen bij –20 °C voor latere analyse. Doelbacteriële genen werden geamplificeerd en gekloond met primers zoals vermeld in Aanvullende Tabel 1, met PCR-condities gedetailleerd in Aanvullende Tabel 2 en Aanvullende Tabel 3. Versterkte doelbanden werden gezuiverd, gekloond volgens de specificaties van Aanvullende Tabel 4 en omgezet in competente Escherichia coli DH5α-cellen. Recombinante stammen met plasmiden werden geverifieerd om correcte insertsequenties te garanderen, en plasmide-DNA werd geëxtraheerd voor standaardvoorbereiding. Standaardcurves werden gegenereerd door qPCR uit te voeren op seriëel verdunde plasmidstandaarden die doelbacteriële genfragmenten bevatten. De bacteriële DNA-signalen van P. gingivalis 16S en F. nucleatum 16S in carotisbifurcatie- en placentamonsters werden kwantitatief gedetecteerd met realtime PCR, waarbij DNA-kopienummers werden berekend uit Ct-waarden met behulp van de standaardcurve. Reactiesystemen en -programma's worden respectievelijk beschreven in Aanvullende Tabel 5 en Aanvullende Tabel 6. Omdat qPCR bacteriële DNA-signalen aangeeft in plaats van levensvatbaarheid of cellulaire lokalisatie, blijven interpretaties met betrekking tot de aanwezigheid van microbiële micro's op het moeder-foetale grensvlak voorzichtig.
10. ELISA-detectie van ontstekingsfactoren in muisserummonsters en celkweeksupernatanten
Alle reagentia en monsters werden vóór de tests in evenwicht gebracht tot kamertemperatuur. Serumniveaus van TNF-α en IL-1β werden gemeten met behulp van muis ELISA-workflows, en TNF-α en IL-1β niveaus in celkweeksupernatanten werden bepaald met behulp van menselijke ELISA-workflows, volgens de kitprocedures. Standaarden en monsters werden gemeten in dubbele putten, en standaardcurves werden voor elke plaat gegenereerd. Technische duplicaten werden gemiddeld berekend om één waarde per biologische replica te geven.
11. Overige moleculaire biologische analyses
Voor qRT-PCR werd totaal RNA geëxtraheerd uit gekweekte cellen met behulp van een op fenol-chloroform gebaseerde RNA-extractieworkflow. Na fasescheiding werd de waterige fase gezuiverd door centrifugatie bij 12.000 × g gedurende 10 minuten bij 4 °C, en RNA werd neergelaten, gewassen en opnieuw gesuspendeerd volgens de workflow. De RNA-concentratie werd gemeten met een nucleïnezuuranalyzer en de RNA-integriteit werd beoordeeld met agarosegelelektroforese. Reverse transcriptie werd uitgevoerd om cDNA te genereren, en kwantitatieve realtime PCR werd gebruikt om TNF-α en IL-1β mRNA-niveaus te kwantificeren. Primersequenties worden vermeld in Aanvullende Tabel 7, reactiemengsels in Aanvullende Tabel 8 en reactieprogramma's in Aanvullende Tabel 9.
Voor Western blotting werden eiwitlysaten uit muizenplacentaweefsels of trofoblastcellen geclarificeerd door centrifugatie bij 12.000 × g gedurende 15 minuten bij 4 °C, gekwantificeerd en onderworpen aan SDS-PAGE, gevolgd door membraantransfer en antilichaamdetectie met behulp van een fluorescentiebeeldvorming. Gelijke eiwitbelasting werd ingesteld op 30 μg per baan. Originele, niet-bijgesneden membraanbeelden, inclusief molecuulgewichtmarkers, werden behouden voor alle vlekken die in de figuren worden getoond en zijn beschikbaar DOI: 10.57760/sciencedb.28254. Tenzij anders vermeld, verwijst "n" naar biologische replicaten (individuele dieren of onafhankelijke celculturen), terwijl technische herhalingen worden gebruikt voor kwaliteitscontrole en de biologische replicatie niet vervangen.
12. Statistische analyse
Statistische analyses werden uitgevoerd met behulp van statistische analysesoftware en de cijfers werden gegenereerd met grafische software (vermeld in de Materiaalkunde). Normaal verdeelde continue gegevens werden gepresenteerd als gemiddelde ± standaarddeviatie en geanalyseerd door eenrichtings-ANOVA met passende post hoc tests, terwijl niet-normaal verdeelde gegevens werden uitgedrukt als mediaan (interkwartielbereik) en geanalyseerd met de Kruskal–Wallis-test met passende paargewijze vergelijkingen. Statistische significantiedrempels werden vastgesteld op P < 0,05, P < 0,01 en P < 0,001. Tenzij anders gespecificeerd, duidt "n" biologische replicaten aan, en technische replicaten (bijv. duplicaat ELISA-putten) werden gemiddeld om één waarde per biologische replicat te leveren.