De experimentele protocollen die in deze studie zijn gebruikt, zijn goedgekeurd door de Ethiekcommissie van het Hainan General Hospital (protocol nr. 2021-239). De US National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals en de Verklaring van Helsinki werden strikt gevolgd in alle experimentele procedures. De reagentia en de gebruikte apparatuur in deze studie zijn vermeld in de Materiaalkunde.
1. Diermodel en experimenteel ontwerp
Zesendertig mannelijke C57BL/6J muizen (4 weken oud, ca. 20 g) werden in deze studie gebruikt. Alle muizen werden gehuisvest onder standaard laboratoriumomstandigheden (20–25 °C, 50%–65% relatieve luchtvochtigheid, 12-uur licht/donker cyclus) met ad libitum toegang tot voedsel en water. Na een acclimatisatieperiode van 7 dagen werden muizen willekeurig verdeeld in twee groepen (n=18 per groep): de ijzeroverbelastingsgroep (modelgroep), die twee keer per week gedurende 4 weken intraperitoneale injecties van ijzerdextran (0,2 g/kg) kreeg; en de controlegroep, die gelijkwaardige hoeveelheden normale zoutoplossing via intraperitoneale injectie ontvangt. Na 4 weken werden de muizen geëuthanaseerd en werden alvleesklierweefsels geoogst voor vervolganalyse.
2. Serum-ijzermeting
Bloedmonsters werden afgenomen uit de retro-orbitale sinus onder 1% pentobarbitale anesthesie tijdens de diestrus. Na 1 uur op kamertemperatuur te hebben staan, werd het bloed 15 minuten gecentrifugeerd bij 4 °C en 3.000 toeren per minuut. Serum werd gescheiden en opgeslagen bij -80 °C. De serumijzerconcentraties werden bepaald met behulp van een ijzercolorimetrische assaykit volgens het protocol van de fabrikant.
3. Histologische Analyse
Pancreasweefselmonsters werden ondergedompeld in 4% paraformaldehyde voor fixatie, gevolgd door paraffine-inbedding voorafgaand aan de voorbereiding van de sectie. Seriële weefseldoorsneden met een dikte variërend van 4–5 μm werden verkregen en verwerkt via standaard deparaffinisatie- en rehydratatieprocedures. Vervolgens werd een histomorfologisch onderzoek uitgevoerd met behulp van hematoxyline- en eosinekleuring, terwijl ijzerafzetting in alvleesklierweefsel werd geëvalueerd met Pruisische blauwkleuring volgens conventionele histologische kleuringsprotocollen.
4. Celcultuur en kleine interfererende ribonucleïnezuurtransfectie
De MIN6-muizenpancreas-β-cellen werden gekweekt in het gemodificeerde Eagle-medium van Dulbecco met een hoog glucosegehalte en aangevuld met 15% foetaal rundserum, 100 U/mL penicilline, 100 μg/mL streptomycine, 10 mM HEPES, 50 mM natriumpyruvaat en 50 μmol/L β-mercaptoethanol. Alle experimenten werden uitgevoerd bij 80% celconfluentie. Elke keer tijdens celkweek wordt 6–8 ml kweekmedium genomen. De cellen werden op 37 °C gehouden in een bevochtigde atmosfeer van 5% CO₂. Voor functionele studies werden MIN6-cellen in de logaritmische groeifase getransfecteerd met lncRNA-specifiek klein interfererend (si)RNA (gericht op geselecteerd lncRNA op basis van microarrayresultaten; Inhibitorgroep) of negatieve controle siRNA (Inhibitor NC-groep) met Lipofectamine 2000, volgens de instructies van de fabrikant. Na 24 uur cultiveren werden cellen geanalyseerd met behulp van een kwantitatieve polymerasekettingreactie (qRT-PCR) of western blot om de knockdown-efficiëntie te bepalen. Doelsequenties van dit siRNA waren als volgt: siMEG3: GCGUCUUCCUGUGCCAUUUTTAAAUGGCACAGGAAGACGCTT; siNC: UUCUCCGAACGUGUCACGUTTACGUGACACGUUCGGAGAATT. Elk experiment werd driemaal uitgevoerd en drie keer herhaald.
5. Reverse Transcriptie Polymerase Kettingreactie Assay
Totaal RNA werd geëxtraheerd uit alvleesklierweefselmonsters en MIN6-cellen met behulp van een commercieel verkrijgbaar, fenolgebaseerd RNA-isolatiereagens volgens de instructies van de fabrikant. Complementair DNA werd gesynthetiseerd met behulp van een reverse transcription kit in een totaal reactievolume van 20 μL. Na reverse transcriptie was de cDNA-concentratie van de meeste monsters ongeveer 1 μg/μL op basis van monsterkwantificatieanalyse. Vervolgens werd 1 μL cDNA-sjabloon gebruikt voor kwantitatieve realtime PCR-amplificatie. qRT-PCR werd uitgevoerd met een SYBR Green-gebaseerde PCR-detectiekit onder de volgende cyclische omstandigheden: 95 °C voor 30 s, 90 °C voor 15 s, 60 °C voor 34 s, en 68 °C voor 30 s. Relatieve genexpressieniveaus werden bepaald met behulp van de vergelijkende drempelcyclusmethode (2-ΔCT-methode ). GAPDH werd gebruikt als het interne referentiegen voor normalisatie van realtime PCR-gegevens. Alle experimentele procedures werden uitgevoerd volgens de protocollen van de betreffende fabrikanten, en elk experiment werd onafhankelijk minstens drie keer herhaald. De primersequenties die in deze studie zijn gebruikt, zijn vermeld in Aanvullende Tabel 1 en Tabel 2.
6. Celtelling Kit-8 Assay
De celproliferatiecapaciteit werd bepaald met behulp van een celtelkit-8 assay volgens de richtlijnen van de fabrikant. Kort gezegd werden MIN6-cellen geplateerd in 96-wells kweekplaten met een dichtheid van 5 x 103 cellen per put na transfectie met si-MEG3 of si-NC en gedurende 24 uur onderhouden. Op de aangewezen tijdstippen werd 10 μL cellevensvatbaarheidsreagens in elke put geïncubeerd, en de platen werden 2 uur geïncubeerd bij 37 °C. De absorptiewaarden werden vervolgens gemeten op 450 nm met behulp van een microplaatlezer. De cellevensvatbaarheid werd berekend als een percentage ten opzichte van de controlegroep.
7. Apoptosedetectie door Flowcytometrie
Apoptotische veranderingen in MIN6-cellen werden onderzocht met behulp van een Annexin V-FITC/PI apoptosedetectiekit volgens de instructies van de fabrikant. Na 48 uur siRNA-transfectie werden cellen geoogst, tweemaal gewassen met koude, fosfaatgeborrelde zoutoplossing en opnieuw gesuspendeerd in bindingsbuffer. Daarna werden cellen geïncubeerd met 5 μL Annexine V-FITC en 5 μL propidiumjodide gedurende 15 minuten bij kamertemperatuur onder donkere omstandigheden. Direct na het kleuren werden monsters geanalyseerd met flowcytometrie. Vroege en late apoptotische celpopulaties werden gekwantificeerd met behulp van flowcytometrische analysesoftware. Het aandeel apoptotische cellen werd vervolgens berekend voor intergroepvergelijkingen. Elk experiment werd drie keer onafhankelijk uitgevoerd.
8. Western Blot-analyse
Western blot-experimenten werden uitgevoerd volgens eerder gerapporteerde protocollen18. Cellen werden eerst verteerd met trypsine, verzameld en gelyseerd op ijs met behulp van radioimmunoprecipitatie-assay lysisbuffer. Eiwitconcentraties werden gekwantificeerd en equivalente hoeveelheden eiwit werden gescheiden op 10% natriumdodecylsulfaat-polyacrylamide gel-elektroforesegelgels voordat ze werden overgebracht op polyvinylidienfluoridemembranen. Na membraanblokkering werden monsters geïncubeerd met primaire antilichamen tegen NF-κB (1:1000), Bcl-2 (1:1000), Bax (1:1000), caspase-3 (1:1000) en glyceraldehyde-3-fosfaatdehydrogenase (GAPDH) (1:2000) bij de aangegeven verdunningsverhoudingen, gevolgd door incubatie met mierikswortelperoxidase-gekoppelde secundaire antistoffen. Eiwitsignalen werden gedetecteerd met een chemiluminescentiesysteem en gekwantificeerd met ImageJ-software. GAPDH werd gebruikt als interne belastingscontrole, en de expressieniveaus van eiwitten werden uitgedrukt als vouwveranderingen ten opzichte van de controlegroep.
9. Statistische analyse
De gegevens werden uitgedrukt als gemiddelde ± standaarddeviatie (SD). Vergelijkingen tussen groepen werden uitgevoerd met behulp van de Mann–Whitney U test19 met statistische analyse. Een p-waarde <0,05 werd als statistisch significant beschouwd.