Gestandaardiseerde ileale blaasvergroting voor enterocystoplastiek bij ratten via midline laparotomie

Samenvatting

Dit protocol beschrijft een gestandaardiseerd enterocystoplastiekmodel van ratten met een pedicled, vasculariseerd en gedetubulariseerd ileale pleister met tijdelijk externaliseerde urineafleiding via een canulebuis om reproduceerbare blaasvergroting te bereiken.

Samenvatting

Blaasvergroting met behulp van darmsegmenten blijft een hoeksteen reconstructieve procedure voor patiënten met een lage capaciteit of slecht meewerkende blaas wanneer conservatieve therapieën falen. Ondanks de klinische relevantie worden experimentele voortgang en diepgaande studie beperkt door het ontbreken van gestandaardiseerde, reproduceerbare protocollen die chirurgische principes betrouwbaar modelleren in een gecontroleerde preklinische setting. Hier presenteren we een stapsgewijze enterocystoplastiekprotocol voor ratten dat een vasculariseerde, ontdete ileale pleister gebruikt als een pediclele flap om de oorspronkelijke blaas te versterken. De procedure omvat een midline laparotomie, gecontroleerde blootstelling en stabilisatie van de blaas met vasthoudende hechtingen, urinewegafleiding via een exterioriseerde canulebuis Foley, isolatie van een kort ileale segment met een intacte mesenterische pedicle, detubularisatie en spanningsvrije anastomose met de blaaswand. De nadruk ligt op het behouden van mesenteriale perfusie, het voorkomen van pedicle-torsie, het waarborgen van waterdichte hechtingen en het waarborgen van de patentie van de katheter, wat cruciaal is voor procedureel succes en reproduceerbaarheid. Representatieve intraoperatieve validatie met behulp van hyperspectrale beeldvorming (HSI) bij acht niet-overlevende ratten toonde een behouden weefselzuurstoftoevoer en perfusie van het darmsegment na belangrijke operatieve stappen, wat de levensvatbaarheid van het weefsel aan het einde van deze procedure ondersteunde. Dit protocol biedt dus een gestandaardiseerde experimentele benadering voor reproduceerbare chirurgische implementatie van enterocystoplastiek bij ratten. Potentiële downstream-toepassingen van het model omvatten het onderzoek naar metabole en elektrolytenveranderingen, infectiegevoeligheid, slijmproductie en inductie van dysplasie of maligniteit, en blijven nog te worden aangepakt in toekomstige overlevingsonderzoeken.

Inleiding

Een fysiologische functie van de urineblaas is fundamenteel voor het behouden van een hoge levenskwaliteit, aangezien effectieve opslag en ontluchting van urine cruciaal zijn voor continentie, sociaal welzijn en algehele gezondheid. Aandoeningen die de blaasfunctie beïnvloeden kunnen leiden tot aanzienlijke morbiditeit, waaronder urine-incontinentie, terugkerende infecties, nierschade en een diepgaande negatieve impact op het dagelijks leven.

Zowel aangeboren als verworven blaaspathologieën kunnen aanzienlijke functionele stoornissen veroorzaken, wat vaak chirurgische ingrepen noodzakelijk maakt wanneer conservatieve en farmacologische behandelingen onvoldoende blijken. Aangeboren afwijkingen zoals achterste urethrale kleppen¹, blaas- en cloacale exstrofie en epispadien ^2,3 worden vaak geassocieerd met een lage capaciteit en slecht meewerkende blaas, waardoor het risico op achteruitgang van de bovenste urinewegen toeneemt. Evenzo leiden neurologische aandoeningen, waaronder myelodysplasie⁴, multiple sclerose⁵ en ruggenmergletsel⁶, vaak tot neurogene blaasdysfunctie, waardoor zowel opslag- als leegingsmechanismen worden aangetast. Daarnaast kunnen infectieuze oorzaken zoals tuberculose⁷ en schistosomiasis⁸ blaaswandfibrose veroorzaken, wat de gehoorzaamheid vermindert en een prevatbaarheid voor secundaire complicaties veroorzaakt. In refractaire gevallen dient blaasvergroting als een effectieve strategie om de opslagcapaciteit te verbeteren, de intravesicale druk te verlagen en de nierfunctie te behouden, wat uiteindelijk de kwaliteit van leven verbetert en langdurige complicaties vermindert.

Volgens de richtlijnen van de American Urological Association (AUA) over overactieve blaas is blaasvergroting (enterocystoplastiek) geïndiceerd voor patiënten met verminderde blaascapaciteit, slechte therapie, of detrusoroveractiviteit die refractair is aan conservatieve behandeling⁹. Oorspronkelijk beschreven door Tizzoni en Foggi in 1888 met een hondmodel¹⁰ en later aangepast voor menselijke toepassing door von Mikulicz in 1899. Enterocystoplastiek blijft de standaard chirurgische aanpak om de urinebelasting te verlagen en de risico's op nierschade en incontinentie geassocieerd met diverse blaasstoornissen te beperken, waaronder neurogene blaas, blaasexstrofie en posterieure urethrale kleppen^{12, 13}.

De conventionele enterocystoplastiektechniek houdt in dat de blaas in het coronale of sagittale vlak wordt gebivaliseerd, gevolgd door het inbrengen van een gedetubulariseerd darmsegment¹². Het ileum is het meest gebruikte darmsegment, meestal 25-40 cm proximaal van de ileocecale klep¹². Wanneer het ileum ongeschikt is, dient de sigmoïde colon als het voorkeursalternatief¹².

Hoewel deze procedure langdurige duurzaamheid en hoge patiënttevredenheidspercentages biedt¹⁴, brengt de introductie van gastro-intestinaal weefsel in de urinewegen aanzienlijke nadelen met zich mee, waaronder metabole stoornissen, de vorming van blaasstenen en een verhoogd risico op maligniteit 15,16,17.

Gezien deze mogelijke complicaties is er een cruciale behoefte aan gecontroleerde studies om de onderliggende mechanismen te onderzoeken, chirurgische technieken te verfijnen en alternatieve augmentatiematerialen te evalueren. Een knaagdiermodel biedt een gestructureerde en reproduceerbare omgeving om deze aspecten te onderzoeken, waardoor onderzoekers metabole aanpassingen na augmentatie kunnen analyseren, waaronder zuur-basebalans en elektrolytenverstoringen. Bovendien maakt het het onderzoeken van blaasweefselremodellering in de loop van de tijd mogelijk, wat inzicht geeft in fibrose, urotheliale regeneratie en de integratie van vergrote segmenten. Daarnaast biedt een knaagdiermodel, gezien het verhoogde risico op maligniteit geassocieerd met enterocystoplastiek, de mogelijkheid om histopathologische veranderingen in de loop van de tijd te bestuderen en vroege markers van carcinogenese te identificeren. Belangrijk is dat zo'n model ook onderzoek naar biomateriaal- en weefselengineeringtoepassingen faciliteert, wat mogelijk de weg vrijmaakt voor alternatieve augmentatiematerialen met lagere carcinogene en immunogene risico's¹².

Hoewel experimentele blaasvergrotingsmodellen bij knaagdieren en andere soorten zijn gerapporteerd, ontbreekt er een direct vergelijkbaar, gestandaardiseerd stap-voor-stap protocol voor ileale enterocystoplastiek bij ratten via midline laparotomie. Eerdere rattenstudies stelden klassieke augmentatiecystoplastiek vast als experimenteel model en beschreven varianten zoals seromusculaire en laserondersteunde enterocystoplastiek 18,19,20. Vervolgonderzoek richtte zich op langetermijn histopathologische en bacteriologische veranderingen, tumorontwikkeling, transportfysiologie en functionele uitkomsten, terwijl aanvullende reconstructieve modificaties zoals gedeeltelijke blaastransplantatie en fotodynamische vervanging van intestinaal mucosa met urotheel ook werden onderzocht 21,22,23,24,25,26,27. Gezamenlijk tonen deze studies aan dat modellen voor rattenaugmentatie bestaan, maar heterogeen van omvang zijn en zich vooral richten op haalbaarheid, biologische gevolgen, fysiologie of specifieke reconstructieve modificaties 18,19,20,21,22,23,24,25,26,27. Het doel van dit werk is daarom om een gedetailleerde procedurele gids te presenteren voor het uitvoeren van gestandaardiseerde enterocystoplastiek via midline laparotomie bij ratten. Het protocol is vastgesteld in een niet-overlevingsomgeving. Toepassingen die langdurige observatie vereisen zijn plausibel, maar kunnen aanpassing van dit protocol vereisen voor een overlevingsstudie met postoperatief herstel en longitudinale follow-up. Deze kunnen onder meer de evaluatie van functionele uitkomsten, postoperatieve falingsmechanismen, weefselregeneratie in de loop van de tijd of integratie van weefselengineering omvatten.

Het huidige model is ontworpen om belangrijke technische principes van klinische enterocystoplastiek te reproduceren in een gecontroleerde rattenomgeving, terwijl het haalbaar blijft voor gestandaardiseerde experimentele implementatie. Een detubulariseerde ileale pleister werd gekozen omdat detubularisatie de intrinsieke darmcontractiliteit vermindert en beter het reconstructieve principe weerspiegelt dat vaak wordt gebruikt bij klinische augmentatie. Het gebruik van een pedicled, vasculariseerd segment maakt het behoud van mesenteriale perfusie mogelijk en maakt directe beoordeling van de levensvatbaarheid van het weefsel tijdens en na de graftvoorbereiding mogelijk. Externaliseerde urineafleiding via een canulebuis Foley werd geïntegreerd om gecontroleerde blaasafvoer tijdens de procedure te garanderen en om gestandaardiseerde intraoperatieve beoordeling van het gereconstrueerde segment te vergemakkelijken.

Protocol

Alle dierprocedures die in dit document worden beschreven, zijn uitgevoerd binnen geaccrediteerde faciliteiten en zijn goedgekeurd door de institutionele commissie voor dierenverzorging en gebruik (IACUC) van de Baden-Württembergse Regionale Raad in Karlsruhe, Duitsland (35-9185.81/G-62/23). Proefdieren werden behandeld volgens institutionele protocollen en in overeenstemming met de Duitse wetgeving inzake dierenwelzijn, evenals in overeenstemming met de richtlijnen van de Europese Gemeenschap Raad (2010/63/EU) en de ARRIVE-richtlijnen. Mannelijke Sprague-Dawley-ratten (n = 8), 8–12 weken oud en met een gewicht van 400 g, afkomstig van Janvier Labs, werden gebruikt na een acclimatisatieperiode van een week.

1. Anesthesie en analgesie

1. Induceer anesthesie door het dier in een inductiekamer te plaatsen en 4 vol% isofluraan te gebruiken, verdund in 100% zuurstof bij een debiet van 5 L/min.
2. Voor dissociatieve anesthesie, analgesie en sedatie dient u een subcutane injectie toe van 100 mg/kg ketamine (10% oplossing; gelijk aan 0,35 ml voor 400 g lichaamsgewicht) en 4 mg/kg xylazine (1:10 verdunning van 2% oplossing; gelijk aan 0,75 mL voor 400 g)28,29,30,31 bij verlies van de rectingreflex. Dien alle verdovingsmiddelen en pijnstillers toe op basis van mg/kg lichaamsgewicht.
   OPMERKING: Alle vermelde injectievolumes zijn bij benadering voorbeelden voor ratten met een lichaamsgewicht van 400 g en moeten individueel worden berekend voor elk dier.
3. Bevestig de pijnstillende diepte door het ontbreken van een stevige teen-knijprespons met een tang en breng hoornvlieszalf aan om hoornvliesdrooging te voorkomen.
4. Bereik extra analgesie door een subcutane injectie van 5 mg/kg carprofen (1:10 verdunning van 5% oplossing; gelijk aan 0,35 mL voor 400 g).
5. Houd narcose in stand met aanvullende isofluraan via een neonataal mondkapje waar nodig gedurende de operatie.
6. Voer intraoperatieve temperatuurbeheersing uit door het dier op een verwarmingskussen te plaatsen die op 40°C is ingesteld. Plaats daarnaast een rectale temperatuursonde, maar dat is niet verplicht.
7. Bied perioperatieve en postoperatieve vloeistofondersteuning door subcutane injectie van 37 °C isotonische zoutoplossing van 25 mL/kg per uur (gelijk aan 10 mL voor 400 g), verdeeld over injecties elke 20 minuten. Dit moet een laatste injectie na het sluiten van de buik omvatten, berekend voor de verwachte resterende narcose van meestal 30 minuten.

2. Operationele locatie en instrumentvoorbereiding

1. Bereid de schrobtafel voor met instrumenten en materialen, waaronder:
   Atraumatische voorbereidingspang
   Stompe overholt-klemmen
   Voorbereidingsschaar
   Dubbelarmige niet-resorbeerbare monofilament 6-0 hechting
   Enkelarmige snelle resorbabele polyfilament 4-0 hechting
   Een 20 gauge katheter als geïmproviseerde Foley-katheter
   Bevochtigde wattenstaafjes
   Gaasuitstrijkjes
   Isotonische natriumchloride-oplossing
2. Plaats het dier op het knaagdier-chirurgisch blootstellingsapparaat zoals beschreven in eerdere publicaties^30,31. Scheer het buiktoegangsgebied en steriliseer het door afwisselend drievoudige scrubs uit te voeren met 70% ethanol en povidonjodium of op chloorhexidine gebaseerde antiseptische uitstrijkjes, waarbij je in concentrische cirkels werkt vanaf de incisieplaats naar buiten. Herhaal dit drie keer.
3. Bedek het dier met steriele gordijnen en laat alleen het operatieveld blootliggen.

3. Chirurgische toegang via midline laparotomie

1. Voer een mediane abdominale laparotomie van ongeveer 5 cm uit met een fijne schaar en snijd de linea alba longitudinaal in de middenlijn om toegang te krijgen tot de peritoneale holte.
2. Gebruik voorbereidingshaken en vochtige kompressen om de buikwand terug te trekken en de buikholte bloot te leggen.

4. Identificatie en voorbereiding van de dunne darm en de urineblaas (Figuur 1)

1. Identificeer de dunne darm en mobiliseer voorzichtig een lus met atraumatische voorbereidingspang en bevochtigde wattenstaafjes (Figuur 1A.1).
2. Benader de dunne darmlus tot de blaas om een passend geplaatste te identificeren
3. Dunne darmsegment van ongeveer 12 mm lengte voor de uitbreiding (Figuur 1A.2). Dit moet de eerste mechanisch geschikte darmlus zijn van minstens 2 cm proximaal van de ileocecale overgang.
4. Mobiliseer de urineblaas door het omliggende bindweefsel te dissecten met behulp van een voorbereidingsschaar (Figuur 1B).
5. Plaats de hechtingen op de 3-, 6-, 9- en 12-uursposities op de blaaswand met enkelarmige, niet-resorbabele monofilament 4-0 hechtingen (Figuur 1C.1–1C.5).
6. Grijp de blaaskoepel vast met een atraumatische tang en creëer een ongeveer 4 mm dwars defect tussen de stag-naden met behulp van dissectiescharen (Figuur 1D.1–1D.2).
7. Vervang de 4 stag-hechtingen zodat de snijkant erbij betrokken is: trek elke hechting er achtereenvolgens doorheen. Eén hechting tegelijk, leid de naald rond de incisierand, neem een hap vanaf de luminale zijde direct aan de rand, en verlaat dan de rand via de aangrenzende seromusculaire laag om de rand te sluiten, terug te trekken en bloot te leggen (Figuur 1E.1–1E.6).

5. Plaatsing en fixatie van de canulebuis Foley voor externe urineafleiding (Figuur 1)

1. Plaats de intraveneuze canule (G20) door het blaaslumen en schuif deze van de intraluminale zijde via de buikwand naar buiten (Figuur 1F.1–1F.3).
2. Verwijder de metalen canule uit de buis terwijl je de canulebuis stabiliseert met een tang als geïmproviseerde Foley-katheter (Figuur 1F.4–1F.5).
3. Om de canulebuis Foley aan de huid te bevestigen, steek je een niet-resorbabele monofilament 4-0 hechting door het buislumen en veranker deze met een voldoende veiligheidsmarge vanaf de buitenkant om het risico op latere losraken te minimaliseren (Figuur 1G.1–1G.6).
4. Spoel de kateter van de canulebuis door met zoutoplossing om de openheid te bevestigen, met behulp van de buis van een tweede intraveneuze canule die één maat groter is (bijv. G18) dan de oorspronkelijke canule (Figuur 1G.1–1G.9).
5. Hecht de canulebuis Foley intravesaal aan de blaaswand met een snel resorbabel 4-0 polyfilament hechting, waarbij een veiligheidsmarge vanaf de naaf van de canulebuis behouden blijft om het risico op onbedoelde losraken te verminderen (Figuur 1H.1–1H.4).
6. Pak de naaf van de canulebuis vast met een tang en maak deze los van de buis met een schaar (Figuur 1H.5–1H.7).
7. Plaats de canulebuis Foley in de blaas (Figuur 1H.8–1H.9).

Figuur 1: Dunne darm- en blaasvoorbereiding met plaatsing van een externaliseerde urine-afleidingsbuis Foley. (A) Identificatie en benadering van de dunne darm en blaas (A.1–A.2). (B) Mobilisatie van de blaas door dissectie van het peritoneum (B.1–B.4). (C) Plaatsing van stay-hechtingen bij de blaaskoepel (C.1–C.5). (D) Dissectie van de blaaswand (cystotomie) (D.1–D.2). (E) Vervanging van stag-hechtingen (E.1–E.6). (F) Plaatsing van de canule voor externe urinewegafleiding via de cystotomie (F.1–F.5). (G) Fixatie van het segment van de externe canulebuis aan de buikwand (G.1–G.9). (H) Fixatie en definitieve intravesicale plaatsing van de punt van de canulebuis (H.1–H.9). (I) Schematische illustratie die de beschreven voorbereiding en plaatsing van de canulebuis samenvat als een Foley. De dikke stippellijn toont de dunne darm. De dunne stippellijn toont de blaas. Zwarte vierkanten tonen het beeldgedeelte dat in de volgende foto is vergroot. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

6. Isolatie van het dunne darmsegment (Figuur 2)

1. Plaats de dunne darmlus op een steriel gaasuitstrijkje, beoordeel de beweegbaarheid richting de urineblaas en selecteer een geschikt segment van ongeveer 12 mm lengte (Figuur 2A.1–2A.4).
2. Snijd het geselecteerde darmsegment van de resterende darm door, terwijl de mesenteriale bloedtoevoer behouden blijft, en behoud de juiste oriëntatie om latere draaiing van de vaatpedicle te voorkomen (Figuur 2B.1–1B.4).
3. Druk de resterende luminale inhoud van beide doorgesneden darmuiteinden voorzichtig uit met een wattenstaafje (Figuur 2C.1–2C.6).
4. Reflecteer beide aangrenzende ledematen van de dunne darmlus omhoog zodat alleen het geselecteerde segment op het gaasstaafje blijft (Figuur 2D–2E).

Figuur 2: Identificatie en isolatie van een dunne darmsegment voor blaasvergroting. (A) Mobilisatie en identificatie van een geschikt dunne darmsegment voor blaasvergroting (A.1–A.4). (B) Doorsnijding van het geselecteerde dunne darmsegment van de resterende darmlus (B.1–B.4). (C) Afvoer van resterende luminale inhoud (C.1–C.4). (D) Scheiding en plaatsing van de orale en aborale uiteinden van de resterende dunne darmlus. (E) Geïsoleerd dunne darmsegment voorbereid voor latere augmentatie. (F) Schematische illustratie die segmentselectie en isolatie samenvat. De dikke stippellijn toont het geïsoleerde dunne darmsegment. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

7. Voorbereiding van het darmsegment en blaasvergroting (Figuur 3)

1. Open het geïsoleerde darmsegment langs de antimesenteriale rand met een schaar, waardoor een ontmantelde plek van ongeveer 12 mm × 8 mm ontstaat (Figuur 3A.1–3A.3).
2. Verwijder de nieuw gevormde hoekranden van de transplantatie (Figuur 3B.1–3B.3).
3. Ga verder met anastomose van het dunne darmsegment met een dubbelarmige 6-0 monofilament hechting. Op de 12-uurspositie steek je de naald door de blaaswand van de extraluminale naar de intraluminale kant (Figuur 3C.1–3C.2).
4. Steek de naald door de rechterbenedenhoek van het dunne darmsegment van de intraluminale naar de extraluminale zijde. Zorg ervoor dat de dubbelarmige hechting ongeveer tot het midden wordt getrokken, aangezien dit het bovenste ankerpunt definieert (Figuur 3C.3–3C.4).
5. Trek de hechting aan om de darmtransplantatie aan de blaas te benaderen, wat resulteert in een ongeveer 45° tegen de klok in draaiende beweging van het segment. Maak de knoop aan de extraluminale zijde (Figuur 3D.1–3D.2) en steek de tweede naald rond de mesenterie van het darmsegment om circumferentiële hechting van het transplantat van beide zijden mogelijk te maken (Figuur 3E.1).
6. Begin met circumferentiële anastomose van de blaasversterkingspatch: hecht het darmsegment achtereenvolgens in het blaasdefect met een buiten-naar-binnen beet aan de blaasrand, gevolgd door een binnen-naar-buitenbeet door het darmsegment, en ga vervolgens verder met de volgende steek.
7. Laat de stay-hechtingen achtereenvolgens los (Figuur 3E.1–3E.15). Gebruik iets grotere beetjes voor de dunne darmpleister dan voor de blaas; Het is echter de bedoeling dat er aanzienlijk meer lengte op de patch moet worden bedekt, zodat de niet-gehechte overtollige dunne darmlengte blijft.
8. Na voltooide circumferentiële sluiting van het blaasdefect, knoop je één hechtingsuiteinde vast. Met de resterende hechting sluit je het resterende vrije deel van het darmsegment op een kegelvormige ("puntige kapachtige") manier en bind je de hechting af (Figuur 3F.1–3F.6).
9. Breng de blaas terug naar zijn anatomische positie en herpositioneer de darm, zodat de darm niet verdraaid is (Figuur 3G.1–3G.2).

Figuur 3: Constructie van de dunne darmpatch en circumferentiële blaasvergroting anastomose. (A) Dissectie en voorbereiding van het dunne darmsegment (graftvoorbereiding) (A.1–A.3). (B) Excisie van de hoekranden van het transplantaat (B.1–B.3). (C) Initiatie van de anastomose door de ankersteek tussen de graft en de blaasopening te plaatsen (C.1–C.4). (D) Fixatie van het ankerpunt om de randen van graft en cystotomie uit te lijnen (D.1–D.2). (E) Circumferentiële anastomose van de blaasvergrotingspatch naar de blaaswand (E.1–E.15). (F) Sluiting van het resterende weefsel van het dunne darmsegment in een kegelvormige, puntige kapconfiguratie (F.1–F.6). (G) Herpositionering van de organen naar hun anatomische positie (G.1–G.2). (H) Schematische illustratie die graftvoorbereiding en blaasaugmentatie-anastomose samenvat. De dikke stippellijn toont het dunne darmsegment. De dunne stippellijn toont de opening van de blaaswand. De witte pijl toont de naald. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

8. End-to-end dunne darmanastomose (Figuur 4)

1. Gebruik de dubbelarmige, niet-resorbabele monofilament 6-0 hechting doormidden gesneden voor de anastomose. Steek de naald door de antimesenteriale rand van beide darmuiteinden. Draai de knoop nog niet strakker, maar gebruik een parachutetechniek door een klem op het hechtingssegment tussen de darmuiteinden te plaatsen om de visualisatie te behouden (Figuur 4A.3–4A.6).
2. Plaats een hechting door de mesenterische rand van beide darmuiteinden en klem op vergelijkbare wijze (Figuur 4A.7–4A.10).
3. Plaats twee hechtingen door de voorwand van beide dunne darmuiteinden om de sluiting te vergemakkelijken en bevestig de hechtingen met klemmen (Figuur 4B.1–4B.4).
4. Weerkaatsen beide darmuiteinden omhoog om de achterste dunne darmwand bloot te leggen. Analoog aan de voorwand, plaats je twee hechtingen door de achterwand en bevestig je de uiteinden van de hechtingen met klemmen (Figuur 4C.1–4C.4).
5. Zodra alle hechtingen zijn geplaatst, bind je achtereenvolgens alle zes hechtingen vast (Figuur 4D.1–4D.6).
6. Sluit het mesenteriale defect met 2–3 onderbroken snel resorbabele polyfilament 4-0 hechtingen om een latere hernia te voorkomen (Figuur 4F.1–4F.8).

Figuur 4: End-to-end dunne darmanastomose en sluiting van mesenteriale defecten. (A) Plaatsing van uitlijningshechtingen aan de antimesenterische en mesenterische randen (A.1–A.10). (B) Plaatsing van twee voorwandbenaderingshechtingen (B.1–B.4). (C) Blootstelling van de achterwand en plaatsing van twee benaderingspunten van de achterwand (C.1–C.4). (D) Opeenvolgende hechtingen van alle zes hechtingen om de anastomose te voltooien (D.1–D.6). (E) Vergrote end-to-end anastomose (E.1–E.2). (F) Sluiting van het mesenteriale defect met onderbroken hechtingen om interne hernia te voorkomen (F.1–F.8). (G) Schematische illustratie van de eind-tot-eind dunne darmanastomose. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

9. Terminale stappen en overwegingen

1. Sluit de buikwand op een meerlaagse manier onder steriele omstandigheden, in overeenstemming met eerder gepubliceerde protocollen 29,30,31.
2. Voor niet-overlevingsprocedures of geplande beëindiging na follow-up euthanaseer dieren onder diepe anesthesie door een scherpe hartoperatie, cervicale ontwrichting of onthoofding van de guillotine.
3. Indien nodig verwijder je de blaas voor een verdere anatomische evaluatie (bijvoorbeeld beoordeling van de blaasvergroting en darm-blaas anastomose), biomoleculaire analyses of histopathologische beeldvorming.
4. Hiervoor wordt de vergrote blaas en bloc verwijderd door zorgvuldige stapsgewijze dissectie onder directe visualisatie, met voorzichtige loslating van omringende verklevingen, identificatie van de oorspronkelijke blaas, de vergrote darmpatch en anastomotische randen, gevolgd door doorsnijding van de distale blaasuitgang en aangrenzende mesenterische of darmaanhechtingen indien nodig, terwijl compressie of vervorming van het monster wordt vermeden om de weefselarchitectuur te behouden voor verdere analyse.

Resultaten

Om de levensvatbaarheid van het weefsel na dit protocol te bevestigen, werden tijdens de procedure de weefselzuurstofvoorziening en perfusie bij acht ratten beoordeeld (Tabel 1). Voor de enterocystoplastiek werd hyperspectrale beeldvorming (HSI) van de dunne darm uitgevoerd om de zuurstofsaturatie (StO₂) en perfusie (NIR) in het weefsel te visualiseren (Figuur 5A.1). Als negatieve controle werd maximale hypoperfusie geïnduceerd door het klemmen van de aorta ...

Discussie

Dit werk biedt een reproduceerbaar chirurgisch protocol voor enterocystoplastiek bij ratten met behulp van een midline laparotomie, extracorporale cannulatie en incorporatie van een detubulariseerd ileale segment. De techniek volgt de principes van Tizzoni en Foggi voor blaasvergroting en past deze aan op een knaagdiermodel door precieze anesthesie, aseptische voorbereiding, exteriorisatie voor urineafleiding en het oogsten van een vasculariseerd dunne darmpleister te combineren.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
Atraumatische preparatietang	Aesculap	FB395R	DE BAKEY ATRAUMATA atraumatische tang, recht
Blunt overholt klemmen	Aesculap	BJ012R	BABY-MIXTER preparatie- en ligaturenklem, gebogen, 180 mm
Cannulabuis foley voor spoelen en afleiding	Mdk Mart	23-CA-CD-UL-CD	Cannula G18 (alleen de buis wordt gebruikt om de afleidingscannula te spoelen)
Carprofen	cp pharma	115	Carprofen 0,5% (5% met 50 mg/mL verdund 1:10) (Carprosol)
Wattenstaafjes van katoenwol	Amazon	ASIN: B0FPDB8ZGS	Niet-steriele wattenstaafjes van katoenwol (autoclaveer voor overlevingsexperimenten)
Snel resorbeerbare polyfilament 4-0 hechtdraden	COVIDIEN	SV-494	Eenzijdige chirurgische hechtdraad van resorbeerbaar polyglactin met een P-13 naald
Fixatiestaven	legefirm	‎500343896	Stemmingsvorken die worden gebruikt als Y-vormige metalen fixatiestaven
Foleykatheter	B. Braun	4242010-02	20 Gauge 50 mm Introcan Safety 2 Katheter als afleidingscannula
Gaasjes	Medrull	ASIN: B09164D1JG	Steriele gaasjes
Verwarmingskussen	Royal Gardineer	IP67	Royal Gardineer verwarmingskussen formaat S, 20 Watt
Hyperspectral beeldcamerasysteem	Diaspective Vision	TIVITA Tissue Halogen	HSI systeem voor validatie
Isofluraan	Piramal Critical Care	PZN / EAN 09714675 / 4150097146757	100% isofluraan 250 mL
Isofluraanverdamper	UNO ROESTVASTSTAAL BV	180000002	Isofluraanverdamper
Isotone natriumchlorideoplossing	B. Braun	ASIN: B007PZJOQ4	0,9% natriumchlorideoplossing
Ketamine	cp pharma	1202	Ketamine 10% (100 mg/mL)
Metalen cannula	BD (Beckton, Dickinson)	301300	BD Microlance 3 cannula 20 Gauge als preparatiehaken
Neonatale gelaatmasker	asia connection	ME03016-0	Neonatale gelaatmasker maat #0 voor neonaten
Niet-resorbeerbare monofilament 4-0 hechtdraden	COVIDIEN	SP-670	Eenzijdige chirurgische hechtdraad van niet-resorbeerbaar polypropyleen met een C-16 naald
Niet-resorbeerbare monofilament 6-0 hechtdraden	COVIDIEN	VP-733-X	Tweezijdige chirurgische hechtdraad van niet-resorbeerbaar polypropyleen met twee CV-22 naalden
Oftalmische zalf	Bayer Vital GmbH	1578681	5% dexpanthenol
Kunststof perfusorslang	M. Schilling GmbH	S702NC150	Aansluitbuis COEX 150 cm
Preparatiescheren	Aesculap	BC177R	JAMESON preparatiescheren, gebogen, fijn model, stomp/ stomp, 150 mm (6")
Inductiekamer voor ratten	wpiinc	EZ-1785	Inductiekamer voor narcose
Stalen plaat	Maschinenbau Feld GmbH	C010206	Gegalvaniseerde plaat, 40 x 50 cm, dikte 4,0 mm
Xylazin	cp pharma	1206	Xylazin 0,2% (2% met 20 mg/mL verdund 1:10) (Xylavet)