Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Geïntegreerd protocol voor het beoordelen van meningeale lymfekatica: Cisterna magna-injectie, lymfeklierbeeldvorming, meningeale dissectie en whole-mount kleuring

412 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/71140

⸱

29 mei 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1School of Medicine, School of Life Sciences, Shanghai University, 2Institute for Translational Brain Research, State Key Laboratory of Medical Neurobiology, MOE Frontiers Center for Brain Science, Fudan University, 3Children's Hospital of Fudan University, National Children's Medical Center, 4First Clinical College, Fujian Medical University; Department of Laboratory Medicine, The First Affiliated Hospital of Fujian Medical University, Fujian Key Laboratory of Laboratory Medicine

In dit artikel

Samenvatting

Hier wordt een protocol gepresenteerd om muis meningeale lymfevaten (MLV's) te beoordelen, die een belangrijke rol spelen bij meerdere neurologische aandoeningen. Het doel van dit protocol is het bieden van een geïntegreerde methode die zowel functionele evaluatie van tracerdrainage als gedetailleerde morfologische karakterisering van het dorsale MLV-netwerk mogelijk maakt.

Samenvatting

Meningeale lymfatische vaten (MLV's) zijn uitgegroeid tot cruciale regulatoren van de homeostase van het centrale zenuwstelsel (CZS), en de disfunctie van MLV's is in verband gebracht met diverse neurologische aandoeningen. Een uitgebreide beoordeling van de morfologie en functie van MLV's is daarom essentieel om hun rol in de fysiologie en ziekte van het NERVOUS (CZS) te begrijpen. Dit protocol beschrijft een geïntegreerde methode voor het evalueren van MLV's bij muizen met behulp van vier belangrijke technieken: intra-cisterna-magna (i.c.m.) injectie van fluorescerende tracers, live imaging van cervicale lymfeklieren (CLN's), meningeale dissectie en whole-mount kleuring. Ten eerste wordt de 30 G naald via een polyethyleen (PE) buis verbonden met de spuit en de infuuspomp. Nadat de muis is verdoofd, wordt de dura mater blootgelegd door een stomp dissectie van de nekspieren, en wordt de injectienaald in de cisterna magna (CM) ingebracht om de tracer met nauwkeurige controle in het hersenvocht (CSF) af te voeren. Tracerdrainage naar de CLN's kan in realtime worden weergegeven, terwijl daaropvolgende meningeale dissectie en volledige kleuring een gedetailleerde morfologische analyse van de dorsale MLV's mogelijk maken. De volledige procedure kan binnen 3 uur worden uitgevoerd, inclusief ICM-injectie, weefselperfusie, schedelisolatie en plaatsing in fixatieoplossing. Dit protocol kan ook worden aangepast voor intracraniële geneesmiddeltoediening of gecombineerd met moleculaire analyses, aangezien de meningeale dissectieprocedure compatibel is met verse, niet-gefixeerde weefsels die geschikt zijn voor RNA- en eiwitextractie.

Inleiding

MLV's bevinden zich in de durale sinussen en kunnen CSF-componenten en immuuncellen van het centrale zenuwstelsel naar de CLN's 1,2 transporteren. De ontdekking van MLV's heeft het traditionele concept van het centrale zenuwstelsel "immuunprivilege" uitgedaagd en is de afgelopen jaren uitgegroeid tot een onderzoekshotspot3. Uit onderzoek blijkt dat een verminderde MLV-functie nauw samenhangt met verschillende ziekten, waaronder de ziekte van Alzheimer, leeftijdsgebonden cognitieve achteruitgang, hersentumoren en CZS-infecties 4,5,6,7. Naarmate het onderzoek op dit gebied vordert, is er een groeiende behoefte aan geïntegreerde, reproduceerbare en goed gestandaardiseerde experimentele methoden.

De meeste bestaande protocollen voor lymfevatonderzoek richten zich op perifere lymfevaten 8,9,10. In studies met betrekking tot MLV's beschreef een eenvoudige CM-cannulatieprocedure die directe toegang tot het CSF mogelijk maakt zonder de schedel of hersenparenchym11 te beschadigen. In combinatie met beeldvormingstechnieken kan deze methode effectief de functie van het glymfatische systeem en de dynamiek van het CSF beoordelen. Gedetailleerde experimentele protocollen voor het bestuderen van de functie en morfologie van MLV's zijn echter niet goed gedocumenteerd.

Het huidige protocol integreert functionele beeldvorming met morfologische analyse, waardoor gelijktijdige verwerving van drainagefunctie- en structurele morfologiegegevens van hetzelfde dier mogelijk wordt, waardoor het aantal gebruikte dieren wordt verminderd en de gegevensvergelijkbaarheid en consistentie verbetert. Over het algemeen kan dit protocol worden gebruikt om structurele en functionele veranderingen in MLV's in verschillende ziektemodellen te bestuderen, evenals om de effecten van farmacologische of genetische interventies op MLV's te evalueren. Het protocol biedt gedetailleerde beschrijvingen van de operationele stappen, belangrijke voorzorgsmaatregelen en richtlijnen voor probleemoplossing. Daarnaast kan de in dit protocol beschreven i.c.m.-injectietechniek onafhankelijk worden toegepast voor intracraniële medicijntoediening, en is de meningeale dissectieprocedure compatibel met vers weefsel voor latere RNA- of eiwitextractie, wat aanzienlijke flexibiliteit en schaalbaarheid biedt.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De muizenprocedures die in dit protocol worden beschreven, zijn uitgevoerd in overeenstemming met het protocol dat is goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de Universiteit van Shanghai (Goedkeuringsnummer ECSHU 2023-099).

1. Voorbereiding van chirurgische instrumenten en buffers

VOORZICHTIG: Werk met een chemische dampkap en gebruik handschoenen om de potentiële risico's bij het werken met PFA, een matig giftige en kankerverwekkende stof, te minimaliseren. Alle handelingen waarbij isoamylalcohol betrokken is, moeten worden uitgevoerd in een chemische dampkap, weg van ontstekingsbronnen, met handschoenen en masker, om blootstellingsrisico's te verminderen.

  1. Bereid chirurgische instrumenten voor, zoals één paar rechte schaar, twee paar gebogen fijnpuntige tangen, twee paar stompe pincet, één paar microschaar en één paar rechte micropincetten met gladde (niet-gekartelde) uiteinden.
    OPMERKING: Veeg chirurgische instrumenten af met 75% ethanol en houd ze droog, zowel voor als na het experiment.
  2. Maak buffers klaar.
    1. 1x PBS.
    2. 4% paraformaldehyde fixoplossing (4% PFA).
    3. Blokkerende oplossing (1x PBS met 3% rundereserumalbumine (BSA), 0,5% Triton X-100 en 2% fotaal rundserum).
    4. Antilichaamverdunningsbuffer (1x PBS met 3% BSA en 0,5% Triton X-100).
    5. Antifade Montagemedium.
      OPMERKING: Het voorbereide reagens kan een maand lang bij 4 °C worden bewaard.
  3. Maak 2,2,2-tribromoethanol anesthetica-oplossing (Avertin, 1,25%, 50 mL)
    1. Weeg 0,625 g tribromoethanol in een 2 mL buis, voeg 1,25 mL isoamylalcohol toe en los grondig op (37 °C shaker).
    2. Breng de volledig opgeloste tribromoethanol-isoamylalcoholoplossing over in een 50 mL conische buis, voeg 1x PBS toe om het totale volume op 50 mL te brengen, en meng grondig.
    3. Filter de oplossing door een 0,22 μm filter in een biologische veiligheidskast.
  4. Bereid Ovalbumine, Alexa Fluor 647 Conjugaat (OVA-647) oplossing voor (2 mg/mL). Los 2 mg OVA-647 op in 1 ml kunstmatig hersenvocht (aCSF).

2. Assemblage van de injectienaald en aansluiting op de micro-injectiepomp

  1. Gebruik een stompe pincet om de 30 G naald af te breken en behoud de punt11 (buitendiameter 0,30 mm, binnendiameter 0,15 mm, lengte 8 mm).
  2. Gebruik een 30 cm lange PE-10 buis (buitendiameter 0,64 mm, binnendiameter 0,28 mm) om de gebroken 30 G naald te verbinden met de microinjectienaald met een 30 G naald (Figuur 1).
  3. Bevestig de micro-injectienaald, met de slang en de 30 G naald eraan bevestigd, op de micro-injectiepomp.

3. ICM-injectie en live beeldvorming

VOORZICHTIG: Als de naald te diep wordt ingebracht en het hersenparenchym binnendringt, wordt de injectie in het hersenweefsel afgegeven in plaats van in het CSF-compartiment, wat de nauwkeurigheid van het resultaat aantast en mogelijk leidt tot muissterfte. Tijdens de operatie is continue fysiologische monitoring van de muis vereist. De diepte van de anesthesie moet elke 15 minuten worden beoordeeld met behulp van de teenknijpreflex om ervoor te zorgen dat het dier pijnvrij blijft. De lichaamstemperatuur moet worden gehandhaafd op 37 °C ± 0,5 °C met een verwarmingskussen om onderkoeling en de bijbehorende effecten op de fysiologische functie te voorkomen. Daarnaast moeten ademhaling en hartslag elke 30 minuten worden geregistreerd, beoordeeld door het observeren van thoracale bewegingen en het palperen van de hartapex. Tijdens de i.c.m.-injectie, als de naald te diep wordt ingebracht en bloeding veroorzaakt, duidt dit op een mislukte injectie. Beëindig het experiment en euthanaer het dier.

  1. Weeg de muis en dien 200 mg/kg Avertine toe via intraperitoneale injectie om de muis te verdoven.
    OPMERKING: Alternatieve anesthetica (bijv. ketamine/xylazine) kunnen worden gebruikt.
  2. Breng onthaaringscrème aan op het baarmoederhalsgebied om haar boven de lymfeklieren te verwijderen wanneer de teenknellingsreflex stopt en de ademhaling langzaam en gelijkmatig wordt.
  3. Scheer het dorsale nekgebied af.
  4. Plaats de muis in een stereotaktisch frame op een verwarmingskussen met de kop 120° gekanteld ten opzichte van de stam (Figuur 2A).
  5. Maak het gebied achtereenvolgens schoon met povidonjodium en 75% ethanol.
  6. Breng erytromycine oogzalf aan.
  7. Maak een middenlijnincisie in de huid van de nek en scheid de spierlagen bot.
    OPMERKING: Met twee paar stompe tangen scheid je de spierlagen om bloedingen te minimaliseren.
  8. Snijd door de spier met fijne pincetten totdat de doorschijnende dura mater boven de CM zichtbaar  wordt (Figuur 2B, C).
    OPMERKING: Gebruik een fijn gebogen pincet om de spieren terug te trekken en een consistente blootstelling van de CM te behouden.
  9. Onder een stereomicroscoop gebruik je een stompe pincet om de naald vast te houden en plaats je deze onder een hoek van 45° ten opzichte van het vlak van de dura mater tot een diepte van ongeveer 1–2 mm. Plaats de naaldafschuining parallel aan de dura mater zodat deze volledig onder de dura mater ligt (Figuur 2D).
    OPMERKING: Oefen zachte kracht uit met de naald om de dura mater te doorboren. Een succesvolle punctie wordt aangeduid door een voelbaar verlies van weerstand, samen met het zicht van de naaldpunt onder de dura mater en de uitstroom van CSF.
  10. Gebruik absorberend papier om lekkende CSF te drogen.
  11. Stel de micro-injectiepomp in op 1 μL/min. Injecteer 5 μL OVA-647-oplossing (2 mg/mL) in de CM4 (Figuur 2E).
  12. Laat de naald 2 minuten zitten om terugvloeiing te voorkomen.
  13. Breng één druppel biologische lijm aan op de meningen.
  14. Sluit de operatiesnee.
  15. Voer in vivo beeldvorming uit van de muis om de kleurstofintensiteit in de CLN's op verschillende tijdstippen (30 min, 60 min) te monitoren. Gebruik de volgende beeldparameters: belichtingstijd: 0,5 s; excitatiefilter: 640 nm; Emissiefilter: 680 nm.

4. Het isoleren van het dorsale aspect van de muisschedel

OPMERKING: Controleer het ontbreken van de teenknellingsreflex en het stoppen van spontane ademhaling voordat u thoraxdissectie start.

  1. Euthanaseer de muis met een overdosis Avertin (600 mg/kg) en voer een hartperfusie uit met 20 mL 1x PBS of normale zoutoplossing.
  2. Onthoofd de muis om de kop te isoleren.
  3. Maak een incisie langs de middenlijn van de schedel om de hoofdhuid te openen.
  4. Gebruik twee gebogen hemostaten om de hoofdhuid aan beide kanten te scheiden door voorzichtige terugtrekking. Vervolgens breng je de gebogen hemostaten in de oogkas en verwijder je voorzichtig de resterende hoofdhuid van de neus- en mondstreek (Figuur 3A–C).
    OPMERKING: Deze methode maakt een snelle en volledige scheiding van de hoofdhuid mogelijk.
  5. Verwijder de onderkaak terwijl de schedel intact blijft (Figuur 3D).
  6. Verwijder het bot van de basis van de schedel om het ventrale deel van de hersenen bloot te leggen (Figuur 3E).
  7. Haal voorzichtig de hersenen uit met een stompe tang, waarbij contact met de dura mater van de pariëtale botten wordt vermeden (Figuur 3F).
  8. Dompel de dorsale schedel volledig onder in 5 mL, 4% PFA en fixeer 24 uur bij 4 °C (Figuur 3G).
    PAUZEPUNTEN: Bewaar gefixeerde schedels op 4 °C niet langer dan een week. Haal het monster van 4 °C en laat het weer kamertemperatuur bereiken vóór de meningeale dissectie.

5. Dissectie van meningen uit de muisschedel

  1. Was de gefixeerde schedel met 5 mL 1x PBS, en herhaal de wash drie keer (10 minuten per stuk).
  2. Plaats de schedel met de rugzijde naar beneden in een schaaltje van 10 cm gevuld met 1x PBS  (Figuur 4A).
  3. Gebruik de punt van een fijngetipte tang om de tympanische bulla vast te grijpen of te drukken en deze uit de schedel te verwijderen (Figuur 4B).
    OPMERKING: Het verwijderen van de tympanische bulla is een cruciale stap om meningeale scheuren veroorzaakt door adhesie tijdens de scheiding van de schedel te voorkomen.
  4. Knip nauwkeurig langs het buikoppervlak van de schedel over een afstand van ongeveer 2 mm met een schaar om ze glad te maken (Figuur 4C).
  5. Gebruik fijne pincetten en verwijder zorgvuldig het resterende witte weefsel van het samenkomen van de bijholtes (COS) van de meningen (Figuur 4D).
    OPMERKING: Onvolledige verwijdering van restweefsel is een belangrijke oorzaak van niet-specifieke kleuring bij immunolabeling.
  6. Gebruik fijne microtangen om voorzichtig één rand van de hersenvlies van de schedelrand op te tillen, en vervolgens de andere rand op (Figuur 4E, F).
  7. Grijp de komvormige rand van de meninges en trek om deze te scheiden van de schedel in het COS-gebied (Figuur 4G).
  8. Verwijder het bovenkaakbot met een schaar (Figuur 4H).
  9. Pak de komvormige rand van de hersenvliezen weer vast en trek om de hersenvliezen van de schedel te scheiden bij het frontale bot (Figuur 4I).
  10. Plaats de intacte meninges in een 24-wells plaat met 1 mL 1x PBS, klaar voor kleuring.
    OPMERKING: Als de meningen tijdens de autopsie barsten, vooral bij de overgang van de superior sagittale en transversale sinussen, is het monster mogelijk niet geschikt voor verdere analyse. Als er hoge niet-specifieke achtergrondkleuring wordt waargenomen, voeg dan een afkoelingsstap toe na PFA-fixatie (bijvoorbeeld incuberen met 0,1 M glycineoplossing gedurende 40 minutenen 12) om het achtergrondsignaal verder te verminderen.

6. Blokkering, primaire antilichamen en secundaire antilichaamkleuring

  1. Gebruik een pipet van 1 ml om de 1x PBS te aspireren zodat de meningen aan de onderkant van de putplaat blijven hechten.
  2. Blokkeer de hele-mount meninges met 200 μL blokkeringsoplossing in een 24-wells plaat gedurende 1 uur bij kamertemperatuur.
    OPMERKING: Verspreid de meningen voorzichtig volledig in de blokkerende oplossing met een tang om een gelijkmatige blootstelling te garanderen.
  3. Gebruik een pipet om de blokkeringsoplossing te verwijderen.
  4. Incubeer de hele berg meningen met 200 μL verdund antilichaam anti-LYVE-1 (lymfatisch vat-specifiek marker13) bij een verdunning van 1:200 (eindconcentratie 1 μg/mL) bij 4 °C.
  5. Gebruik een pipet om de antistofoplossing te verwijderen.
  6. Was drie keer met 1x PBS (10 minuten per stuk).
  7. Incubeer hele hoesvlies met de DAPI (eindconcentratie 1 μg/mL) en Alexa Fluor 488 donkey anti-rat IgG (eindconcentratie 2 μg/mL) gedurende 1 uur bij kamertemperatuur in 1x PBS.
    OPMERKING: Bescherm tegen licht tijdens antistofincubatie.
  8. Gebruik een pipet om de antistofoplossing te verwijderen.
  9. Was drie keer met 1x PBS (10 minuten per stuk).

7. Montage en beeldvorming

  1. Pipetteer 100 μL 1x PBS op het midden van een slide.
  2. Laat de hersenvlies van de hele mount zweven en verspreiden binnen de druppel (Figuur 5A).
  3. Aspireer de 1x PBS zodat het weefsel plat aan het preparaat kan hechten (Figuur 5B).
  4. Breng 20 μL montagemedium aan op de meninges van de hele montage.
  5. Plaats een deklaag over het weefsel (Figuur 5C).
  6. Laat de glaasjes aan de lucht drogen op kamertemperatuur en bewaar ze op 4 °C.
    PAUZEPUNTEN: De dia's kunnen tot een maand op 4 °C worden bewaard. Haal de sleuf van 4 °C en laat hem weer kamertemperatuur krijgen. Verwijder eventuele condensatie van het diaoppervlak met absorberend papier.
  7. Gebruik een 20x objectieflens om MLV-beelden te maken. Stel het kanaal in op FL Green met een emissiegolflengte van 518 nm en een belichtingstijd van 100 ms.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Na de i.c.m.-injectie van OVA-647 toonde in vivo beeldvorming van kleine dieren duidelijke ovaalvormige fluorescerende signalen die bilateraal verspreid waren in de cervicale regio (Figuur 6A). Bij succesvolle injecties was de tracer duidelijk zichtbaar in de CLN's na injectie, met een piek van de fluorescentieintensiteit rond ongeveer 60 minuten (Figuur 6B). Daarnaast werden fluorescerende signalen waargenomen in de ge...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dit protocol biedt een uitgebreide methode voor het evalueren van de functie en morfologie van MLV's door integratie van i.c.m.-injectie, in vivo beeldvorming van CLN's, meningeale dissectie en whole-mount kleuring. Een belangrijk voordeel van deze geïntegreerde aanpak ten opzichte van conventionele methoden is dat het gelijktijdige beoordeling van lymfedrainagefunctie en vatmorfologie binnen hetzelfde dier mogelijk maakt, waardoor aparte cohorten niet nodig zijn en de experimen...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren geen concurrerende belangen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door financiering van het National Key R&D Program of China (2023YFC2306500), de National Natural Science Foundation of China (82502108) en de China Postdoctoral Science Foundation (2024M760542).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
ACSF (Artificial Cerebrospinal Fluid)Tocris  Cat# 3525
Alexa Fluor 488 donkey anti-rat IgG (1:1000 verdunning)InvitrogenCat# A-21208
Antifade Montage MediumBeyotimeCat# P0126
Blunt-tipped forcepsRWD Life ScienceCat# F12011-10
BSABeyotimeCat# ST023
DekselglazenCITOTESTCat# 80312-3161
Gebogen scherpe forcepsRWD Life ScienceCat# F11003-11
DAPISigma-AldrichCat# D9542
OntharingscrèmeVeetN/A
Schaal-10 cmThermo Fisher ScientificCat# 150464
Weggeefbare intraveneuze (IV) infuusnaaldZhejiang Kindly Medical Devices N/A
Ethanol-75%Sinopharm Chemical Reagent Cat# 80176961
Foetaal runderserumExcellCat# FSD500
Filter-0.22 µmMerck Millipore Cat# SLGPR33RB
GlijmiddelglazenCITOTESTCat# 80340-3610
Isoamyl alcoholSinopharm Chemical Reagent Cat# 10003218
IVIS SpectrumPerkinElmerN/A
Micro forcepsShinva Medical Instrument Cat# ZD372RB 
Micro schaarShinva Medical Instrument Cat# ZO13056R
Microinjectienaald (25 µL)Shanghai Gaoge Industry & Trade N/A
MicroinjectiepompVoyage PowerCat# QHZS-001A
Muis: C57BL/6 wild-type, 8 weken oud, mannelijk CavensN/A
Naald-30GZhejiang Kindly Medical Devices N/A
Normale zoutoplossingBeyotimeCat# ST341
Ovalbumine, Alexa Fluor™ 647 ConjugaatThermo Fisher ScientificCat# O34784
Paraformaldehyde Fix Oplossing-4%BeyotimeCat# P0099
PE-10 slangShanghai Qiujing Biochemische Reagens en InstrumentN/A
Fosfaatgebufferde zoutoplossing (1x PBS)BeyotimeCat# ST447
Ratten anti-LYVE-1 (1:200 verdunning)Santa CruzCat# sc-65647
StereomicroscoopJonecCat# JSZ6
Stereotactisch frameRWD Life ScienceCat# 68030
Rechte schaarRWD Life ScienceCat# S12007-10
Spuit-1-mL Zhejiang Kindly Medical Devices N/A
Weefselkleefstof I3M VetbondCat# 1469SB
TribromoethanolSigma-AldrichCat# T48402
Triton X-100 Sigma-Aldrich Cat# T8787
VS120 Hoog-doorvoer fluorescentiebeeldvormingssysteemOlympusN/A

Referenties

  1. Louveau, A., et al. Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels. Nature. 523, 337-341 (2015).
  2. Aspelund, A., et al. A dural lymphatic vascular system that drains brain interstitial fluid and macromolecules. J Exp Med. 212, 991-999 (2015).
  3. Sandrone, S., Moreno-Zambrano, D., Kipnis, J., Van Gijn, J. A (delayed) history of the brain lymphatic system. Nat Med. 25, 538-540 (2019).
  4. Da Mesquita, S., et al. Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and alzheimer's disease. Nature. 560, 185-191 (2018).
  5. Hu, X., et al. Meningeal lymphatic vessels regulate brain tumor drainage and immunity. Cell Res. 30, 229-243 (2020).
  6. Li, X., et al. Meningeal lymphatic vessels mediate neurotropic viral drainage from the central nervous system. Nat Neurosci. 25, 577-587 (2022).
  7. Rustenhoven, J., et al. Age-related alterations in meningeal immunity drive impaired cns lymphatic drainage. J Exp Med. 220, (2023).
  8. Kodama, T., Hatakeyama, Y., Kato, S., Mori, S. Visualization of fluid drainage pathways in lymphatic vessels and lymph nodes using a mouse model to test a lymphatic drug delivery system. Biomed Opt Express. 6, 124-134 (2015).
  9. Banerjee, R., Knauer, L. A., Yang, Y. Protocol for in vivo and in vitro study of lymphatic valve formation driven by shear stress signaling pathway. STAR Protoc. 4, 102141 (2023).
  10. Akwii, R. G., et al. Murine dermal lymphatic endothelial cell isolation. J Vis Exp. (197), e65393 (2023).
  11. Xavier, A. L. R., et al. Cannula implantation into the cisterna magna of rodents. J Vis Exp. (135), e57378 (2018).
  12. Hsieh, Y. T., Chen, S. L. Visualization and analysis of neuromuscular junctions using immunofluorescence. Bio Protoc. 14, e5076 (2024).
  13. Banerji, S., et al. Lyve-1, a new homologue of the cd44 glycoprotein, is a lymph-specific receptor for hyaluronan. J Cell Biol. 144, 789-801 (1999).
  14. Da Mesquita, S., et al. Meningeal lymphatics affect microglia responses and anti-abeta immunotherapy. Nature. 593, 255-260 (2021).
  15. Betsholtz, C., et al. Advances and controversies in meningeal biology. Nat Neurosci. 27, 2056-2072 (2024).
  16. Ma, Q., et al. Rapid lymphatic efflux limits cerebrospinal fluid flow to the brain. Acta Neuropathol. 137, 151-165 (2019).
  17. Hablitz, L. M., et al. Increased glymphatic influx is correlated with high eeg delta power and low heart rate in mice under anesthesia. Sci Adv. 5, eaav5447 (2019).
  18. Lee, H., et al. The effect of body posture on brain glymphatic transport. J Neurosci. 35, 11034-11044 (2015).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

meningeale lymfevateninjectie van fluorescente tracercervicale lymfeklierendura matercentraal zenuwstelselweefselperfusie
Geïntegreerd protocol voor het beoordelen van meningeale lymfekatica: Cisterna magna-injectie, lymfeklierbeeldvorming, meningeale dissectie en whole-mount kleuring
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.