Niet-destructieve 3D-kwantitatieve analyse van residueel parodontale ligament op geëxtraheerde menselijke premolaren met intraorale scanning

Samenvatting

Dit protocol beschrijft een niet-destructieve, kwantitatieve 3D-digitale methode voor het evalueren van het resterende parodontale ligament op getrokken tanden. Met behulp van intraorale scanning en reverse-engineering software hebben we een ex vivo workflow voor parodontale beoordeling opgezet, wat een methodologische basis biedt voor het vergelijken van extractietechnieken in preklinisch onderzoek.

Samenvatting

Opzettelijke tandreplantatie is een waardevolle behandeling om natuurlijke tanden met endodontische laesies te behouden. Het succes ervan hangt in belangrijke mate af van de levensvatbaarheid en structurele integriteit van het residuele parodontale ligament (PDL). Traditionele evaluatiemethoden, zoals histologisch doorsnijden of tweedimensionale fotografie, zijn ofwel destructief of beperkt door projectiefouten. Om deze beperkingen aan te pakken, presenteert dit protocol een niet-destructieve, kwantitatieve methode voor het evalueren van residuele PDL met behulp van intraorale scanning met hoge precisie. Getrokken tanden werden gekleurd om het PDL-weefsel te visualiseren en driedimensionaal gescand om hoogwaardige digitale modellen te genereren. De gegevens werden geanalyseerd met reverse engineering-software, waarbij een interessegebied werd gedefinieerd en de resterende PDL-dekking werd gekwantificeerd via kleurdrempeling. Deze benadering berekende het werkelijke 3D-dekkingsgebied van de PDL zonder het biologische monster in gevaar te brengen. Om de gevoeligheid en bruikbaarheid van dit protocol te evalueren, werd het toegepast om minimaal invasieve (MI) extracties met periotomen te vergelijken met conventionele tangextracties. Digitale analyse toonde aan dat de MI-methode significant meer PDL-weefsel (61,99%) behield dan de conventionele methode (50,46%). Bovendien bevestigde een volgende cellevensvatbaarheidstest de digitale bevindingen, wat een significant hogere metabole activiteit in de MI-groep aantoonde. Uiteindelijk stelt dit werk een proof-of-concept workflow vast voor ex vivo kwantitatieve PDL-beoordeling, waarmee een robuuste methodologische basis wordt geboden voor het vergelijken van extractietechnieken in preklinisch onderzoek.

Inleiding

Opzettelijke tandbeplanting wordt steeds meer erkend als een haalbare, laatste redmiddel om natuurlijke tanden te behouden die anders als hopeloos zouden worden beschouwd. Het is geïndiceerd voor het behandelen van persistente periapikale laesies, ontoegankelijke kanaalperforaties of uitgebreide resorptieve laesies die niet niet-chirurgisch kunnen worden behandeld ^1,2. De standaardprocedure omvat het opzettelijk verwijderen van de aangedane tand, gevolgd door extraorale visuele inspectie, therapeutische interventie (inclusief worteluiteinde-resectie, voorbereiding en worteluiteindevulling), en daaropvolgende herplanting in de oorspronkelijke sok ^1,2.

De aanwezigheid en integriteit van levensvatbaar residueel parodontale ligament (PDL) weefsel op het worteloppervlak zijn de belangrijkste prognostische factoren die het genezingspatroon na tandherplanting^{bepalen 3,4}. Een gezonde, intacte PDL-barrière is essentieel voor het herstellen van fysiologische mobiliteit en het voorkomen van complicaties zoals vervangende resorptie (ankylose) of ontstekingswortelresorptie. Het verwijderen van een tand uit de alveolaire sok, of het nu traumatisch of opzettelijk is, verstoort echter inherent de PDL-vezelaanhechting en snijdt de neurovasculaire toevoer^door. Daarom is de biologische reconstructie van de PDL cruciaal voor het parodontale herstel van herplantte tanden³. Uitgebreid onderzoek heeft aangetoond dat het maximaliseren van de vitaliteit en het volume van restant PDL-weefsel tijdens extraorale klinische procedures een cruciale prognostische factor vormt, en het belang ervan voor het langetermijnfunctionele overleven van herplantte tanden is goed gedocumenteerd in literatuur ^6,7.

Aangezien extractie de PDL-hechting inherent verstoort, beïnvloedt de keuze van extractietechniek direct het volume en de levensvatbaarheid van het resterende PDL-weefsel op het worteloppervlak. Conventionele extractie met een tang oefent rotatie- en trekkrachten uit die de PDL tegen het alveolaire bot kunnen drukken of door wrijving kunnen afbreken. Om dit trauma te minimaliseren zijn minimaal invasieve (MI) extractiemethoden ontwikkeld. Eerdere studies hebben aangetoond dat MI-methoden chirurgisch trauma aan het parodontium van de getroffen tanden aanzienlijk kunnen^verminderen. Technieken waarbij periotomen worden gebruikt om de PDL-aanhechting te doorsnijden, of verticale extractiesystemen die hefboomkrachten vermijden, zijn ontwikkeld om de resterende PDL op het worteloppervlak te behouden. Zo hebben casusrapporten verbeterde klinische uitkomsten gedocumenteerd bij intentionele tandreplantatie en chirurgische extrusie wanneer MI-systemen werden toegepast ^9,10. Deze bevindingen suggereren dat het minimaliseren van extractietrauma's de retentie van resterende PDL-weefsel op het worteloppervlak kan verbeteren.

Ondanks de klinische consensus over de voordelen van atraumatische extractie is er echter beperkt direct bewijs dat de mate van restant PDL-weefsel dat behouden blijft bij MI-methoden vergeleken met conventionele technieken, kwantificeert. Deze kenniskloof komt grotendeels voort uit de beperkingen van beschikbare evaluatiemethoden. Bestaand onderzoek maakt voornamelijk gebruik van subjectieve of destructieve evaluatiemethoden om de resterende PDL op het worteloppervlak te beoordelen. Histologische sectievorming blijft de standaard voor cellulaire analyse¹¹, maar is van nature destructief, waardoor het monster onbruikbaar wordt voor verder onderzoek. Alternatief is kleuring gecombineerd met tweedimensionale (2D) fotografie gebruikt om residuele PDL¹² te karakteriseren. Deze methoden zijn echter onvoldoende om het resterende PDL-weefsel van het gehele worteloppervlak te kwantificeren. Een 2D-foto kan het oppervlak van een complexe, gebogen driedimensionale wortel niet nauwkeurig in kaart brengen; Het introduceert onvermijdelijk projectiefouten en vervorming, wat leidt tot onnauwkeurige kwantificeringen.

In de afgelopen jaren is de intraorale digitale scantechnologie aanzienlijk gevorderd en biedt het hoge precisie en snelle gegevensverzameling. De digitale methode is in eerdere studies gebruikt om afdrukken en veranderingen in zacht weefsel te meten, of om tandslijtage bij jonge personen^{te beoordelen 13}. Toepassingen zijn zelfs uitgebreid naar complexe volumetrische analyses, zoals het evalueren van gezichtszwelling in mondchirurgie¹⁴. Deze technologieën maken het mogelijk om hoogwaardige driedimensionale (3D) modellen te creëren die kunnen worden gemanipuleerd en gemeten in reverse engineering-software, wat een potentiële oplossing biedt voor niet-destructieve, kwantitatieve analyse. Tot op heden is de mogelijke toepassing van intraorale scanning voor het beoordelen van de resterende PDL van getrokken tanden echter nog niet onderzocht.

Het overkoepelende doel van dit protocol is het opzetten van een gestandaardiseerde, niet-destructieve workflow die biologische kleuring combineert met hoogprecisie intraorale scanning en 3D-reverse engineering. Door hoogwaardige digitale modellen met kleurgetextureerde oppervlaktekaarten te maken, maakt deze methode een objectievere, reproduceerbare meting van residuele PDL over het gehele worteloppervlak mogelijk. Deze studie past de voorgestelde workflow toe om de resterende PDL-dekking van twee extractietechnieken te vergelijken, periotome-geassisteerde MI-extractie versus conventionele tangextractie, bij menselijke premolaren. Er wordt verondersteld dat de MI-methode een groter aandeel van de resterende PDL-dekking behoudt dan de conventionele methode.

Belangrijk is dat dit protocol strikt is ontworpen als een ex vivo onderzoeksinstrument voor laboratorium- of preklinische omgevingen. De procedure omvat kleuring, luchtdrogen, digitale scanning en softwaregebaseerde segmentatie, met een totale analysetijd die niet compatibel is met intraoperatief gebruik tijdens opzettelijke herplanting, waarbij de extraorale tijd geminimaliseerd moet worden. Daarom is deze methode geschikt voor (i) het vergelijken van de PDL-behoudende effectiviteit van verschillende extractietechnieken onder gecontroleerde omstandigheden; (ii) training en kalibratie in onderwijsomgevingen; en (iii) validatiestudies die digitale PDL-dekkingsmetrics koppelen aan biologische uitkomsten. De toepasbaarheid ervan op meerworteltanden met complexe anatomie vereist verder onderzoek.

Protocol

Het onderzoeksprotocol werd uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van de Ethiekcommissie van de School voor Stomatologie van de Peking Universiteit (PKUSSIRB-202054022).

1. Patiëntselectie en groepstoewijzing

1. Selecteer patiënten die premolaren moeten verwijderen voor orthodontische doeleinden. Zorg ervoor dat premolaren voldoen aan de inclusiecriteria zonder cariës of parodontale aandoening.
2. Sluit patiënten met hoge bloeddruk, diabetes, rookgeschiedenis of jonger dan 16 jaar of ouder dan 45 jaar uit.
3. Verdeel de premolaren willekeurig in twee experimentele groepen: de Controlegroep (conventionele extractie) en de Minimaal Invasieve (MI) Groep (periotoom-geassisteerde extractie).
4. Wijs de tanden van elke groep willekeurig toe aan het 3D-scanningsanalysetraject of het biologische validatiepad (CCK-8), zodat onafhankelijke monsters worden gebruikt voor elke evaluatiemethode.

2. Tandextractieprocedures

1. Voer alle extracties uit onder standaard lokale verdoving.
2. Methode A: Conventionele extractie (controlegroep)
   1. Voer gingivuis scheiding uit rond de tandhals.
   2. Plaats tandpincetten op het cervicale gebied van de tandkroon.
   3. Oefen rotatiekrachten uit totdat de tand loskomt. Verwijder de tand uit de alveolaire sok met behulp van de pincett.
3. Methode B: Minimaal invasieve extractie (MI-groep)
   1. Voer gingivale scheiding uit.
      VOORZICHTIG: Behandel het periotome voorzichtig om letsel aan zacht weefsel of breuk van het instrument te voorkomen.
   2. Plaats een periotome zo diep mogelijk in de PDL-ruimte, waarbij minstens tweederde van de wortellengte wordt bereikt.
   3. Snijd de PDL-vezels rond de wortel omringend door met behulp van het periotom. Maak de tand los.
   4. Trek de tand verticaal uit de alveolaire sok met behulp van een tandpincet.

3. Monstervoorbereiding en kleuring

1. Spoel direct na het trekken de tanden 10 minuten met steriele zoutoplossing om bloed en vuil te verwijderen.
   WAARSCHUW: Toluidineblauw is een gevaarlijke chemische stof. Draag geschikte persoonlijke beschermingsmiddelen (handschoenen, bril) bij het hanteren.
2. Kleur het worteloppervlak door de tand 40 minuten te dompelen in een 0,1% toluidineblauwe oplossing (bereid in fosfaatgeborde zoutoplossing, PBS) om het PDL-weefsel te visualiseren.
3. Spoel 10 minuten met zoutoplossing om de kleurstofoplossing te verwijderen en föhn het oppervlak voorzichtig met een driewegspuit om overtollig vocht te verwijderen.
   OPMERKING: Het worteloppervlak zal naar verwachting een uniforme blauw-paarse kleur vertonen, terwijl het blootliggende cement ongekleurd moet blijven en licht beige moet lijken.

4. 3D digitale scanning

1. Kalibreer de intraorale digitale scanner volgens de instructies van de fabrikant om een nauwkeurigheid van 0,02 mm te garanderen.
2. Bevestig de kroon met hemostatische tang om te voorkomen dat het zicht op het worteloppervlak wordt belemmerd.
3. Scan het gehele worteloppervlak onder standaard scanomstandigheden. Voer een complementaire scan van de kroon uit om het 3D-model compleet te maken.
4. Gebruik de propriëtaire software van de scanner om de digitale scangegevens te exporteren als een hoge-resolutie 3D-object (OBJ)-bestand en bijbehorende datapakket; de textuurafbeelding wordt opgeslagen in JPG-formaat.
   OPMERKING: De live scan-preview moet een continue, hoogdichtheidsmesh tonen zonder gaten of artefacten op het worteloppervlak. De textuurafbeelding moet duidelijk het verschil maken tussen de blauw gekleurde gebieden en het ongekleurde worteloppervlak.

5. 3D modelreconstructie en kwantitatieve analyse

1. Beeldvoorbewerking
   1. Drempelkalibratie
      1. Importeer de JPG-textuurkaart in beeldbewerkingssoftware. Converteer de afbeelding naar 8-bit grijstinten.
      2. Open het drempelgereedschap (Afbeelding > Aanpassen > drempel) en inspecteer het histogram om de minimale grijswaarden vast te leggen die alle blauw gekleurde PDL-pixels vastlegt. Bepaal de minimale grijswaardendrempel met behulp van drie onafhankelijke waarnemers.
   2. Importeer de originele JPG-textuurkaart in beeldbewerkingssoftware. Navigeer naar > kleurbereik. Kies de schaduwmodus en stel het bereik in op 65 en de tolerantie op 20% (gekalibreerd op basis van de 5.1.1-drempelgegevens).
      OPMERKING: Controleer of alle blauw gekleurde PDL-gebieden volledig geselecteerd zijn en dat er geen ongekleurd worteloppervlak is opgenomen.
   3. Kopieer de geselecteerde, blauw gekleurde gebieden en plak ze op een nieuwe witte laag om een binair masker te genereren (blauw voor PDL, wit voor blote wortel). Sla de bewerkte textuurafbeelding op om het originele JPG-bestand te overschrijven.
2. Kwantitatieve meting
   1. Importeer het verwerkte 3D-model in reverse engineering-software.
   2. Gebruik Polygonen > Trim om de Region of Interest (ROI) te definiëren en gingivale en periapikale weefsels uit te sluiten. Stel de bovengrens van de ROI 2 mm onder de cementoemaille junction (CEJ) in. Sluit de apicale 3 mm uit de analyse.
   3. Selecteer de "enhanced blue regions" binnen de ROI. Na selectie wordt het resterende PDL-weefsel rood geaccentueerd.
   4. Ga naar Analyse > Bereken > Bereken Oppervlakte om het totale oppervlak van de ROI en het oppervlak van de blauwe gebieden (residuele PDL) te berekenen.
   5. Bereken het percentage PDL-dekking met behulp van Vergelijking 1:
      PDL-dekking (%) = (Gebied van resterende PDL/Totale ROI-oppervlakte) x 100
3. Visualisatie
   1. Maak beelden van de vier worteloppervlakken (buccaal, linguaal, mesiaal en distal) loodrecht op de tandas voor gedetailleerde visuele beoordeling.

6. Biologische validatie (cellevensvatbaarheidsassay)

OPMERKING: Deze sectie beschrijft de validatiestappen die zijn uitgevoerd op een subset van de monsters (n = 8 per groep) om de digitale analyse te bevestigen.

1. Direct na extractie plaats je de tanden in een steriele centrifugebuis met voorverwarmd (37 °C) kweekmedium.
2. Transporteer monsters naar het laboratorium in een koelbox bij 4°C binnen 1 uur. Gebruik Dulbecco's Modified Eagle Medium, aangevuld met 10% foetaal rundserum, 100 U/mL penicilline en 100 μg/mL streptomycine voor monstertransport en cellevensvatbaarheidstesten.
3. Spoel de tanden direct na aankomst met steriele fosfaatgebuffte zoutoplossing (PBS) in een bioveiligheidskast.
4. Schraap voorzichtig het PDL-weefsel van het middelste derde deel van de wortel (ROI wordt gedefinieerd door een gegradueerde parodontale probe) met een steriel scalpelblad bij kamertemperatuur binnen 10 minuten na aankomst om de cellevensvatbaarheid te maximaliseren.
5. Verteer het verzamelde weefsel met 0,25% trypsine-EDTA gedurende 30 minuten. Centrifugeer de celsuspensie op 120 × g gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur (22–25 °C) om het celhoudende neerslag te verkrijgen.
   OPMERKING: Na centrifugatie moet er een duidelijk wit pelletje ontstaan aan de onderkant van de buis. Als er geen pellet wordt waargenomen, moet het monster opnieuw worden gecentrifugeerd op 120 × g voor nog eens 1 minuut.
6. Susser het neerslag opnieuw in een mengsel van 600 μL Cell Counting Kit-8 (CCK-8) oplossing en medium in een verhouding van 1:10 (v/v), bereid volgens de instructies van de fabrikant.
7. Aliquot deze suspensie met 200 μL per put in een 96-wellplaat (3 technische replica's per monster). Incubeer de plaat bij 37°C in een bevochtigde broedmachine met 5%_CO2 gedurende 3 uur.
8. Breng 50 μL van het supernatant over van elke put naar een nieuwe 96-put plaat.
9. Meet de absorptie (optische dichtheid, OD) bij 450 nm met een microplaatlezer. Noteer de gemiddelde OD-waarden voor statistische vergelijking.
   VOORZICHTIG: (i) Verzamel de Toluidineblauwe kleuroplossing en spoel afval af als gevaarlijk chemisch afval en voer het af volgens de institutionele veiligheidsrichtlijnen voor chemische stoffen; (ii) PDL-weefsel, gebruikte scalpels en celkweekafval behandelen als biologisch gevaarlijk afval (Biosafety Level 1) en autoklaaf of verbranden volgens institutionele bioveiligheidsprotocollen; (iii) Gooi PBM (handschoenen, pipetten, papieren handdoeken) weg in aangewezen biohazard-containers.

7. Statistische analyse en methodologische validatie

1. Gegevensverzameling: Verzamel de kwantitatieve gegevens, inclusief het totale worteloppervlak (mm²), het totale gekleurde oppervlak (mm²) uit de 3D-analyse, PDL-dekkingspercentage (%) en de OD-waarden uit de biologische assay.
2. Normaliteitstest: Beoordeel de gegevensverdeling op normaliteit met behulp van de Shapiro-Wilk-test.
3. Groepsvergelijking:
   1. Vergelijk de PDL-dekking en OD-waarden tussen de MI- en controlegroepen.
   2. Gebruik een ongepaarde Student's t-test voor normaal verdeelde data of een Mann-Whitney U-test voor niet-normaal verdeelde data.
   3. Bereken de effectgrootte (Cohen's d) om de grootte van het verschil te bepalen.
4. Methodologische robuustheidsanalyse:
   1. Voer een lineaire regressieanalyse uit met "Root Surface Area" als onafhankelijke variabele en "PDL Coverage" als afhankelijke variabele.
   2. Bereken de Pearson-correlatiecoëfficiënt (r) om te beoordelen of de meetmethode bevooroordeeld is door tandgrootte. Een niet-significante correlatie (P > 0,05) duidt op robuustheid.
5. Betrouwbaarheidsanalyse:
   1. Genereer vioolgrafieken gecombineerd met boxplots om de waarschijnlijkheidsdichtheid en de verdelingskenmerken van de data te visualiseren.
   2. Vergelijk de vorm en concentratie van de gegevensverdeling tussen groepen.
6. Intra-waarnemer en inter-waarnemer betrouwbaarheidstests:
   1. Selecteer willekeurig 16 steekproeven uit de totale dataset (8 per groep) voor betrouwbaarheidsbeoordeling.
   2. Voor herhaalbaarheid binnen de waarnemer herhaalt u de volledige segmentatie- en meetprocedure op dezelfde 16 monsters met intervallen van één week, voor in totaal twee onderzoeken.
   3. Voor inter-waarnemersovereenkomst, geef gestandaardiseerde training aan twee extra onafhankelijke waarnemers over het segmentatieprotocol.
   4. Laat alle drie de waarnemers onafhankelijk ROI-definitie, kleurdrempel en oppervlakteberekening uitvoeren op dezelfde 16 monsters.
   5. Bereken de intraclass correlatiecoëfficiënt ICC(A,1) met 95% betrouwbaarheidsintervallen om absolute overeenstemming te kwantificeren voor zowel intra-waarnemer als inter-waarnemer vergelijkingen. Rapporteer ICC-waarden >0,90 als uitstekend, 0,75–0,90 als goed, 0,50–0,75 als matig en <0,50 als slecht.
   6. Voer Bland-Altman-analyse uit voor alle paargewijze vergelijkingen. Bereken het gemiddelde verschil (bias) en 95% overeenkomstlimieten (gemiddelde verschil +/- 1,96 SD). Een niet-significante gepaarde t-test (P > 0,05) wijst op verwaarloosbare systematische bias.
7. Software: Voer alle statistische analyses uit met de juiste software. Beschouw P < 0,05 als statistisch significant.

Resultaten

De experimentele workflow die in deze studie werd vastgesteld, toonde met succes een niet-destructief protocol aan voor de kwantitatieve beoordeling van resterende PDL op getrokken tanden. Zoals beschreven in het experimentele ontwerp (Figuur 1), integreerde het protocol klinische extractieprocedures met digitale acquisitie en biologische validatie. De toepassing van intraorale digitale scanning, gevolgd door 3D-reverse engineering, maakte nauwkeurige recons...

Discussie

Het succes van een doelbewuste herplanting hangt cruciaal af van het behoud van levensvatbare PDL-cellen op het worteloppervlak. Hoewel MI-extractiemethoden klinisch zijn aanbevolen om trauma ^8,9,10 te verminderen, blijft het kwantificeren van hun biologische voordeel op restant PDL-weefsel een uitdaging vanwege het ontbreken van objectieve evaluatietools. Deze studie stelde een proof-of-concept...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
96-well plate	Servicbio	CCP-96H	Multi-well plate voor celkweek en absorptiemeting
Biosafety cabinet	Thermo Fisher Scientific	1300 Series4 A2	Biologische veiligheidskast klasse II voor steriele procedures
Cell Counting Kit-8 (CCK-8) solution	MedChemExpress	HY-K0301	Reagens voor celviabiliteitstest
Centrifuge	Ustc Zonkia Zcientific Instruments	SC-3610	Laboratoriumcentrifuge voor celafscheiding
Culture medium	Gibco	DMEM 11965	Basismedium voor celtransport en incubatie
Dental forceps	Jinzhong Surgical instruments	K0F130/K0F100	Standaard instrument voor tandextractie
Fetal bovine serum	Anhui Kangyuan Biotechnology Co., Ltd	KY-01003S	Foetaal runder serumsupplement voor kweekmedium
Graduated periodontal probe	Jinzhong Surgical instruments	K6F040	Gebruikt voor het schrappen van de PDL van het middelste derde deel van de wortel
Hemostatic forceps	Jinzhong Surgical instruments	J31130	Chirurgisch werktuig om de tand vast te zetten tijdens het scannen
Humidified incubator	Thermo Fisher Scientific	Forma	Celkweekincubator gehandhaafd op 37°C met 5% CO2
Image editing software	Adobe Systems Inc.	Adobe Photoshop CC 2018	Software voor kleurselectie
Image editing software	Wayne Rasband, National Institutes of Health	ImageJ2 v2.14.0	Software voor kleurdrempel
Intraoral digital scanner	Aidite (Qinhuangdao) Technology Co., Ltd.	Aidite Cameo	Optische scanner voor 3D digitale modelverwerving
Local anesthesia	Produits Dentaires Pierre Rolland	Primacaine Articaine	Tandheelkundig anesthetisch middel (bijv. Articaine of Lidocaine)
Microplate reader	Biotek	Elx808	Spectrofotometer voor het meten van OD bij 450 nm
Penicillin/Streptomycin	Gibco	15070063	Antibioticumsupplement voor kweekmedium
Periotome	Carl Martin	LS529PT	Minimaal invasieve extractie-instrument
Reverse engineering software	Geomagic Inc.	Geomagic Studio 2013	3D modelleringssoftware voor oppervlakteberekening
Sterile centrifuge tube	Servicbio	EP-1500-J	Kunststof buis voor monsterverzameling en verwerking
Sterile phosphate-buffered saline (PBS)	Gibco	10010	Wasbuffer voor biologische monsters
Sterile scalpel blade	Jiayuan Medical Devices	Sterile Scalpel Blade	Mes voor PDL weefselschraping
Sterile sline	Servicbio	G4702-500ML	Zoutoplossing voor het spoelen van getrokken tanden
Toluidine blue	General laboratory supplier	Toluidine blue (0.1% solution)	Biologische kleurstof voor visualisatie van parodontaal ligament
Trypsin	Gibco	25200056	Enzymatisch reagens voor weefseldijging