Alle dierprocedures waren in overeenstemming met de National Research Council Guide for the Care and Use of Laboratory Animals en werden goedgekeurd door de Ethiekcommissie van het Fuzhou First General Hospital (goedkeuringsnummer 202408002).
Fokken van zebravissen
Alle experimenten werden uitgevoerd met zebravissen (Danio rerio) die werden gehouden onder standaard laboratoriumomstandigheden. Wild-type AB zebravissen werden gebruikt voor de toxiciteitsassay en de regeneratieassay na staartamputatie. Tg(mpeg1:GFP) zebravissen werden specifiek gebruikt voor macrofaagbeeldvorming. Tg(mpeg1:GFP) is een macrofaag-reporterlijn waarin GFP-expressie cellen van de macrofaaglijn markeert onder controle van de in macrofagen tot expressie komende mpeg1-promotor. Alle zebravislijnen werden gehouden bij 28.5 °C onder een licht/donkercyclus van 14 u/10 u. Alleen morfologisch normale embryo's werden gebruikt voor de experimenten. Voor alle experimenten werden de embryo's geïncubeerd in Danieau-buffer, die werd bereid met chemicaliën van reagentiekwaliteit, waaronder NaCl, KCl, Ca(NO₃)₂·4H₂O, MgSO₄·7H₂O en HEPES, ingesteld op pH 7.2.
Bereiding van het geneesmiddel en bepaling van de veiligheid
Mollugin (40 mg) werd opgelost in 1 mL DMSO om een voorraadoplossing van 40 mg/mL te verkrijgen. De voorraadoplossing werd eerst 1:10 verdund in Danieau-buffer tot 4 mg/mL, gevolgd door verdere verdunning tot 22, 66 en 200 µg/mL voor de behandelingen. Om de maximale veilige concentratie te bepalen, werden embryo's van de AB-stam 48 uur na bevruchting (hpf) gedechorioneerd en gedesinfecteerd met 0,003% natriumhypochloriet voordat ze werden verdeeld over 6-wellplaten (n=20, drieplicate wells per groep). De embryo's werden 48 uur lang bij 28,5 °C geïncubeerd met Mollugin (22 µg/mL, 66 µg/mL, 200 µg/mL, 240 µg/mL, 280 µg/mL, 320 µg/mL of 360 µg/mL) in E3-medium. De overleving werd gecontroleerd onder een stereomicroscoop, en de hoogste concentratie met een embryonale levensvatbaarheid van ≥90% werd vastgesteld als de veilige bovengrens voor daaropvolgende experimenten.
Constructie van het model voor staartamputatie en -regeneratie
Voor regeneratiestudies werden wild-type AB-embryo's van 48 hpf geanestheseerd met 0,03% tricaine bereid in embryo-medium en lateraal geplaatst onder een stereomicroscoop. Voorafgaand aan de staartamputatie werden de embryo's in Danieau's buffer gehouden. Onder begeleiding van een stereomicroscoop werd een gestandaardiseerde transversale staartamputatie uitgevoerd. De amputatielijn werd direct posterior van de tip van de notochord geplaatst, waarbij het posterieure uiteinde van de notochord als anatomisch referentiepunt diende. De staartvinplooi distaal van dit referentiepunt werd met een microscalpel verwijderd om een consistent letselniveau tussen de specimens te garanderen. Direct na de amputatie (0 u) werden beelden vastgelegd met een stereofluorescentiemicroscoop. Na de amputatie werden de embryo's overgebracht naar het overeenkomstige op E3 gebaseerde behandelmedium voor de regeneratie-assay. Werkoplossingen van Mollugin werden bereid door de Mollugin-stockoplossing te verdunnen in E3-medium tot eindconcentraties van 22, 66 en 200 µg/mL. Mollugin werd toegediend via badblootstelling tijdens de regeneratieperiode. Om de blootstelling aan het vehikel gelijk te maken, werden de niet-gewonde controlegroep en de gewonde modelgroep gehouden in E3-medium bevattend 0,5% DMSO, overeenkomend met de uiteindelijke DMSO-concentratie in de 200 µg/mL Mollugin-groep. De embryo's werden 2 dagen in 6-well platen gehouden bij 28,5 °C, met dagelijkse vernieuwing van het overeenkomstige op E3 gebaseerde behandelmedium. De regeneratie werd gedocumenteerd door beeldvorming op 24 en 48 u na de amputatie, onder zowel witlicht- als fluorescentie-instellingen, om de staartteruggroei en de distributie van macrofagen te beoordelen. Beeldmetingen werden uitgevoerd in ImageJ.
Voor de kwantificering van de regeneratie werd het herstelde staartoppervlak gemeten als een absoluut oppervlak in µm2 en werd dit niet genormaliseerd naar de grootte van het embryo of de oorspronkelijke staartgrootte. Om variabiliteit te minimaliseren, werden alle embryo's geamputeerd bij hetzelfde anatomische landmark direct posterieur aan de tip van de notochord, en hetzelfde landmark werd gebruikt om de meetregio tussen de groepen te definiëren. Regions of interest werden handmatig afgebakend in ImageJ op basis van de omtrek van de staart, en de analyse werd uitgevoerd door een onderzoeker die geblinddoekt was voor de behandelingsgroepen. Voor de kwantificering van het macrofaag-positieve oppervlak werden GFP-fluorescentiebeelden van Tg(mpeg1:GFP) embryo's geanalyseerd in ImageJ. Het gebied van staartbeschadiging/regeneratie werd handmatig gedefinieerd als de region of interest met gebruik van hetzelfde anatomische landmark dat werd toegepast voor de meting van het staartoppervlak. Beelden werden omgezet naar 8-bit grijswaarden, en achtergrondfluorescentie werd afgetrokken met dezelfde instellingen voor achtergrondcorrectie voor alle beelden binnen hetzelfde experiment. Vervolgens werd een vaste fluorescentiedrempel uniform toegepast op alle beelden binnen elk experiment om GFP-positieve macrofaag-geassocieerde signalen te identificeren. Het macrofaag-positieve oppervlak werd berekend als het drempelwaarde-positieve GFP-oppervlak binnen de gedefinieerde ROI. De metingen waren gebaseerd op het fluorescentie-positieve oppervlak in plaats van op fluorescentie-intensiteit of handmatige celtelling. Alle beeldanalyses werden uitgevoerd door een onderzoeker die geblinddoekt was voor de behandelingsgroepen.
RNA-extractie en kwantitatieve real-time PCR (qRT-PCR)
Na voltooiing van de regeneratie-assay werden embryo's van elke experimentele conditie verzameld en samengevoegd (minstens 20 embryo's per groep) voor RNA-analyse. Voor elke conditie bestond één biologisch replica uit een samengevoegd monster met minstens 20 embryo's uit dezelfde experimentele groep. Er werden drie onafhankelijke samengevoegde biologische replica's per conditie voorbereid en gebruikt voor de statistische analyse. Totaal RNA werd geïsoleerd na mechanische homogenisatie in een fenol/guanidine-gebaseerd RNA-extractiereagens. De RNA-kwaliteit en -concentratie werden spectrofotometrisch beoordeeld door de A260/A280-ratio's te meten. cDNA werd gesynthetiseerd met behulp van een commerciële reverse transcriptie-kit. PCR-amplificatie werd uitgevoerd met SYBR Green-reagentia. De qRT-PCR-cycluscondities waren als volgt: initiële denaturatie bij 95 °C gedurende 30 s, gevolgd door 40 cycli van denaturatie bij 95 °C gedurende 5 s en annealing/extensie bij 60 °C gedurende 30 s. De expressieniveaus van genen gerelateerd aan apoptose (caspase-3 en Bcl-2), inflammatie (TNF-α, IL-1β, IL-6, NF-κB1, TLR4, CCL2 en ICAM1) en het macrofaagfenotype (iNOS en arginase-1) werden gemeten. β-Actin diende als referentiegen. Fold-veranderingen in genexpressie werden bepaald met de 2−ΔΔCt-methode. De primerinformatie is vermeld in Tabel 1.
Activiteitsassays voor SOD en CAT
SOD- en CAT-niveaus werden gebruikt om de antioxidantstatus na het staartletsel te evalueren. Op 48 u na de amputatie werden zebravissen uit elke groep verzameld en gehomogeniseerd in koud PBS. Na centrifugatie werden de geklaarde extracten gebruikt voor de meting van SOD en CAT met commerciële activiteitsassaykits. De SOD-activiteit werd gemeten met een WST-1-gebaseerde assaykit volgens de instructies van de fabrikant. Monsters werden samen met standaarden op 96-well assayplates geladen, en de absorbentie werd afgelezen met een microplate reader. Enzymactiviteiten werden bepaald aan de hand van standaardcurven. Alle assays werden in triplo uitgevoerd.
Statistische analyse
Gegevens worden weergegeven als gemiddelde ± SEM van ten minste drie onafhankelijke experimenten. Voor de toxiciteitsassay bestond elk onafhankelijk experiment uit één embryo-batch, met 20 embryo's per groep en triplikaat putjes. Voor beeldvorming van regeneratie en macrofaag-beeldvorming in Tg(mpeg1:GFP) zebravischen werden individuele embryo's als meeteenheden gebruikt, waarbij 10 embryo's per groep werden geanalyseerd. Voor de qRT-PCR-analyse bestond één biologisch replica uit een gepoolde monstername met ten minste 20 embryo's uit dezelfde experimentele groep, en er werden drie onafhankelijke gepoolde biologische replica's per conditie geanalyseerd. Voor de analyse van SOD- en CAT-activiteit werden vijf onafhankelijke gepoolde biologische replica's per conditie geanalyseerd. Groepsverschillen werden geanalyseerd met een éénweg ANOVA met Tukey's post hoc-test. Statistische analyses werden uitgevoerd in GraphPad Prism. Verschillen met p < 0,05 werden als significant beschouwd.