Een rattenhuidwondmodel dat de evaluatie van verschillende therapeutische middelen onder fysiologische of pathologische omstandigheden over de verschillende stadia van het genezingsproces mogelijk maakt, wordt beschreven. Daarnaast wordt een protocol beschreven voor het uitvoeren van handmatige planimetrie om de contractiesnelheid van wonden tijdens weefselherstel te monitoren.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Een Rat Chirurgisch Huidwondmodel: Een benadering voor wondgenezingsstudies en biomateriaalevaluatie
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Het helen van huidwonden is een complex biologisch proces dat gecoördineerde fasen van ontsteking, proliferatie en remodellering omvat. Gezien de noodzaak om de onderliggende mechanismen van wondgenezing beter te begrijpen, worden excisie-dierlijke wondmodellen veel gebruikt om de kennis van dit proces te verdiepen en de ontwikkeling van nieuwe therapeutische benaderingen te faciliteren. In dergelijke modellen wordt het inductie van huidwonden met behulp van punchbiopten vaak toegepast, omdat dit gestandaardiseerde laesies oplevert. Deze techniek beperkt de laesie echter tot een cirkelvormige vorm, die mogelijk niet geschikt is voor sommige experimentele doelen. In deze context wordt een eenvoudig, reproduceerbaar chirurgisch protocol gepresenteerd voor het induceren van excisiewonden met volledige dikte bij ratten, met behulp van een gestandaardiseerd vierkant model op de flank. Deze methodologie maakt het mogelijk om laesies van verschillende groottes en geometrieën te creëren, wat zorgt voor meer experimentele flexibiliteit die is afgestemd op de specifieke doelstellingen van elke studie en het monitoren van het genezingsproces onder fysiologische of pathologische omstandigheden mogelijk maakt. Daarnaast wordt een methode beschreven om de contractiesnelheid van wonden te monitoren via handmatige planimetrie. Hoewel de uitvoering van dit protocol aandacht voor detail en technische vaardigheid vereist, zijn geavanceerde chirurgische vaardigheden niet vereist.
Inleiding
Cutane wondengenezing is een complex en georkestreerd biologisch proces dat bestaat uit meerdere gecoördineerde gebeurtenissen gericht op het herstellen van de weefselintegriteit. Dit fenomeen verloopt door verschillende maar overlappende fasen, waaronder hemostase en ontsteking, proliferatie en remodellering1. De ontstekingsfase begint enkele minuten na wondvorming, bereikt een piek tussen 24 en 48 uur na de verwonding, en omvat de rekrutering van immuuncellen en de afgifte van ontstekingsmediatoren. De proliferatieve fase wordt gekenmerkt door re-epithelialisatie en granulatieweefselvorming, beginnend 4 tot 5 dagen na de verwonding en mogelijk weken durend. Ten slotte gaat de wond in de remodelfase, die begint in de derde week na het letsel en maanden of jaren kan duren, gekenmerkt door weefselreorganisatie2. Wanneer het herstel niet normaal verloopt, kan dit leiden tot een chronische wond, wat een aanzienlijke last vormt voor zowel de patiënt als hetzorgsysteem, wat de noodzaak onderstreept om nieuwe therapeutische benaderingen te ontwikkelen.
Het creëren van een excisiewond door chirurgische verwijdering van alle huidlagen (epidermis, dermis en subcutaan weefsel) van het dier maakt het mogelijk ontsteking, granulatieweefselvorming, re-epithelialisatie, angiogenese en het remodeleringsproceste onderzoeken. In de afgelopen decennia heeft de adoptie van wondgenezingsmodellen talrijke ontdekkingen mogelijk gemaakt, waardoor de kennis en het begrip van de moleculaire en cellulaire gebeurtenissen die dit proces mogelijk maken hebbenvergroot. In vivo modellen blijven de meest voorspellende instrumenten voor het bestuderen van menselijke wondherstel, omdat ze de volledige genezende microomgeving nauwkeuriger weergeven door de aanwezigheid van meerdere celtypen, omgevingssignalen en paracriene interacties6. In deze context worden ratten en muizen veel gebruikt vanwege hun gebruiksgemak en onderhoud4.
In deze modellen worden punchbiopten vaak gebruikt om chirurgische wonden op te wekken omdat ze gestandaardiseerde excisies bieden. Daarom zijn de meeste experimentele modellen die in de literatuur worden beschreven gebaseerd op het vaststellen van circulaire laesies7—12. Hoewel deze benadering breed wordt geaccepteerd, kan het gebruik van alternatieve geometrieën de methodologische benaderingen voor wondgenezingsstudies diversifiëren. In dit opzicht maakt het creëren van wonden met een scalpel het mogelijk om laesies van verschillende grootte en in gedefinieerde vormen te creëren, buiten het standaard cirkelvormige patroon dat wordt gebruikt bij punchbiopten 13,14,15,16,17,18. Bovendien hebben vergelijkende studies in diermodellen aangetoond dat scalpelincisies minder initiële weefselschade veroorzaken dan andere technieken19.
Dit protocol beschrijft een alternatieve chirurgische methodologie voor het induceren van excisiewonden met volledige dikte bij ratten, met behulp van een vierkante laesiemodel op de flank. De gepresenteerde aanpak faciliteert de standaardisatie van het laesiegebied en het monitoren van het weefselherstelproces. Bovendien is het toepasbaar op studies die de effecten van verschillende therapeutische strategieën en biomaterialen evalueren gedurende de verschillende stadia van cutane genezing onder fysiologische of pathologische omstandigheden.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle experimentele procedures werden goedgekeurd door de Ethische Commissie voor Diergebruik (CEUA) van de Universidade Estadual de Santa Cruz (UESC). Wistar-ratten (Rattus norvegicus) zijn verkregen uit het Animal Breeding Laboratory, Maintenance, and Experimentation Laboratory (LaBIO)/Animal Facility van UESC, onder CEUA/UESC protocol nr. 010/25. Alle dierprocedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de NIH Guide for the Care and Use of Laboratory Animals en voldeden aan de institutionele richtlijnen voor dierenwelzijn en ethisch gebruik. Het algemene ontwerp van het experimentele protocol is weergegeven in Figuur 1, en de materialen en apparatuur die in dit protocol worden gebruikt, zijn beschreven in de Tabel van beschikbare materialen als aanvullend materiaal.
Figuur 1: Experimenteel ontwerp van het cutane wondinductieprotocol in rattenmodellen. (A) Na de sedatie van het dier, het experimentele gebied afschaven; (B) anesthesie induceren in een kamer met isofluraan en, bij verlies van reflexen, een adequaat anesthesievlak behouden via een gezichtsmasker; (C) antisepsis uitvoeren van het geschoren gebied, de afmetingen van de laesie afbakenen met een remklauw en de operatiewond creëren met een steriel scalpel; (D) de laesie beschermen met een transparante filmverband en handmatige planimetrie uitvoeren met het zelfklevende achterpapier; (E) postoperatieve analgesie toedienen met tramadolhydrochloride elke 12 uur gedurende 3 dagen; (F) de experimentele behandeling 24 uur na wondinleiding toepassen; (G) euthanasie uitvoeren op het eerder vastgestelde experimentele tijdstip en doorgaan met het verzamelen van monsters en planimetrie-traceringen voor latere analyses. Deze figuur is gemaakt door de auteurs met BioRender. Galvão, M. (2026) https://BioRender.com/jsiygmf. Publicatielicentie is bijgevoegd. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
1. Dieren en hantering
- Gebruik volwassen mannelijke Wistar-ratten van 2 tot 3 maanden.
- Zorg er op de dag voor de operatie voor dat de dierenkooien schoon en gedesinfecteerd zijn en label ze volgens de experimentele groepen.
- Weeg op de dag van de operatie elk dier met een digitale weegschaal en registreer de waarden.
- Verdeel de dieren willekeurig in de eerder gedesinfecteerde en gelabelde kooien, met respect voor de huisvestingscapaciteit om de dierenwelzijnsomstandigheden te waarborgen.
- Met een fijnpuntige permanente marker identificeer je elk dier op de staart volgens de experimentele groep en het nummer, zodat traceerbaarheid gedurende het hele experiment wordt gegarandeerd.
OPMERKING: Vrouwelijke dieren kunnen ook in dit protocol worden gebruikt, afhankelijk van de beschikbaarheid van dieren in de institutionele dierenfaciliteit en de specifieke doelstellingen van het onderzoek. Alfanumerieke identificatie van dieren wordt aanbevolen, waarbij de letter de experimentele groep aangeeft en het nummer het dier. bijvoorbeeld A1 verwijst naar groep A, dier 1.
2. Pre-operatie
- Sedatie
- Bereid van tevoren voor: katoen, 70% ethanol, één 1 mL injectiespuit met een naald per dier, morfinesulfaat (10 mg/mL), en bereid de CO₂-kamer voor.
- Voer antisepsis uit op het buikgebied van het dier met 70% ethanol en katoen. Als pre-anesthetica medicatie dient u morfinesulfaat toe in een dosis van 5 mg/kg (10 mg/mL) intraperitoneaal in het rechterbenedenkwadrant van de buik.
- Tien minuten na toediening van het pre-anesthetica wordt het dier in de CO₂-kamer geplaatst.
VOORZICHTIG: Morfinesulfaat, naalden, CO₂-blootstellingssystemen en 70% ethanol moeten uitsluitend worden verwerkt door getraind personeel met geschikte persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM), waaronder handschoenen, laboratoriumjas en beschermende brillen. Naalden en spuiten moeten worden weggegooid in goedgekeurde containers voor scherpe stoffen, terwijl chemisch en biologisch afval moet worden afgevoerd volgens de institutionele bioveiligheids- en gevaarlijke afvalregels.
OPMERKING: Tijdens de wachttijd van 10 minuten voer je de anesthesieprocedure uit in de CO₂-kamer en bereid je het wondgebied voor.
- Anesthetische procedure
- Bereid je van tevoren voor: isoflurane inhalatie-anestheticum 4 V% (volumeprocent), CO₂-kamer en 1 thermisch deken.
- Induceer anesthesie met isoflurane bij een concentratie van 4 V% in een CO₂-kamer.
- Na het verlies van reflexen van het dier, plaats je het dier van de CO₂-kamer naar het gezichtsmasker.
- Houd de dierlijke anesthesie met isoflurane op 2 V% of de concentratie die nodig is om het in een adequaat chirurgisch anesthesievlak te houden, met een verse gasstroom van 50 mL/min.
- Houd gedurende de procedure de lichaamstemperatuur van het dier op peil met een thermisch deken.
OPMERKING: Een adequaat chirurgisch anesthesievlak wordt als bereikt beschouwd wanneer het dier geen reflexresponsen vertoont, waaronder geen terugtrekkingsreactie op interdigitale mechanische stimulatie, samen met regelmatige ademhalingsbewegingen en het ontbreken van vrijwillige lichaamsbewegingen gedurende de procedure.
VOORZICHTIG: Isofluraan is een vluchtig anestheticum dat een risico op inademingsblootstelling met zich meebrengt. Daarom wordt het toedienen met een anesthesiesysteem met voldoende afzuigventilatie sterk aanbevolen. Daarnaast moeten operators PBM dragen, waaronder jassen, handschoenen, mondkapjes en mutsen. Continue monitoring van het anesthesievlak en de lichaamstemperatuur gedurende de hele procedure is noodzakelijk. Restverdovingsmiddelen en verontreinigde wegwerpmaterialen moeten worden afgevoerd in overeenstemming met de institutionele regelgeving voor chemisch en biologisch afval.
- Voorbereiding van de wondplaats
- Bereid je van tevoren voor: gaassponsjes, roestvrijstalen mes, 70% ethanol en 10% povidonjodium of 0,2% waterig chloorhexidine.
- Breng een gaasspons en zeep aan op het linkerflank van het dier.
- Op de operatietafel plaats je het dier in rechter laterale decubitus.
- Schaf de linkerflank met een roestvrijstalen mes of een elektrische scheermachine.
- Voer een pre-operatieve antisepsis uit van het geschoren gebied met een gaasspons en 70% ethanol (drie keer), gevolgd door een gaasspons en 10% povidonjodium of 0,2% waterig chloorhexidine (drie keer).
VOORZICHTIG: Scherpe voorwerpen moeten met zorg worden behandeld en na gebruik in geschikte stijve containers worden weggegooid. Bovendien moeten de beschreven chemicaliën worden behandeld met aanbevolen persoonlijke beschermingsmiddelen en contact met de ogen en slijmvliezen vermijden. Gebruikte messen moeten worden weggegooid in goedgekeurde scherpe containers terwijl besmet gaas, antiseptische resten en biologische materialen moeten worden afgevoerd in overeenstemming met de institutionele voorschriften voor bioveiligheid en gevaarlijk afval.
3. Cutane wondinductie
- Bereid je vooraf voor: 1 remmaat, 1 fijnpunt-permanente marker, gaas en steriele chirurgische instrumenten (No. 23 scalpelmes, Mayo-schaar en anatomische pincet)
- Met behulp van de remklauw en permanente stift marker vier gelijk ver verwijderde punten op de huid, waarbij een vierkant van 1 x 1 cm wordt omlijnd.
- Creëer de operatiewond door de huid binnen het afgebakende gebied volledig te verwijderen met een steriel No. 23 scalpelblad, Mayo-schaar en steriele anatomische tang, waardoor het onderhuidse weefsel en de onderliggende spieren worden blootgelegd.
- Voer hemostase uit op de plaats met steriel gaas, waarbij je zachte druk direct op de wond uitoefent totdat het bloeden stopt.
WAARSCHUWING: Bloed en weefsels moeten worden beschouwd als mogelijk besmettelijk biologisch afval. Na de procedure zorg je voor een juiste verwijdering in overeenstemming met institutionele bioveiligheidsnormen.
OPMERKING: Zorg ervoor dat de juiste aseptische technieken gedurende de hele wondinductie worden toegepast. Verplicht voor personeel zijn persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM), waaronder een haarnet, handschoenen, een mondkapje en een labjas, evenals het gebruik van steriele chirurgische instrumenten.
4. Handmatige planimetrie van het wondgebied
- Bereid je vooraf voor: transparante filmdressing, wit papieren vel (8,5 × 11 inch), fijnpuntige permanente marker en transparante lijmtape.
- Knip rechthoeken van het transparante filmverband met afmetingen van 5 x 3,5 cm en bedek de hele wond.
- Op een wit papier identificeer je de groep (bijv. Groep A), het dier (bijv. A1, A2, A3, A4) en de dag van wondplanimetrie. Ken D0 toe aan de planimetrie die op de dag van wondinleiding is verkregen en DX aan de planimetrieën die op de overeenkomstige euthanasiedag zijn verzameld (bijv. D3, D7, D14, D21).
- Gebruik het transparante filmverband om het wondgebied vast te leggen en het over te brengen op het letterpapier. Om dit te doen, plaats je de film over de wond en voer je met een fijnpunt-permanente stift handmatig planimetrie uit door de volledige wondomtrek over te trekken.
- Met transparant plakband bevestigt u de verkregen planimetrie aan een letterpapier volgens de bijbehorende identificatie (groep/dier/dag). De planimetrieën worden gebruikt om het wondgebied te monitoren en de contractiesnelheid gedurende het hele experiment te bepalen.
OPMERKING: Het gebruik van verbanden wordt aanbevolen om gevechten tussen dieren, overmatig likken van het gewonde gebied en kannibalisme te voorkomen, wat wonden kan verergeren of de genezing kan belemmeren. D0 komt overeen met de dag van wondinductie (baseline). Tijdspunten D3, D7, D14 en D21 geven de post-inductiedagen aan (3e, 7e, 14e en 21e) waarop dierlijke euthanasie en planimetrie-verzameling worden uitgevoerd, waardoor de genezingsfasen tijdens de inflammatoriese, proliferatieve en remodelatieperiodes kunnen worden gevolgd.
5. Onmiddellijke postoperatieve zorg
- Bereid tramadolhydrochloride van tevoren voor en leg voor elk dier één steriele injectiespuit van 1 mL met een naald apart, waarbij strikte aseptische omstandigheden worden gewaarborgd. Maak ook crêpe-verbanden en medisch tape klaar voor wondbescherming.
- Begin met pijnstiller met 5 mg/kg tramadolhydrochloride (50 mg/mL) subcutaan elke 12 uur en houd het 3 dagen vol.
- Wikkel het chirurgische wondgebied in met een crêpeverband en maak het vast met medisch tape om de wondplaats te beschermen.
- Plaats de rat in een individuele kooi en houd deze in de gaten om herstel te waarborgen van de narcose en de operatie.
- Na het herstel breng je het dier terug naar de bijbehorende kooi.
6. Behandeling
- Na 24 uur wondinleiding start u de gewenste experimentele behandelingen en wissel dagelijks de verbanden.
OPMERKING: De duur van de behandeling hangt af van elk specifiek experimenteel protocol.
7. Euthanasie
- Voer euthanasie uit op het aangewezen monster van elke groep volgens het protocol dat is goedgekeurd door de dierenethiekcommissie.
- Na de bevestiging van overlijden voert u handmatige planimetrie van de wond uit zoals beschreven in stap 4.
OPMERKING: In deze studie werd euthanasie veroorzaakt door onthoofding met een guillotine-apparaat geschikt voor knaagdieren, uitgevoerd door getraind personeel in strikte overeenstemming met institutionele ethische en dierenwelzijnsrichtlijnen. De dood werd bevestigd door het ontbreken van ademhalingsbewegingen, hartslag en reflexresponsen na de procedure.
8. Meting van het laesiegebied
- Beeldanalysesoftware is nodig om het gebied van de laesie te beoordelen. Daarnaast zijn handmatige wondplanimetrie en een millimeterliniaal ook vereist voor het meten en monitoren van de wond.
- Download de gekozen beeldanalysesoftware en maak indien nodig een account aan om toegang te krijgen tot het platform.
- Voordat je met de analyse begint, selecteer je twee vaste punten (bijv. A en B) op het planimetriebeeld en meet je met de millimeterliniaal de afstand tussen deze punten en registreer je de verkregen waarde apart (Figuur 2, stap A).
- Neem een foto van de eerder afgebakende planimetrieën met de eerder genoemde punten. Sla de bestanden op met hun respectievelijke experimentele groepidentificatie (Figuur 2, stap B).
- Open het beeldanalyseplatform en start een wondgebiedbeoordeling.
- Met de afbeelding open in de software, gebruik je de cursor of het touchscreen van de smartphone om nieuwe punten te markeren, die je over de eerder gemaakte punten plaatst, zodat je ze identificeert als regio's A en B (Figuur 2, stap B).
- Het programma zal automatisch een lijn tussen punten A en B vaststellen en de meting in millimeters of centimeters aanvragen die met de liniaal is verkregen. Voer deze meting in de software in en klik vervolgens op "meten".
- Het programma detecteert automatisch het wondgebied en levert gegevens over wondlengte, breedte, omtrek, oppervlakte en diepte. In de planimetrie zal de "diepte"-informatie niet beschikbaar zijn (Figuur 2, stap C).
- Sla de afbeeldingen op met de gegenereerde analyses en exporteer ze naar de gewenste locatie.
OPMERKING: De wondgebiedbeoordeling die in dit protocol wordt beschreven, is uitgevoerd met de commercieel verkrijgbare beeldanalysesoftware die in de Materiaaltabel is vermeld. Echter, equivalente beeldanalyseplatforms die wondmeting en digitale planimetrie kunnen uitvoeren, kunnen ook worden gebruikt afhankelijk van de voorkeur van de gebruiker en de beschikbaarheid van de instelling. Als de software het planimetriebeeld niet automatisch detecteert, of als de omtrek afwijkt van wat visueel in de planimetrie wordt waargenomen, wordt aanbevolen de omtrek te versterken om de herkenning van het gebied door de software te vergemakkelijken. Dit kan worden bereikt door een contrasterende kleur (bijv. rood) te gebruiken en textuur toe te passen op het externe gebied over een ongeveer 4 cm2 oppervlak. Foto's van de planimetrie-traces kunnen direct uit de galerij van het apparaat worden geüpload of via de camera worden vastgelegd voor latere softwareanalyse.
Figuur 2: Meting van het laesiegebied met ImitoWound. (A) Markeer op de handmatige planimetrie twee punten (A en B) en meet de afstand (x) ertussen met een millimeterliniaal; (B) de afbeelding van de laesie in de software te uploaden en dezelfde eerder gedefinieerde punten (A en B) af te bakenen, waarbij ze op de originelen worden gelegd; voer de eerder verzamelde meting (X) in voor kalibratie van de schaal; (C) de software opdracht geven om door te gaan met het meten van het laesiegebied; Wacht terwijl de gebiedswaarde automatisch wordt berekend en door het systeem wordt aangeleverd. Deze figuur is gemaakt door de auteurs met BioRender. Lessa da Silva, M. (2026) https://BioRender.com/dzko62t. Publicatielicentie is bijgevoegd. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
9. Bepaling van de wondcontractiesnelheid
- Na het bepalen van het wondoppervlak op de geëvalueerde tijdstippen, gebruik je de gegevens om de wondcontractiesnelheid20 te berekenen met de volgende vergelijking:
FF (%) = [(A0 - Ax) ÷ A0 ] × 100 (1)
Waar A₀ = wondgebied op dag 0 ; Ax = wondgebied op de dag van de euthanasie; FF = gewondsluitingsfractie
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
In dit experiment werd zilversulfadiazine als referentiebehandeling gebruikt. Het product werd plaatselijk op het wondbed aangebracht, 24 uur na de inductie van de laesie. De keuze voor zilversulfadiazine was gebaseerd op het goed gevestigde klinische gebruik als antimicrobieel middel en bij de behandeling van cutane wonden. De gegevens worden gepresenteerd als het mediane en interkwartielbereik, met n = 5 dieren per experimenteel tijdstip. Figuur 3A illustr...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Hoewel de kennis over het genezen van menselijke wonden aanzienlijk is toegenomen, maken inherente moeilijkheden en beperkingen het gebruik van experimentele modellen onmisbaar voor onderzoek op dit gebied4. In deze context was het huidige protocol bedoeld om een excisiewondmodel met volledige dikte te beschrijven, geïnduceerd met een scalpel op de flank van ratten, als alternatieve methodologie voor conventionele technieken. Het dorsale gebied dat geassocieerd wo...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs verklaren geen concurrerende belangen.
Dankbetuigingen
Wij danken de Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado da Bahia (FAPESB) en de Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) voor de steun van de fellowship; de Pró-Reitoria de Pesquisa e Pós-Graduação (PROPP/UESC), het postdoctorale programma in Biologie en Biotechnologie van Micro-organismen (PPGBBM/UESC), voor de financiële ondersteuning. We danken ook het Diergeneeskundeziekenhuis (HVET/UESC) voor het beschikbaar stellen van de operatiekamer en apparatuur.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Alcohol (ethanol 70%) | Dinâmica | P.01.0024.006.06.81 | Antisepsis |
| Anatomical forceps | Sigma-Aldrich | F3892 | Roestvrij staal |
| Bandage | Elk | Niet van toepassing | Wondbescherming |
| Caliper | Mitutoyo | 530-104 | Wondbegrenzing |
| Chlorhexidine 0,2% waterige antiseptische oplossing | Riohex | Niet van toepassing | Antisepsis |
| CO2 kamer | Bonther | D149F1LYSZ | Anesthetische inductie |
| Crepe bandage | Cremer | 818765 | 15 cm x 1,25 m |
| Beschikbare latex handschoenen | Descarpak | e0530101 | Niet steriel |
| Gaaskompres | Cremer | 819342 | 7,5 x 7,5 cm |
| Hypodermische spuit | Dercarpack | e0324201 | 1 mL met naald |
| ImageJ | Image J | https://imagej.net/ij/ | Planimetrische meting |
| ImitoWound | ImitoWound | https://imito.io/pt/imitowound | Planimetrische meting |
| Over elkaar gevouwen papieren handdoek | Scott Smart | 48260 | Algemene reiniging |
| Isofluraan | Cristália | 7.89668E+12 | Inhalatieanestheticum |
| Latex handschoenen voor procedure | Latex handschoenen voor procedure Latex handschoenen voor procedure | Persoonlijk beschermingsmateriaal | |
| Vloeibare zeep | Elk | Niet van toepassing | Reiniging van wondgebied |
| Mayo schaar, recht, scherp/scherp | Fine Science Tools | 14001-12 | Roestvrij staal |
| Millimeter liniaal | Elk | Niet van toepassing | |
| Morfinesulfaat | Sigma-Aldrich | M8777 | Injecteerbare oplossing 1 mg/mL |
| Papierblad | Elk | Niet van toepassing | |
| Permanente stift | Elk | Niet van toepassing | Huidmarkering |
| Povidon-jodium | Rioquimica | ZK48BN72E | Antiseptisch |
| Scalpelmesje nr. 23 | Descarpak | 740801 | Roestvrij staal |
| Scalpelhandvat nr. 4 | Sigma-Aldrich | Niet van toepassing | Roestvrij staal |
| Roestvrij stalen scheermesje | Wilkinson | N/A | Haarverwijdering |
| Steriele chirurgische handschoen | Descarpak | e0212101 | Steriel |
| Chirurgisch masker | Elk | Niet van toepassing | Niet steriel |
| Tramadolhydrochloride | UniãoQuímica | 7.89601E+12 | Solução injetável 50 mg/mL |
| Transparante filmverband | Vital derme | 1503 | 15 cm x 10 m |
| Transparant polypropyleen zelfklevend pleister | Transparant polypropyleen zelfklevend pleister Transparant polypropyleen zelfklevend pleister | Wondbescherming | |
| Veterinaire thermische deken met PVC-afdekking | Prevtech | MSO2VT001 | Handhaving van lichaamstemperatuur |
| Waterdichte zelfklevende pleister | Cremer | 819113 | 10 cm x 4,5 m |
Referenties
- Lin X, Lai Y. Skin scarring: mechanisms and therapies. Int J Mol Sci. 2024;25(3):1458.
- Desjardins-Park HE, Mascharak S, Longaker MT, Wan DC. Endogenous mechanisms of craniomaxillofacial repair: toward novel regenerative therapies. Front Oral Health. 2021;2:676258.
- Han G, Ceilley R. Chronic wound healing: a review of current management and treatments. Adv Ther. 2017;34(3):599-610.
- Benito-Martínez S, Pérez-Köhler B, Rodríguez M, Izco JM, Recalde JI, Pascual G. Wound healing modulation through the local application of powder collagen-derived treatments in an excisional cutaneous murine model. Biomedicines. 2022;10(5):960.
- Elliott S, Wikramanayake TC, Jozic I, Tomic-Canic M. A modeling conundrum: murine models for cutaneous wound healing. J Invest Dermatol. 2018;138(4):736-740.
- Chen JS, Longaker MT, Gurtner GC. Murine models of human wound healing. Methods Mol Biol. 2013;1037:265-274.
- Rowland MB, Moore PE, Bui C, Correll RN. Assessing wound closure in mice using skin punch biopsy. STAR Protoc. 2023;4(1):101989.
- De Moura Estevão LR, et al. Morphological evaluation of wound healing events in the excisional wound healing model in rats. Bio-protocol. 2019;9(13):e3285.
- Ansell DM, Campbell L, Thomason HA, Brass A, Hardman MJ. A statistical analysis of murine incisional and excisional acute wound models. Wound Repair Regen. 2014;22(2):281-287.
- Masson-Meyers DS, Andrade TAM, Caetano GF, Guimaraes FR, Leite MN, Leite SN, et al. Experimental models and methods for cutaneous wound healing assessment. Int J Exp Pathol. 2020;101(1-2):21-37.
- Chen Y, Chen X, Zhou Q. Different effects of a perioperative single dose of dexamethasone on wound healing in mice with or without sepsis. Front Surg. 2023;10:927168.
- Zhao J, Zhang S, Gong Z, Mao W, Bao W, Li Q, et al. NLRP3: a key regulator of skin wound healing and macrophage-fibroblast interactions in mice. Cell Commun Signal. 2025;23:55.
- Liu T, Qiu C, Ben C, Li H, Zhu S. One-step approach for full-thickness skin defect reconstruction in rats using minced split-thickness skin grafts with Pelnac overlay. Burns Trauma. 2019;7:19.
- Nayak BS, Maiya A, Kumar P. Influence of Helium-Neon laser photostimulation on excision wound healing in Wistar rats. Online J Biol Sci. 2007;7:89-92.
- Adhirajan N, Shanmugasundaram N, Shanmuganathan S, Babu M. Collagen-based wound dressing for doxycycline delivery: in vivo. evaluation in an infected excisional wound model in rats. J Pharm Pharmacol. 2009;61(12):1617-1623.
- Goorani S, Zangeneh MM, Koohi MK, Seydi N, Zangeneh A, Souri N, Hosseini MS. Assessment of antioxidant and cutaneous wound healing effects of Falcaria vulgaris aqueous extract in Wistar male rats. Comp Clin Pathol. 2019;28(2):435-445.
- Yassine KA et al. A topical ointment formulation containing powder of Lawsonia inermis leaves accelerates excision wound healing in Wistar rats. Vet World. 2020;13(7):1280-1287.
- Kuma DN, et al. Wound healing properties and antimicrobial effects of parkia clappertoniana keay fruit husk extract in a rat excisional wound Model. Biomed Res Int. 2022;2022:9709365.
- Wu AY, et al. Comparison of skin incision healing in swine made with a cold steel scalpel, a standard electrosurgical blade, and a novel tissue dissector. Med Res Innov. 2017;1(5):1000124.
- Ahmadi H, et al. Photobiomodulation-preconditioned diabetic stem cell transplantation accelerates ischemic wound healing in diabetic rats. Stem Cell Res Ther. 2020;11(1):494.
- Zhou Q, et al. Porous sodium carboxymethylamide microspheres for hemostasis and skin wound healing. ACS Appl Bio Mater. 2025;8(4):3076-3085.
- Corrêa JMX, et al. Treatment of surgical wounds in rats with copaiba oil-resin (Copaifera reticulata). Rev Bras Ciênc Vet. 2021;28(4):184-189.
- Huang L, et al. Topical administration of acyl homoserine lactone improves epithelialization of cutaneous wounds in hyperglycemic rats. PLoS One. 2016;11(7):e0158647.
- Dunn L, Prosser HC, Tan JT, Vanags LZ, Ng MK, Bursill CA. Murine model of wound healing. J Vis Exp. 2013;(75):e50265.
- Davidson JM, Yu F, Opalenik SR. Immobilization strategies to overcome wound contraction in experimental animal models. Adv Wound Care. 2013;2(4):142-148.
- Zhang Y, et al. Establishment and translational evaluation of animal models for skin wound healing: a systematic review. Front Physiol. 2026;17:1800001.
- Rizzo AE, Beckett LA, Baier BS, Isseroff RR. The linear excisional wound: an improved model for human ex vivo wound epithelialization studies. Skin Res Technol. 2012;18(1):125-132.
- Can H, et al. Clinical, histopathological, and immunohistochemical investigations of the effects of Aloe vera (Aloe barbadensis Miller) on open wound healing in rats. Pak Vet J. 2025;45(3):1135-1145.
- Shehasina KA, et al. Comparison of manual and digital planimetry techniques in full-thickness cutaneous wounds in dogs. Int J Vet Sci Anim Husb. 2024;9(2):603-607.
- Gill R, Poojar B, Bairy LK, Praveen KSE. Comparative evaluation of wound healing potential of Manuka and Acacia honey in diabetic and non-diabetic rats. J Pharm Bioallied Sci. 2019;11(2):116-126.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
