Methodenartikel

Een translationeel model voor vroegtijdige biggetjes voor neonatale sepsis

134 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/71456

⸱

10 juli 2026

 ,  ,  ,  , 
1Comparative Pediatrics, Department of Veterinary and Animal Sciences, University of Copenhagen, 2BRIDGE Translational Excellence Programme, Faculty of Health and Medical Sciences, University of Copenhagen

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Modellen van bacteriële sepsis bij vroeggeborenen zijn essentieel, maar bestaande knaagdiermodellen hebben geen klinische relevantie. Er werd een sterk translationeel model van neonatale sepsis ontwikkeld met behulp van vroeggeboren biggetjes die geïnfecteerd waren met levende Staphylococcus epidermidis.

Samenvatting

Premature baby's zijn bijzonder vatbaar voor bacteriële infecties die snel kunnen uitgroeien tot levensbedreigende sepsis, een staat van overmatige ontsteking en orgaanstoornissen. Om ziektemechanismen te onderzoeken en de ontwikkeling van therapeutische behandelingen te bevorderen, zijn robuuste translationele diermodellen die de complexe pathofysiologie en klinische presentatie van neonatale sepsis nabootsen, van cruciaal belang. Dit protocol presenteert een klinisch relevant model voor vroeggeboorte van een biggetje bij neonatale sepsis, geïnduceerd via intraarteriële infusie van levende Staphylococcus epidermidis kort na de geboorte of op de derde postnatale dag. Knorretjes worden bij 90% zwangerschap via een keizersnede geboren en verzorgd onder neonatale intensive care. Deze omvatten temperatuur- en zuurstofgecontroleerde couveuses en een inwoning van de navelarteriële katheter, die het mogelijk maakt om parenterale voeding toe te dienen en seriële bloedmonsters te nemen. Na infectie met S. epidermidis worden biggetjes 24–48 uur gemonitord. De incidentie en ernst van sepsis kunnen worden beïnvloed door de dosis bacteriën en de aanvoer van parenterale glucose. Een hogere afgifte van parenterale glucose versnelt pro-inflammatoire immuunreacties, wat leidt tot klinische achteruitgang. Lethale sepsis en humane eindpunten worden gedefinieerd door arteriële bloedgasparameters (pH ≤ 7,1) gecombineerd met klinische tekenen van hemodynamische vermindering zoals lethargie, huidverkleuring en tachypnoe. Dit model biedt een uniek platform om te onderzoeken hoe energiemetabolisme en immunomodulerende interventies de bacteriële verwijdering, systemische ontsteking en weefselbeschadiging tijdens neonatale infecties beïnvloeden. Het heeft aanzienlijk potentieel om klinische strategieën voor de preventie en behandeling van neonatale sepsis te informeren.

Inleiding

Neonatale infectie is wereldwijd een belangrijke oorzaak van sterfte en langdurige morbiditeit, vooral onder premature baby's, maar ook bij voldragen baby's met een laag geboortegewicht of perinatale complicaties 1,2. Vroege diagnose blijft een uitdaging vanwege niet-specifieke klinische tekenen, onrijpe en zeer variabele immuunreacties, en een gebrek aan gevoelige en specifieke biomarkers die infectie kunnen onderscheiden van niet-infectieuze ontsteking 3,4. Als gevolg hiervan starten clinici vaak empirische breedspectrumantibioticatherapie, vaak vóór microbiologische bevestiging, wat bijdraagt aan overmatig antibioticagebruik, verstoring van vroege microbiële kolonisatie en de ontwikkeling van antimicrobiële resistentie5.

Neonatale sepsis is een levensbedreigende aandoening veroorzaakt door een ontregelde gastheerreactie op infectie die leidt tot orgaandisfunctie4. Hoewel infectie en sepsis verschillende biologische en klinische entiteiten vertegenwoordigen, worden de termen vaak door elkaar gebruikt in de neonatologieliteratuur. Klinisch wordt neonatale sepsis vaak geclassificeerd als vroeg- of laat-beginnende sepsis (EOS, LOS), die respectievelijk vóór of na 72 uur leven voorkomt1. EOS wordt meestal veroorzaakt door pathogenen die tijdens de geboorte worden overgedragen, zoals Escherichia coli of Groep B Streptokokken. Daarentegen vertoont LOS vaak niet-specifieke symptomen, kan kweeknegatief zijn en wordt geassocieerd met risicofactoren zoals invasieve procedures, parenterale voeding en langdurige ziekenhuisopname. De meest voorkomende oorzakelijke organismen zijn coagulase-negatieve stafylokokken, met name Staphylococcus epidermidis, evenals gramnegatieve bacteriën, hoewel schimmel- en polymicrobiële infecties ookvoorkomen 1,2,6. Ongeacht de etiologie kunnen neonatale infecties samenkomen op een veelvoorkomend sepsisfenotype 1,2. Belangrijk is dat premature baby's ontwikkelingsonvolwassenheid vertonen van zowel aangeboren als adaptieve immuniteit, samen met beperkte metabole reserves, wat de respons op infectie kan beïnvloeden7.

De vooruitgang in diagnose en behandeling wordt belemmerd door beperkingen van bestaande experimentele systemen. In vitro-benaderingen maken mechanistische studies van immuunroutes mogelijk, maar slagen er niet in de geïntegreerde fysiologie van complexe immuunresponsen vast te leggen. Knaagdiermodellen, hoewel waardevol voor genetische en moleculaire studies naar neonatale immuunreacties, verschillen aanzienlijk van mensen in immunostructogene, metabolisme en grootte 8,9. Het klinische beheer van sepsis is moeilijk te bestuderen in deze modellen vanwege beperkte mogelijkheden voor intensieve monitoring, herhaald bloedafname en het testen van klinisch realistische ondersteunende of therapeutische zorg.

Modellen van grote dieren, met name te vroeggeboren biggetjes, bieden een krachtige aanvullende aanpak. Varkens vertonen nauwe anatomische, fysiologische en immunologische overeenkomsten met mensen, waaronder vergelijkbare immuuncelpopulaties, patroonherkenningsreceptorsignalering en metabole regulatie 10,11,12,13,14. Belangrijk is dat varkens veel worden gebruikt als modellen voor volwassen sepsis 13,15. De fysieke schaal van varkens maakt het mogelijk om klinisch relevante instrumenten, continue fysiologische monitoring, herhaalde bio-sampling en gestandaardiseerde intensive care-interventies zoals parenterale voeding, vloeistoftherapie, antibiotica en ademhalingsondersteuning mogelijk. Experimentele infecties kunnen ook worden bestudeerd in de context van ontwikkelingsonvolwassenheid, waardoor het mogelijk is om ziektetrajecten, gastheerresponsen en behandelingseffecten te onderzoeken onder omstandigheden die sterk lijken op klinische praktijk.

Dit artikel beschrijft een gestandaardiseerd neonataal sepsismodel in vroeggeboren biggen, ontworpen als een flexibel translationeel platform. Het model maakt de gecontroleerde inductie van een systemische bacteriële infectie mogelijk en longitudinale beoordeling van klinische, immunologische en metabole reacties, die kunnen worden gebruikt om de pathofysiologie van neonatale sepsis te onderzoeken en de effectiviteit van nieuwe preventieve en therapeutische interventies te evalueren.

Protocol

Alle beschreven procedures zijn uitgevoerd in overeenstemming met de EU-richtlijn 2010/63/EU voor dierproeven en goedgekeurd door de Deense Dierproeveninspectie (licentienummer: 2020-15-0201-00520).

1. Procedures rondom de bevalling

  1. Voer een electieve keizersnede uit om vroeggeboren biggetjes te baren op 90% van de zwangerschap (zwangerschapsdagen 106–107).
    1. Haal een drachtige zeug (Landrace × Large White, derde of vierde pariteit) van een commerciële boerderij zonder specifieke ziekteverwekkers.
      OPMERKING: De zeug moet zwanger worden gemaakt via kunstmatige inseminatie (× Duroc) om de exacte dag van conceptie te kunnen kennen.
    2. Vasten de zeug 's nachts (minimaal 12 uur) met ad libitum toegang tot water voorafgaand aan de operatie. Induceer sedatie door intramusculaire injectie van een cocktail met atropine (2 mL per zeug), butorphanol (2 mL/100 kg lichaamsgewicht; 10 mg/mL) en Zoletil 50 Vet (3,3 mL/100 kg lichaamsgewicht; tiletamine 25/mL en zolazepam 25 mg/mL).
    3. Na sedatie plaats je een aderkatheter en induceer je algehele narcose met propofol (10 mg/mL), getitreerd totdat de palpebrale reflex en kaaktoon verloren gaan.
    4. Voer endotracheale intubatie uit onder directe laryngoscopie om de luchtweg te beveiligen. Houd een chirurgisch vlak van anesthesie vast gedurende de keizersnede met verdampte isoflurane toegediend in 100% zuurstof (1–2 L/min) via een gekalibreerde verdamper.
    5. Start op 5% en houd het aan op 1,5–2,5%, waarbij je de concentratie optitreert tot de laagste effectieve dosis op basis van de hartslag en de perifere zuurstofsaturatie.
      OPMERKING: Als apneu optreedt, start dan mechanische ventilatie om voldoende zuurstofvoorziening te garanderen.
    6. Plaats de zeug in rechter laterale ligplaats. Voer een aseptische voorbereiding uit op de operatielocatie. Geef een totaalvolume van 120 mL lidocaïne (10 mg/mL) via subcutane en intramusculaire infiltratie langs de beoogde linkerflankincisielijn.
    7. Voer een laparotomie uit aan de linkerflank met een scalpel om de baarmoederhoorns bloot te leggen en naar buiten te brengen. Incatief de baarmoederhoorns langs de grotere kromming om individuele biggetjes te leveren.
    8. Voordat je de navelstreng doorsnijdt, melk je de navelstreng 2–3 keer richting het biggetje om de hemoglobineconcentratie en ijzervoorraden te verhogen. Plaats een navelklem met het label A–Z rond de navelstreng samen met gaas om bloedingen te voorkomen, en snijd de navelstreng door.
    9. Plaats direct na de levering elk biggetje in een zak van polytheen, waarbij de kop zichtbaar blijft. De zak minimaliseert warmteverlies en vermindert zo het risico op onderkoeling.
    10. Geef een vast volume van 0,1 mL doxapram (20 mg/mL) en 0,1 mL flumazenil (0,1 mg/mL) intramusculair in de nek. Doxapram stimuleert spontane ademhaling, terwijl flumazenil, een benzodiazepine-antagonist, gedeeltelijk de anesthesie die tijdens de keizersnede van de zeug is overgedragen, omkeert.
    11. Breng de biggen over naar een neonatale intensive care.
  2. Reanimatie, randomisatie en katheterisatie
    1. Weeg en bepaal het geslacht van elk biggetje bij overplaatsing naar de neonatale intensive care.
    2. Voor biggetjes die niet spontaan kunnen ademen, voer je reanimatie individueel uit. Herhaal de doseringen doxapram en/of flumazenil en zorg voor positieve ventilatie indien nodig om de ademhaling te stabiliseren.
    3. Zodra de biggetjes fysiologisch stabiel zijn en nog onder narcose zijn van maternale verdoving, gebruik je een aseptische techniek om een navelarteriële katheter (4 Fr PVC-voedingsbuis) in een van de slagaders van het doorgesneden navelstreng in te brengen. Breng de kathetertip naar de dorsale aorta. Bevestig de katheter met hechtingen aan de huid en verbind deze met een infuuslijn voor parenterale voeding.
      OPMERKING: Bij het vroeggeboren varken is intra-arteriële toediening de vastgestelde standaard over de navelvage om mogelijke levernecrose te voorkomen als gevolg van het hoge risico op een verkeerde positie van de kathetertip in het leverparenchym in plaats van in ductusvenosus 21.
    4. Stratikeer biggetjes op geboortegewicht en geslacht en wijs ze willekeurig toe aan behandelgroepen.
  3. Woonomstandigheden
    1. Plaats elk biggetje afzonderlijk in een verwarmde, gevoerde broedmachine met gecontroleerde ventilatie.
    2. Geef extra zuurstof (1–2 L/min) tot 12 uur na de geboorte om hypoxie te voorkomen.
    3. Controleer de rectale temperatuur gedurende de eerste 12 uur na de geboorte. Pas de verwarmingsomstandigheden aan indien nodig om een kerntemperatuur van 38–39 °C te handhaven (streef: 38,5 °C).
      OPMERKING: Een korte periode van onderkoeling wordt direct na de geboorte en tijdens het plaatsen van de katheter verwacht.

2. Passieve immunisatie via plasma-infusie

OPMERKING: Aangezien varkens geen immunoglobulines transplacentaal overdragen, moet gedeeltelijke passieve immunisatie worden verzorgd voor experimenten die langer dan 24 uur duren om spontane infecties te voorkomen.

  1. Verzamel moederbloed van de zeug na een keizersnede in een steriele heparinebedekte container. Centrifugeer het bloed in steriele Falcon-buizen bij 4 °C, 2500 × g, gedurende 10 minuten en herhaal één keer. Na scheiding verzamel je het plasma zorgvuldig in nieuwe steriele Falcon-buizen en bewaar het bij 4 °C tot gebruik.
  2. Binnen 12 uur na de geboorte dient u het plasma toe te dienen met een dosis van 8 mL/kg als een 30 minuten continue intraarteriële infusie met een infuuspomp.

3. Inleiding van experimentele infectie

OPMERKING: De experimentele infectie kan worden opgewekt 3–4 uur na de geboorte of op postnatale dag 3.

  1. Bereiding van de bacteriële suspensie
    1. Ontdooi het bevroren S. epidermidis-voorraadflesje (WT-1457, 15–25% glycerol) op kamertemperatuur. Vortex kort (2–3 s) om een homogene suspensie te verkrijgen.
      OPMERKING: Volgens de risicogroepclassificatie voor infectieuze agentia wordt S. epidermidis geclassificeerd als een WHO-risicogroep 1-micro-organisme. WHO risicogroep 1-micro-organismen veroorzaken waarschijnlijk geen menselijke ziekte en vereisen geen speciale overwegingen.
    2. Bereid een nachtkweek voor door 20 mL hersen-hartinfusie (BHI) bouillon te inoculeren met 5 μL van de ontdooide S. epidermitis-kolf in een steriele 100 mL Erlenmeyer-fles. Incubeer bij 37 °C met orbitale schuddingen bij 180 rpm gedurende ~16 uur, zodat de cultuur de stationaire fase kan bereiken. Voeg ongeinoculeerde BHI-bouillonbesturing toe onder identieke omstandigheden om de middelmatige steriliteit te verifiëren.
    3. Bereid een nieuwe kweek voor door 20 mL BHI-bouillon te inoculeren met 200 μL van de nachtkweek (1:100 verdunning) in een steriele 100 mL Erlenmeyer-fles. Bereid voldoende kweek voor om alle biggen te infecteren (zie berekeningen in stappen 3.1.4 – 3.1.6). Incubeer bij 37 °C met orbitale schudding bij 180 rpm gedurende 2,5 uur, totdat bacteriën de vroeg-logaritmische groeifase bereiken (aanvullende figuur 1A).
    4. Schat het totale kweekvolume dat nodig is om alle biggetjes te infecteren op basis van de getitreerde streefdosis, gemiddeld lichaamsgewicht, aantal biggen en kweekdichtheid.
    5. Stel dat de cultuur na de 2,5 uur incubatie een optische dichtheid bereikt bij 600 nm (OD) van ≥1 (Aanvullende Figuur 1B) en gebruik een vastgestelde omzettingssnelheid van OD van 1 = 3 × 108 kolonievormende eenheden (CFU)/mL.
    6. Neem 15% extra volume op om rekening te houden met de afhandelingsverliezen. Bereken het geschatte kweekvolume met behulp van de formule:
      V-schatting = [Streefdosis (CFU/kg BW) × BW) × BW × N × 1,15] / 3 × 108 CFU/mL (1)
      waarbij:
      VSchatting = geschatte totale benodigde kweekvolume (mL)
      BW = gemiddeld lichaamsgewicht van het biggetje (kg)
      N = totaal aantal biggetjes
    7. Na de incubatie bepaal je de overdosis van de kweek. Verdun het monster indien nodig om de metingen binnen het lineaire bereik van de spectrofotometer te houden.
    8. Bereken het uiteindelijke kweekvolume dat nodig is om de streefconcentratie CFU te bereiken met behulp van de formule:
      VFinale = OD1 · V-schatting / Gemeten OD (2)
      waarbij:
      VFinal = vereiste eindcultuurvolume (mL)
    9. Breng de berekende VFinal over in 50 mL Falcon-buizen en centrifugeer op 3.000 × g gedurende 10 minuten bij kamertemperatuur.
    10. Gooi het supernatant voorzichtig weg.
    11. Susseb de bacteriële pellet opnieuw in 3 x VFinal van steriel 0,9% zoutoplossing ter voorbereiding op intraarteriële toediening (3 mL/kg lichaamsgewicht over 3 minuten). Zorg ervoor dat de oplossing vrij is van aggregaten.
    12. Bereid 50 mL infuusspuiten voor met de bacteriële suspensie.
    13. Bereid een aparte infusiespuit van 50 mL voor met steriele 0,9% zoutoplossing voor niet-geïnfecteerde controles.
  2. Infectieprocedure
    1. Dien de bacteriële suspensie of steriele zoutoplossing toe aan elk biggetje via de navelarteriële katheter met een infusiepomp die de streefdosis binnen 3 minuten toedient. Houd een interval van 5 minuten aan tussen opeenvolgende biggetjes.
    2. Direct na infectie start je met de continue infusie van parenterale voeding om de katheter door te spoelen en de volledige dosis te verzekeren.
    3. Bevestig de dosis door de bacteriële suspensie te bewaren bij 4 °C. Later kan dit worden verdund en plat worden op bloedagarplaten om de bacteriële dichtheid te bepalen (zie stap 8)

4. Parenterale voeding

  1. Geef de biggetjes gedurende het hele experiment totale parenterale voeding (TPN). Gebruik bijvoorbeeld een driekamerige menselijke TPN-zak, zoals Kabiven 1900 kcal, aangepast om te voldoen aan de macronutriëntenbehoefte van pasgeboren biggetjes.
  2. Bereid de parenterale voedingsoplossing voor onder steriele omstandigheden.
    1. Verwijder 300 ml uit de glucosekamer.
    2. Verwijder 70 ml uit de lipidekamer.
    3. Voeg 155 mL 50% glucose toe aan de glucosekamer.
    4. Voeg 214 mL Vamin toe aan de glucosekamer.
    5. Voeg 150 ml steriel water toe aan de glucosekamer.
    6. Voeg 0,1 mL heparine (5000 IE/mL) toe aan de glucosekamer.
    7. Meng de inhoud van alle drie de kamers grondig.
      OPMERKING: Dit resulteert in een parenterale voedingsoplossing met de macronutriëntensamenstelling zoals weergegeven in Tabel 1. Gebruik deze formulering als standaard controledieet bij het evalueren van de effecten van alternatieve voedingsregimes op infectiereacties.
    8. Bewaar de parenterale voeding bij 4 °C tot gebruik. Bereid de oplossing in batches voor en gebruik deze niet na 48 uur na de bereiding.
      OPMERKING: Het model kan worden aangepast om de effecten van enterale voeding en darmstimulatie te evalueren door biggetjes te voorzien van orogastrische voedingssondes.
  3. Toediening van parenterale voeding
    1. Vul 50 mL steriele infuusspuiten met parenterale voeding en infuseer continu via de intraarteriële katheter met een infuuspomp.
    2. Stel de infusiesnelheid in op 6 mL/kg/u. Weeg de biggetjes dagelijks en pas de dosis aan op het bijgewerkte lichaamsgewicht.
      OPMERKING: Voor langere studies, als perifere oedeem (overhydratatie) wordt waargenomen, verlaag dan de infusiesnelheid tot 4 mL/kg/u.
    3. Controleer regelmatig de infuuspompen om te zorgen dat de spuiten niet leeg raken. Vul de spuiten bij wanneer nodig.

5. Klinische monitoring

  1. Controleer de biggetjes regelmatig gedurende het onderzoek om te bepalen of er actie nodig is. Na de bacteriële infusie moeten dieren elke 1–2 uur door ervaren personeel worden gecontroleerd tot de geplande euthanasie.
    OPMERKING: Klinische achteruitgang, de progressie van geen symptomen naar humane eindpunten, kan snel optreden, binnen 30–60 minuten.
    1. Let op symptomen gerelateerd aan de ademhaling, waaronder tachypnoe, ademhalingsnood, cyanose en agonale ademhaling.
      OPMERKING: In gevallen van hypoxie (zuurstofsaturatie < 80%) moet de zuurstoftoevoer worden gestart of verhoogd.
    2. Let op symptomen gerelateerd aan de circulatie, waaronder verkleuring, koude ledematen, verlengde capillaire navultijd, tachycardie en bradycardie.
    3. Let op symptomen gerelateerd aan activiteit, waaronder lusteloosheid, onvermogen om te staan of te lopen (relevant vanaf postnatale dag 3) en reactiviteit op pijnprikkels.
    4. Let op symptomen gerelateerd aan stolling, zoals ecchymose of petechiale bloedingen in de huid. Oefen zachte druk uit op verkleurde plekken; Als de roodheid niet verblekt, classificeer de vondst dan als huidbloeding.
  2. Als er klinische symptomen worden waargenomen, voer dan bloedgasmetingen uit om de pH, lactaat, zuurstofsaturatie en partiële druk van kooldioxide ten opzichte van de basiswaarden te beoordelen (zie stap 6.3).
    OPMERKING: Continue klinische monitoring (bijvoorbeeld van bloeddruk, hartslag en ademhalingsfrequentie) kan worden gebruikt, maar wordt niet routinematig toegepast in deze experimenten.

6. Bloedmonsters nemen

OPMERKING: Longitudinale bloedmonsters kunnen bij biggen worden uitgevoerd via de intraarteriële katheter of door een veniptuur in de halsslag. Het totale bemonsterde bloedvolume mag niet meer dan 7,5% van het geschatte totale bloedvolume (~7% van het lichaamsgewicht) overschrijden. Alle bloedmonsterprocedures moeten voldoen aan de lokale ethische richtlijnen.

  1. Intra-arteriële katheterbloedmonstering
    1. Met schone, gehandschoende handen bereik je voorzichtig de katheterpoort. Desinfecteer de toegangsplaats met ethanol voordat je het opent. Voorkom besmetting van de infuusleiding.
    2. Haal minimaal 2 ml bloed af en leg het opzij, omdat dit volume besmet kan zijn met parenterale voeding van de infuuslijn. Houd de steriliteit van het verwijderde monster.
    3. Verzamel het benodigde bloedvolume voor analyse. Zo moet bloed voor hematologische analyses worden verzameld in EDTA-gecoate buizen, terwijl monsters voor bloedgasanalyses moeten worden afgenomen met heparine-gecoate spuiten.
    4. Na afronding van de monsters opnieuw infuseer je de aanvankelijk ontnomen 2 ml bloed in het biggetje en sluit je de katheter voorzichtig weer aan op de parenterale voedingsinfuuslijn.
  2. Jugulaire punctie bloedmonsters
    1. Haal het biggetje uit de broedmachine en plaats het in dorsale ligpositie om het nekgebied bloot te leggen. Bind het biggetje stevig vast om beweging te voorkomen en veilige toegang tot de halsslagader te garanderen.
      OPMERKING: Halsvenipunctuur gaat gepaard met mogelijke risico's, waaronder bloeding, hematoomvorming en aantasting van de luchtwegen. De beslissing om deze procedure uit te voeren moet zorgvuldig worden afgewogen tegen het wetenschappelijke belang van de resultaten.
    2. Identificeer de ongeveer anatomische locatie van de halsslagader en desinfecteer de prikplaats met ethanol.
    3. Voer jugulaire venipunctie uit met een Vacutainer-systeem en verzamel het benodigde bloedvolume. Neem bijvoorbeeld 0,2 mL bloed en bewaar het monster bij 4 °C totdat de bacteriële platering plaatsvindt.
    4. Druk op de veniptuurplaats totdat hemostase is bereikt. Daarna zet het biggetje terug in zijn broedmachine.
    5. Blijf het biggetje monitoren op tekenen van hernieuwde bloedingen. Bij een significante bloeding laat je het biggetje inslapen. Let ook op de vorming van subcutane hematoomen of inwendige bloedingen die de luchtweg kunnen aantasten.
  3. Bloedgasmetingen
    1. Inspecteer het bloedmonster in de hepariniseerde spuit op luchtbellen. Als er belletjes aanwezig zijn, stoot ze dan voorzichtig uit of verwijder ze door op de spuit te tikken om gasmetingen te voorkomen.
    2. Transporteer het monster naar de bloedgasanalysator en volg de instructies van de fabrikant. Zorg ervoor dat het monster snel wordt verwerkt om de nauwkeurigheid te behouden.

7. Sepsiscriteria en humane eindpunten

  1. Euthanaser biggetjes na het bereiken van vooraf gedefinieerde humane eindpunten die wijzen op sepsis.
    OPMERKING: Voor andere pathologieën of iatrogene letsels raadpleegt u de lokale ethische richtlijnen voor humane eindpunten.
    1. Gebruik de bloed-pH als belangrijkste indicator voor sepsis en het primaire humane eindpunt. Euthanaseer biggetjes met een bloed-pH ≤ 7,1 onmiddellijk. Voor biggen met een bloed-pH ≤ 7,2 herhaal je elke 15–30 minuten bloedgasmetingen en monitor je secundaire humane eindpunten.
    2. Als secundaire humane eindpunten euthanasen varkentjes ongeacht de bloed-pH bij de manifestatie van gedissemineerde intravasculaire stolling, waaronder ecchymose of petechiale bloedingen, ademhalingsstilstand, diepe lethargie en/of gebrek aan respons op pijnprikkels (bevestigd door het ontbreken van een terugtrekkingsreflex na een zachte kneep in de interdigitale ruimte met anatomische pincetten).
  2. Verdoof het biggetje door een intramusculaire injectie van een Zoletil-gebaseerd mengsel (0,1 mL/kg).
    OPMERKING: Reconstrueer één flesje Zoletil 50 Vet (tiletamine 125 mg, zolazepam 125 mg) tot 10 mL met 6,25 mL xylazine (20 mg/mL), 1,25 mL ketamine (100 mg/mL) en 2,5 mL butorphanol (10 mg/mL). De uiteindelijke concentraties zijn 12,5 mg/mL elk van tiletamine, zolazepam, xylazine, ketamine en 2,5 mg/mL butorphanol.
  3. Bevestig voldoende diepte van de anesthesie door het ontbreken van een terugtrekkingsreflex als reactie op een pijnlijke prikkel (zie stap 7.1.2).
  4. Voer euthanasie uit door intracardiale injectie van een overdosis natriumpentobarbital (3 mL/kg; 400 mg/mL).
    OPMERKING: Intracardiale bloedafname kan worden uitgevoerd vóór euthanasie met behulp van een Vacutainer-systeem.

8. Bacteriële platering en kwantificatie

  1. Kwantificeer de bacteriële dichtheid van het bloed met behulp van jugulaire venipunctuurmonsters die tijdens het experiment zijn verzameld en hartpunctiemonsters die bij euthanasie zijn verzameld.
    OPMERKING: Gebruik geen bloed dat uit de arteriële katheter is afgenomen, omdat deze mogelijk restbacteriën van de oorspronkelijke experimentele infectie bevat, wat de kwantificatie kan verwarren.
    1. Maak voor elk bloedmonster een schapenbloedagarplaat, markeer kwadranten 0, -1, -2 en -3 onderaan en label de plaat met de dier-ID en tijdstip.
    2. Met 50 μL bloed uit elk monster bereid u 10-voudige verdunningen van 10-1, 10-2 en 10-3 voor in 450 μL steriele PBS in 1,5 mL microcentrifugebuizen.
    3. Plaats elke plaat met drie druppels van 20 μL van de bijbehorende verdunning in het toegewezen kwadrant, met tussenliggende druppels om contact of overdracht te voorkomen en aerosolisatie te voorkomen.
    4. Incubeer borden een nacht bij 37 °C, bewaar de borden dan bij 4 °C tot het tellen.
    5. Tel alle bacteriële kolonies in de verdunning die ongeveer 10 kolonies per plek bevat. Alleen kolonies van S. epidermidis zijn opgenomen, die doorgaans wit, rond en gladlijnig zijn. Controleer en registreer zorgvuldig kolonies met gewijzigde morfologie, omdat deze kunnen wijzen op besmetting, bijvoorbeeld door bemonstering. Bereken CFU/mL met de volgende vergelijking:
      (CFU/mL) = [(kolonieaantal · verdunningsfactor)/(3 · 20 μL)] · [1000μL/mL] (3)

Resultaten

Er werd een dosis-respons-experiment uitgevoerd bij vroeggeboren biggetjes die tot postnatale dag 5 werden grootgebracht (Figuur 1). Op postnatale dag 3 kregen biggetjes een infusie van ofwel een lage dosis S. epidermidis (109 CFU/kg, n = 9), een hoge dosis S. epidermidis (5 × 109 CFU/kg, n = 9), of zoutoplossing als controlegroep (n = 3), en werden 44 uur gemonitord.

Na de S. epidermidis-infusie bleef de bacteriële belasting in het bloed gedurende de 44 uur durende follow-upperiode hoger bij biggetjes die de hoge dosis ontvingen vergeleken met de lage dosis groep (Figuur 2A, P < 0,05). Alleen biggetjes in de groep met hoge doseringen (3/9) ontwikkelden sepsis, met het begin ongeveer 12–15 uur na de infectie (Figuur 2B). In overeenstemming hiermee vertoonden biggetjes die de hoge S. epidermides-dosis ontvingen een lagere pH in het bloed na 12 uur (Figuur 2C, P < 0,001), vergezeld van een duidelijke toename van de partiële druk van kooldioxide (pCO₂) (Figuur 2D, P < 0,01), vergeleken met de laagdosisgroep.

Tijdens de acute infectiefase (6 uur) vertoonden beide geïnfecteerde groepen een lager basenoverschot en hogere lactaatwaarden vergeleken met zoutoplossingscontroles, met meer uitgesproken veranderingen die tot 12 uur aanhielden in de groep met hoge dosis S. epidermidis (Figuur 2E, F, P < 0,01 – 0,05). De bloedsuikerspiegels verschilden niet tussen groepen (Figuur 2G).

Na 6 uur vertoonden beide geïnfecteerde groepen ook een robuuste uitputting van neutrofiele bloed vergeleken met niet-geïnfecteerde controles (Figuur 3A, beide P< 0,001). Later in het infectieverloop werd neutrofielaanvulling waargenomen in beide geïnfecteerde groepen, maar was deze groter in de laag-dosis S. epidermidis-groep (Figuur 3A, P < 0,05). Beide geïnfecteerde groepen ontwikkelden tijdens het experiment trombocytopenie; echter, de trombocytentellingen daalden eerder en duidelijker in de groep met hoge dosis S. epidermidis vergeleken met zowel de laagdosisgroep als de niet-geïnfecteerde controlegroep (Figuur 3B, P < 0,01–0,05). De plasmaniveaus van TNF-α, IL-6 en IL-10 waren in beide geïnfecteerde groepen verhoogd na 6 en 12 uur na infectie vergeleken met controles (Figuur 3C, P < 0,001–0,05). Na 24 uur bleven de plasmaniveaus van TNF-α en IL-10 alleen verhoogd in de hoogdosis S. epidermidis-groep vergeleken met niet-geïnfecteerde controles (P < 0,05), terwijl na 44 uur alleen de TNF-α niveaus verhoogd waren (P < 0,05).

Bij euthanasie, wanneer biggen ofwel humane eindpunten bereikten of werden geëuthanaseerd op het geplande tijdstip van 44 uur na infectie, werden plasmaniveaus van negatieve acute-fase reactanten en markers van orgaanschade gemeten (Figuur 4A–G). Hiervan was alleen cholesterol (een negatieve acute fase reactant) significant lager bij biggen die geïnfecteerd waren met de hoge dosis S. epidermidis vergeleken met de laagdosisgroep (Figuur 4B, P < 0,05). De gemiddelde niveaus van leverschademarkers, waaronder alanineaminotransferase en aspartaataminotransferase, evenals nierbeschadigingsmarkers zoals creatinine en urea-stikstof in het bloed, waren numeriek hoger in de hooggedoseerde S. epidermitis-groep dan bij niet-geïnfecteerde controles (Figuur 4D–G).

figure-results-1
Figuur 1: Experimenteel ontwerp. Vroeggeboren biggetjes werden bij 90% van de zwangerschap via een keizersnede geboren. Op postnatale dag 3 kregen biggetjes een intraarteriële infusie van levende S. epidermidis bij 109 of 5 × 109 CFU/kg, of zoutoplossing als controle. Na infectie werden de biggetjes 44 uur gemonitord, met longitudinale bloedmonsters op bepaalde tijdstippen. Figuur gemaakt met Biorender.com. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Bloedbacteriële belasting, overlevings- en bloedgasparameters bij vroeggeboren biggen na arteriële infusie met zoutoplossing (CON) of infectie met levende S. epidermidis. (A) Dichtheid van S. epidermidis in bloedmonsters verzameld 6, 24 en 44 uur na infectie. (B) Overlevingscurves die de tijd tot humane einddatum of geplande euthanasie aangeven 44 uur na infectie. (C–G) Arteriële bloedgasparameters 0, 6, 12, 24 en 44 uur na infectie. De gegevens worden gepresenteerd als gemiddelde ± SD. (A), overlevingscurves (B), of vioolpuntdiagrammen inclusief mediaan (volle lijn) en IQR (stippellijnen) (C–G). n = 9 voor elke geïnfecteerde groep; n = 3 voor de niet-geïnfecteerde controle. De gegevens werden geanalyseerd met een lineair gemengd-effect model inclusief groeps- × tijdinteracties (A, C–G) of een Cox proportioneel hazardmodel (B). *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001. Afkortingen; CON = controle; pCO2 = partiële druk van CO2; SE = S. epidermidis. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 3: Circulerende ontstekingsmarkers bij vroeggeboren biggen na arteriële infusie met zoutoplossing (CON) of infectie met levende S. epidermidis. (A, B) Circulerende neutrofiel- en bloedplaatjestellingen om 6, 12, 24 en 44 uur na infectie. (C) Plasmaniveaus van TNF-α, IL-6 en IL-10 op 6, 12, 24 en 44 uur na infectie. De gegevens worden gepresenteerd als vioolpuntdiagrammen, inclusief mediaan (volle lijn) en IQR (stippellijnen) (A–C). n = 9 voor elke geïnfecteerde groep; n = 3 voor de niet-geïnfecteerde controle. De gegevens werden geanalyseerd met een lineair gemengd-effecten model inclusief groeps- × tijdinteracties (A–C). *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001. Afkortingen; CON = controle; IL = interleukine; SE = Zuid epidermidis; TNF = tumornecrosefactor. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-4
Figuur 4: Plasma biochemische parameters bij vroeggeboren biggen na arteriële infusie met zoutoplossing (CON) of infectie met levende S. epidermidis (109 of 5 × 109 CFU/kg). (A–G) Plasmawaarden van albumine, cholesterol, ALP, ALAT, ASAT, creatinine en BUN bij het humane eindpunt of bij geplande euthanasie 44 uur na infectie. De gegevens worden gepresenteerd als whiskerplots die het volledige bereik (minimum tot maximum) (A–G) tonen. Individuele datapunten in donkerpaars wijzen op biggetjes die sepsis hebben ontwikkeld. n = 9 voor elke geïnfecteerde groep; n = 3 voor de niet-geïnfecteerde controle. De gegevens werden geanalyseerd met behulp van een meervoudig lineair regressiemodel (A–G). *P < 0,05. Afkortingen; ALAT = alanineaminotransferase; ALP = alkalische fosfatase; ASAT = aspartaataminotransferase; BUN = urineum in het bloed; CON = controle; SE = S. epidermidis. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Totaal bedragConcentratie
Energie7762kJ3525kJ/L
Macronutriënten
Aminozuren92g42g/L
Vet66g30g/L
Glucose221g100g/L
Micronutriënten
Na64mmol29mmol/L
K48mmol22mmol/L
Mg8mmol4mmol/L
Ca4mmol2mmol/L
PO418mmol8mmol/L
SO48mmol4mmol/L
Cl93mmol42mmol/L
Acetaat78mmol35mmol/L

Tabel 1: Samenstelling van gemodificeerde totale parenterale voeding. De totale hoeveelheden en concentraties van energie, macronutriënten (aminozuren, vet en glucose) en micronutriënten in de parenterale voedingsoplossing.

Aanvullende Figuur 1: Groeikinetiek van S. epidermidis WT-1457. Bacteriën werden gekweekt in een herseninfusiebouillon bij 37 °C met orbitale schuddingen bij 180 rpm. Optische dichtheid werd gemeten op 600 nm gedurende de tijd. De gegevens worden weergegeven op een logaritmische (A) en lineaire schaal (B) (n = 3 onafhankelijke experimenten). Klik hier om dit bestand te downloaden.

Discussie

Een gestandaardiseerd neonatale sepsismodel bij vroeggeboren biggetjes werd ontworpen om een systemische bacteriële infectie te bestuderen onder klinisch relevante aandoeningen van neonatale onvolwassenheid. Het model combineert controle van zwangerschapsduur, reanimatie en intensive care-ondersteuning, het tijdstip van infectie en longitudinale bloedmonsters. Deze aanpak is bedoeld om de kloof te overbruggen tussen knaagdier- en in vitro-experimentele systemen en de complexe fysiologie die voorkomt bij geïnfecteerde pasgeboren baby's. Belangrijk is dat dit model is gebruikt om de bekende associatie van geslacht, laag geboortegewicht en zwangerschapsduur te bevestigen, met sepsisgevoeligheid waargenomen bij menselijke premature baby's 16,17,18.

Varkens zijn een zeer relevant model voor grote dieren voor infectieonderzoek vanwege de aanzienlijke overeenkomsten met mensen in immuunfunctie en fysiologie. Belangrijke componenten van het aangeboren immuunsysteem, waaronder leukocytensubsets, patroonherkenningsreceptorsignalering en cytokineresponsen, vertonen nauwe correspondentie tussen varkens en mensen. De belangrijkste immunologische verschillen tussen pasgeboren biggetjes en mensen liggen in adaptieve immuunreacties. Omdat er tijdens de porcine zwangerschap geen transplacentale overdracht van immunoglobuline G (IgG) plaatsvindt, worden pasgeboren biggetjes hierin naïef geboren19. Evenzo, terwijl B-cellen van zuigelingen vóór de leeftijd van 3–6 maanden geen isoformverschuiving van IgM naar IgG ondergaan, kunnen varkenscellen B-cellen kort na de geboorte20 jaar IgG-reacties opzetten.

In dit modelsysteem worden deze verschillen gemitigeerd door een infectie kort na de geboorte te induceren, voordat adaptieve immuunresponsen kunnen optreden, en door maternale immunoglobulines te leveren via plasmatransfusie. Deze aanpak resulteert in circulerende IgG-waarden vergelijkbaar met die van zeer vroeggeboren baby's die onderbroken transplacentale IgG-overdracht ondergaan door een vroeggeboorte17. Bovendien versterkt de relatief grote lichaamsgrootte bij de geboorte (~800 g) het model verder in vergelijking met pasgeboren muizen (~3 g). Daardoor lijken omgevingsinvloeden zoals temperatuur, luchtvochtigheid en zuurstofspanning meer op die van menselijke neonaten. Deze schaal maakt ook het gebruik mogelijk van klinisch apparatuur, invasieve monitoring en ondersteunende zorgmodaliteiten, zoals vasculaire toegang, ademhalingsondersteuning en continue fysiologische monitoring, wat niet haalbaar is in neonatale knaagdiermodellen. Specifiek wordt vasculaire toegang voor infusen, zoals parenterale voeding, in het vroeggeboorte varkensmodel bereikt via een navelarteriële katheter. Hoewel dit contrasteert met de standaard intraveneuze route die in de klinische neonatologie wordt gebruikt, is het noodzakelijk door de anatomische beperkingen van vroeggeboren biggetjes, waarbij navelvenekatheters zelden spontaan door het ductus venosus lopen en in plaats daarvan een verkeerde positie binnen het leverparenchym21 plaatsvinden. Intraarteriële levering biedt een betrouwbare en reproduceerbare route voor continue infusie zonder het hoge risico op levernecrose die gepaard gaat met een malplaatsing van de navelstrengvene. Evenzo kan arterieel bloed worden bemonsterd voor bloedgasanalyse.

Systemische infectie in dit model wordt geïnduceerd door intraarteriële infusie van levende S. epidermidis, een belangrijke oorzaak van laat beginnende sepsis op neonatale intensive careunits 1,2. Echter, een diverse set ziekteverwekkers veroorzaakt neonatale sepsis, en coagulase-negatieve stafylokokken, zoals S. epidermidis, staan eveneens bekend om minder ernstige infecties en een lager sepsisrisico dan andere, virulenter pathogenen, zoals E. coli 1,2. Hoewel het model gebruikmaakt van een laag-virulentie pathogeen, weerspiegelen de waargenomen klinische achteruitgang, ontstekingsactivatie en fysiologische instabiliteit allemaal belangrijke kenmerken van neonatale sepsis. De niet-geïnfecteerde controlegroep (n = 3) in deze studie dient als referentie om de fysiologische toestand van "gezonde" vroeggeboorte biggetjes onder identieke intensieve zorgomstandigheden aan te tonen. Hoewel dit leidt tot een ontwerpdisbalans, zijn deze vergelijkingen bedoeld om de gastheerrespons op infectie weer te geven. Zoals te zien is in Figuur 2, was er een duidelijke dosis-responsrelatie met het verhogen van de S. epidermides-doses, wat overeenkomt met eerdere bevindingen bij biggetjes die op dag 1 van het leven22 geïnfecteerd waren. Alleen biggetjes die de hoogste dosis S. epidermidis kregen, verslechterden tot de humane eindpunten die euthanasie vereisten. Beide geïnfecteerde groepen ontwikkelden echter metabole acidose, terwijl een aanzienlijk respiratoire component (verhoogde pCO₂) alleen werd waargenomen in de hooggedoseerde S. epidermidis-groep. Evenzo vertoonden beide groepen uitgesproken neutropenie na 6 uur na infectie, gevolgd door neutrofielaanvulling na 24 uur, wat hoger was in de laagdosisgroep. Trombocytopenie was ook aanwezig in beide groepen, gepaard met stijgingen van plasmacytokines en orgaanschademarkers, met uitgesprokenere responsen bij biggen die de hoogste S. epidermidis-dosis kregen.

Bij vroeggeboren biggetjes veroorzaakt S. epidermidis-infectie op postnatale dag 1 dezelfde paraklinische symptomen van neonatale sepsis (metabole acidose, leukopenie, trombocytopenie, ontsteking), evenals lethargie, coagulopathie en aanvulling 17,22,23. De infectie veroorzaakt ook systemische verstoringen in het energiemetabolisme, met name verminderde mitochondriale oxidatieve fosforylering, samen met veranderingen in het plasmaproteoom en metaboloom vergelijkbaar met die gerapporteerd bij neonatale sepsispatiënten 24,25,26. Daarnaast hebben te vroeg geboren biggetjes (90% zwangerschap) veel meer kans om sepsis te ontwikkelen dan biggetjes die op voldragen17 jaar geboren worden. De voedingssamenstelling beïnvloedt verder de klinische en immunologische reacties. Glucose-gebaseerde TPN stimuleert het glycolytische metabolisme, wat pro-inflammatoire immuunresponsen versterkt, terwijl het de ziektetolerantie in perifere weefsels aantast24,26. De combinatie van deze responsen wordt geassocieerd met orgaanschade en progressie richting het sepsisfenotype27. Modulatie van de TPN-samenstelling, hetzij door het verlagen van het glucosegehalte of door glucose te vervangen door alternatieve macronutriënten zoals galactose, glucogene aminozuren of β-hydroxybutyraat28,29, vermindert de ontstekingsreactie en behoudt de weefseltolerantie voor ziekte. Hoge glucosesupplementatie via TPN leidt ook tot hyperglykemie (≈10–20 mM). Het blijft echter onduidelijk in hoeverre de waargenomen glycolyse-gekoppelde ontstekingsreacties direct worden gemedieerd door verhoogde bloedsuikerspiegels.

Experimentele waarnemingen geven duidelijke verschillen aan in klinische responsen afhankelijk van de postnatale dag van infectie. Zowel het risico op het ontwikkelen van sepsis als de ernst van de klinische symptomen zijn het hoogst wanneer de infectie kort na de geboorte wordt geïnduceerd. Infectie-inductie op postnatale dag 3 leidt tot een milder sepsisfenotype met ziektegedrag, respiratoire en metabole acidose gedurende de eerste 24 uur na inductie, gevolgd door klinisch herstel ondanks verhoogde markers van orgaanletsel. De mechanismen die ten grondslag liggen aan deze verschillen tussen vroege en late inductie zijn momenteel onbekend en vormen een gebied van lopend onderzoek. De glucosehomeostase na het starten van parenterale voeding verbetert echter over de eerste drie postnatale dagen bij vroeggeboren biggetjes, wat resulteert in een verminderde hyperglykemie ondanks vergelijkbare glucose-inname. Al met al maakt het variëren van de postnatale infectiedag en de glucoseaanvoer het model het mogelijk om kenmerken van zowel acute ernstige als levensbedreigende sepsis of een milder fenotype vast te leggen. Samen maken deze aanpassingen het mogelijk om gerichte interventies te testen die zijn afgestemd op specifieke ziektefenotypen. De klinische toepasbaarheid van dit model kan verder worden versterkt door het af te stemmen op gevestigde sepsisgerelateerde neonatale scoresystemen, zoals de neonatale Sequential Organ Failure Assessment (nSOFA). Een realtime nSOFA-gebaseerd scoresysteem werd niet geïmplementeerd in de huidige studie vanwege de onhaalbaarheid van continue arteriële bloeddrukmonitoring en directe bloedplaatjestellingen die nodig zijn voor cardiovasculaire en hematologische score. Toekomstige verfijningen van het protocol zouden een aangepast nSOFA-kader kunnen bevatten om de ernst van de ziekte beter te categoriseren.

Ondanks zijn translationele krachten kent dit model verschillende belangrijke beperkingen. Deze experimenten zijn veeleisend en vereisen gespecialiseerde faciliteiten en hoogopgeleid personeel om een keizersnede, neonatale reanimatie, postnatale huisvesting en zorg voor vroeggeboren biggetjes uit te voeren. Infectie-experimenten vereisen bovendien continu, hands-on monitoring door twee tot drie ervaren medewerkers om dierenwelzijn en betrouwbare gegevensverzameling te waarborgen, en langdurig follow-up verhoogt de kosten. In vergelijking met knaagdiermodellen is de beschikbaarheid van soortspecifieke reagentia beperkter, vooral voor immunohistochemie en flowcytometrie, hoewel veel menselijke antilichamen succesvol kunnen worden gebruikt na de juiste validatie. Daarnaast leidt de uitgekweekte aard van varkens tot aanzienlijke biologische variatie binnen en tussen nesten, waardoor grotere groepsgroottes nodig zijn om bescheiden verschillen in infectieresponsen te detecteren. Hoewel deze variabiliteit de experimentele complexiteit verhoogt, weerspiegelt het ook de heterogeniteit die is waargenomen in klinische neonatale populaties nauwer, waardoor de translatierelevantie van het model wordt versterkt. Samenvattend zal dit gevalideerde protocol voor neonatale sepsis een nuttig hulpmiddel zijn voor toekomstige onderzoeken in de neonatologie en voor het testen van nieuwe preventieve en therapeutische interventies.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten om te melden.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door het personeel van de groep Vergelijkende Pediatrie van de Universiteit van Kopenhagen en gefinancierd door de Novo Nordisk Foundation (NNF23OC0085457 en NNF22OC0078747).

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
 0.1–10 μL pipette tips “Optifit”Sartorius790010
1 mL disposable syringes (sterile)e-power150001S
1 mL syringe with 25 G X 16 mm needle (sterile)B. Braun Melsungen AG9161465V
1.5 mL tubesEppendorf30125215
10 mL disposible syringe (sterile)e-power150010S
100 mL Erlenmeyer flasksDuran Wheaton Kimble212162403
1000 μL pipetteSartorius 46880171
12 G “Intraflon 2” needles (sterile)Vygon122.27
16 G X 40 mm “Microlance 3” needles (sterile)Becton Dickinson300637
18 G X 40 mm “Microlance 3” needles (sterile)Becton Dickinson303262
19 G X 40 mm “Sterican” needles (sterile)B. Braun Melsungen AG466 5112
2 mL disposible syringe (sterile)e-power150002S
2-0 70 cm suture “ Vicryl plus” (sterile)Johnson & Johnson  VCP453
20 G X 25 mm “Microlance 3” needles (sterile)Becton Dickinson304827
20 mL disposable syringe (sterile)e-power150020S
20 μL pipetteSartorius46886095
200 μL pipetteSartorius39486615
20G Venflon "Pro" 1.1 x 32 mmBeckton Dickinson393255
21 G x 25 mm Vacutainer blood collection needles (sterile)Becton Dickinson301746
21 G X 40 mm “Sterican” needles (sterile)B. Braun Melsungen AG4665643
22 G X 50 mm “Microlance 3” needles (sterile)Becton Dickinson300094
23 G X 25 mm “Medoject” needles (sterile)Chirana T. InjectaCH23100
25 G X 16 mm “Microlance 3” needles (sterile)Beckton Dickinson300600
25 G X 25 mm “Sterican” needles (sterile)B. Braun Melsungen AG9186158
25 mL plastic pipettes (sterile)LP Italian Spa162510
30 mL disposible syringes (sterile)e-power150030S
4L plastic freezer bagsCater.LineABN-105004
5–350 μL pipette tips “Optifit”Sartorius790350
5 mL disposible syringe (sterile)e-power150005S
5 mL syringe (sterile) B. Braun Melsungen AG4617053V
50–1200 μL pipette tips “Optifit”Sartorius791200
50 mL Luer Lock Original Perfusor Syringe B. Braun Melsungen AG8728844F-06
50 mL tubes (sterile)Sarstedt AG and Co. KG62.547.254
82% ethanol + 0.5% chlorhexidine disinfection wipesMediq527497
Atropine "ATROpin" 1 mg/mLAmgros741124
Bandage scissors, stainless steel, 180 mmB. Braun Melsungen AGBC849R
Blood gas machine ABL90Radiometer994-667 (service manual)
Brain Heart Infusion broth (BHI/B)Produced in-houseN.A. Commercially available equivalent product: Brain Heart Infusion Broth (Merck, Cat. No. 53286)
Butorphanol "Butomidor vet" 10 mg/mLVetViva Richter53 19 43
Cell incubator “HeraCell 150i”Thermo Fisher Scientific51032719
Centrifuge, Rotina 380 RHettich 1701
Clinical chemistry system “Advia 2120i”Siemens Healthcare GmbH10488923
Closing cones “Combi-Stopper” (sterile)B. Braun Melsungen AG4495101
Columbia agar + 5% sheep blood platesBioRad63784
Disposable soft underpads, Abri-Soft classicAbena4115
Doxapram-V 20 mg/mLDechra34144/G
EDTA 3 mL collection tubes (sterile)Becton Dickinson368856
Endotracheal tube (12 mm x 55 cm, 150 cc), Silicone, cuffedMilaGVPmL-METC955
Enteral feeding tube 04Fr-L.40cm - PVC (sterile)Vygon310.04Used as umbilical arterial catheter
Ethanol 70% VWR83801.36
Extension line “Q-Style” (sterile)Becton Dickinson385151
Flowmeter for oxygenDamecaP/N 32018-00
Flumaznil 0.1 mg/mLHamelm pharmacy gmbh33659
Gloves, “Gentle Skin” (sterile)Meditrade9021

Referenties

  1. Shane, A. L., Sánchez, P. J., Stoll, B. J. Neonatal sepsis. The Lancet. 390 (10104), 1770-1780 (2017).
  2. Strunk, T., Molloy, E. J., Mishra, A., Bhutta, Z. A. Neonatal bacterial sepsis. The Lancet. 404 (10449), 277-293 (2024).
  3. Wynn, J. L., et al. Time for a neonatal-specific consensus definition for sepsis. Pediatric critical care medicine : a journal of the Society of Critical Care Medicine and the World Federation of Pediatric Intensive and Critical Care Societies. 15 (6), 523-528 (2014).
  4. Schlapbach, L. J., et al. International Consensus Criteria for Pediatric Sepsis and Septic Shock. JAMA. 331 (8), 665-674 (2024).
  5. Fleiss, N., Hooven, T. A., Polin, R. A. Can we back off using antibiotics in the NICU?. Seminars in Fetal and Neonatal Medicine. 26 (3), 101217 (2021).
  6. Strunk, T., et al. Impaired Cytokine Responses to Live Staphylococcus epidermidis in Preterm Infants Precede Gram-positive, Late-onset Sepsis. Clinical infectious diseases : an official publication of the Infectious Diseases Society of America. 72 (2), 271-278 (2021).
  7. Collins, A., Weitkamp, J. H., Wynn, J. L. Why are preterm newborns at increased risk of infection?. Archives of Disease in Childhood - Fetal and Neonatal Edition. 103 (4), F391-F394 (2018).
  8. Kowalski, G. M., Bruce, C. R. The regulation of glucose metabolism: implications and considerations for the assessment of glucose homeostasis in rodents. Am J Physiol Endocrinol Metab. 307 (10), E859-E871 (2014).
  9. Bailey, M., Christoforidou, Z., Lewis, M. C. The evolutionary basis for differences between the immune systems of man, mouse, pig, and ruminants. Veterinary Immunology and Immunopathology. 152 (1-2), 13-19 (2013).
  10. Mair, K. H., et al. The porcine innate immune system: An update. Developmental & Comparative Immunology. 45 (2), 321-343 (2014).
  11. Ezquerra, A., et al. Porcine myelomonocytic markers and cell populations. Developmental & Comparative Immunology. 33 (3), 284-298 (2009).
  12. Gerner, W., Käser, T., Saalmüller, A. Porcine T lymphocytes and NK cells – An update. Developmental & Comparative Immunology. 33 (3), 310-320 (2009).
  13. Meurens, F., Summerfield, A., Nauwynck, H., Saif, L., Gerdts, V. The pig: a model for human infectious diseases. Trends in Microbiology. 20 (1), 50-57 (2012).
  14. Pabst, R. The pig as a model for immunology research. Cell and Tissue Research. 380 (2), 287-304 (2020).
  15. Goldfarb, R. D., Dellinger, R. P., Parrillo, J. E. Porcine models of severe sepsis: emphasis on porcine peritonitis. Shock (Augusta, Ga). 24 Suppl 1 (SUPPL. 1), 75-81 (2005).
  16. Bæk, O., Ren, S., Brunse, A., Sangild, P. T., Nguyen, D. N. Impaired neonatal immunity and infection resistance following fetal growth restriction in preterm pigs. Frontiers in Immunology. 11, 1808 (2020).
  17. Bæk, O., et al. Diet Modulates the High Sensitivity to Systemic Infection in Newborn Preterm Pigs. Frontiers in Immunology. 11, 1019 (2020).
  18. Bæk, O., et al. Sex-Specific Survival, Growth, Immunity, and Organ Development in Preterm Pigs as Models for Immature Newborns. Frontiers in Pediatrics. 9, (2021).
  19. Porter, P. Transfer of immunoglobulins IgG, IgA, and IgM to lacteal secretions in the parturient sow and their absorption by the neonatal piglet. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Protein Structure. 181 (2), 381-392 (1969).
  20. Butler, J. E., et al. The piglet as a model for B-cell and immune system development. Veterinary immunology and immunopathology. 128 (1-3), 147-170 (2009).
  21. Sangild, P. T., et al. The preterm pig as a model in pediatric gastroenterology. Journal of Animal Science. 91, 4713-6359 (2013).
  22. Brunse, A., Worsøe, P., Pors, S. E., Skovgaard, K., Sangild, P. T. Oral Supplementation with Bovine Colostrum Prevents Septic Shock and Brain Barrier Disruption During Bloodstream Infection in Preterm Newborn Pigs. SHOCK. , 1 (2018).
  23. Krogh, A. K. H., Brunse, A., Thymann, T., Bochsen, L., Kristensen, A. T. Staphylococcus epidermidis sepsis induces hypercoagulability in preterm pigs. Research in veterinary science. 127, 122-129 (2019).
  24. Bæk, O., et al. Altered hepatic metabolism mediates sepsis preventive effects of reduced glucose supply in infected preterm newborns. eLife. 13, (2024).
  25. Wu, Z., et al. Regulation of host metabolism and defense strategies to survive neonatal infection. Biochimica et biophysica acta. Molecular basis of disease. 1870 (8), (2024).
  26. Muk, T., Brunse, A., Henriksen, N. L., Aasmul-Olsen, K., Nguyen, D. N. Glucose supply and glycolysis inhibition shape the clinical fate of Staphylococcus epidermidis–infected preterm newborns. JCI Insight. 7 (11), (2022).
  27. Zhong, J., et al. Reduced parenteral glucose supply during neonatal infection attenuates neurological and renal pathology associated with modulation of innate and Th1 immunity. Biochimica et biophysica acta. Molecular basis of disease. 1871 (4), (2025).
  28. Wu, Z., et al. Harnessing systemic glycolysis-TCA cycle axis to boost host defense against neonatal infection. EMBO Molecular Medicine. , (2026).
  29. Bæk, O., et al. Rethinking parenteral nutrition as supportive therapy for neonatal sepsis. Med. , (2026).

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Immunologie en InfectieEditie 233Editie 233Lege WaardeEditieInfectiebacteri ndiervarkenporcijnerneonatusNeonatologiezuigeling
Video binnenkort beschikbaar
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.