Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een methode voor het snijden binnen een kamer voor real-time kwantificering van vluchtige stoffen bij bladbeschadiging en gasuitwisseling

96 weergaven

⸱

11 september 2026

 ,  ,  , 
1Institute of Agricultural and Environmental Sciences, Estonian University of Life Sciences, 2Estonian Academy of Sciences

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol biedt een gestandaardiseerde methode voor het maken van sneden binnen een kamer om het begin, de piektiming en de kinetiek van door wondvorming veroorzaakte vluchtige emissies vast te stellen, samen met gelijktijdige metingen van de gasuitwisseling.

Samenvatting

Vluchtige organische stoffen (VOC's) die door plantenbladeren worden uitgestoten, spelen een sleutelrol bij stresssignalering, interacties tussen plant en atmosfeer en plantverdediging. Hiervan worden wond-geïnduceerde VOC's (wVOC's) binnen enkele seconden na mechanische schade, herbivorie of omgevingsverstoring uitgestoten. Hun emissiedynamiek is sterk afhankelijk van de timing, ernst en methode van weefselbeschadiging. Toch blijft een nauwkeurige kwantificering uitdagend vanwege mechanische artefacten, variabele blootstellingscondities en vertragingen tussen de beschadiging en de meting. Deze studie presenteert een gestandaardiseerd protocol voor bladexcisie binnen een kamer voor real-time monitoring van wVOC's en gasuitwisseling. Een snijinstrument van chirurgische kwaliteit werd geïntegreerd in een draagbare gasuitwisselingskamer om schone, gecontroleerde sneden mogelijk te maken binnen een afgesloten kamer onder stabiele licht-, vochtigheids-, CO2- en temperatuuromstandigheden. Een proton-transfer-reaction time-of-flight massaspectrometer (PTR-TOF-MS) mat continu de vluchtige emissies bij de uitlaat van de kamer, waardoor vertraging en signaalvervorming tot een minimum werden beperkt. Deze opstelling bepaalt het begin van de emissie, de timing van de piek, de maximale stijgsnelheid en de totale afgifte met een hoge temporele getrouwheid. Toepassing van de methode op Quercus rubra, Acer platanoides en Gossypium hirsutum demonstreerde het vermogen om verschillende wond-geïnduceerde emissiepatronen bij contrasterende bladtypen te onderscheiden. Door vertragingen die gepaard gaan met conventionele bemonstering te elimineren, maakt deze methode de volledige kinetische baan van wond-geïnduceerde emissies inzichtelijk en overwint het belangrijke beperkingen van eerdere benaderingen. Het biedt een robuust kader voor het bestuderen van snelle stressreacties in de plantenfysiologie, ecologische biochemie en interacties tussen planten en de atmosfeer.

Inleiding

Planten reageren op beschadiging door het snel vrijgeven van een chemisch signaal, maar het nauwkeurig vastleggen van dat signaal blijft technisch uitdagend. Binnen enkele seconden na herbivorie, windschade of mechanische verstoring laten planten een kortstondige burst van vluchtige organische verbindingen (VOC's) vrij, die interne afweersystemen activeren en naburige planten voorbereiden1,2,3,4. Deze wond-geïnduceerde VOC's (wVOC's) omvatten green leaf volatiles (GLV's), methanol, kortketenige alcoholen en aldehyden, terpenoïden en oxylipine-derivaten. Deze ontstaan ofwel door de novo synthese in mesofylcellen of door het openscheuren van opslagstructuren zoals harskanalen en trichomen. Als directe stresssignalen coördineren wVOC's fysiologische afweermechanismen, bemiddelen ze de communicatie tussen planten en interageren ze met de atmosferische chemie1,5,6,7.

Omdat natuurlijke herbivorie mechanische schade combineert met saliculaire en microbiële elicitoren, maken experimentele studies gebruik van gesimuleerde verwonding om responsen op enkel fysiek letsel te isoleren8. De vluchtige aard van wVOC's maakt het echter inherent moeilijk om deze vast te leggen. Conventionele methoden, zoals statische headspace-bemonstering gekoppeld aan gaschromatografie-massaspectrometrie (GC-MS), missen vaak de initiële emissiepiek en vervormen het kinetische profiel daarvan9,10. Vertragingen in de equilibratie, verhoogde incubatietemperaturen en verlengde bemonsteringslijnen verhogen de verblijftijd en vervormen het geregistreerde signaal, in het bijzonder voor reactieve verbindingen zoals sesquiterpenen9,11,12. Gecombineerd zorgen deze artefacten voor een vermindering van de signaalsterkte en maskeren ze de temporele dynamiek van wondgeïnduceerde vluchtige emissies, wat de interpretatie van stressresponsen bij planten bemoeilijkt.

Veel studies onderbreken de meting om bladeren buiten de kamer te beschadigen. Deze onderbreking destabiliseert de gasstroom, verandert de timing van de beschadiging en vermindert de controle over de precisie van de incisie13,14,15. Als gevolg hiervan gaan de eerste minuten na de beschadiging vaak verloren of raken deze vervormd13, precies op het moment dat de emissiesnelheden pieken en karakteristieke kinetische patronen ontstaan3,6,16,17. Sommige benaderingen verplaatsten de excisie van het blad naar de binnenzijde van grote kamers met behulp van Teflon-messen of mechanische ponsen12,18,19. Deze opstellingen leidden echter vaak tot instabiliteit van de afdichting, inconsistente snijlengtes en ongelijkmatige incisies door verschuiving van de snijder of verschillen in de stevigheid van het blad. Het grote kamervolume vertraagde bovendien de luchtverversing en verbreedde het vluchtige signaal16. Samen beletten deze experimentele beperkingen een nauwkeurige karakterisering van de temporele dynamiek van wondgeïnduceerde emissies onder stabiele fysiologische omstandigheden.

Om deze uitdagingen te overwinnen, presenteert deze studie een protocol voor real-time verwonding binnen de kamer, waarbij een snijder van chirurgische kwaliteit is geïntegreerd in een gasuitwisselingssysteem gekoppeld aan proton-transfer-reaction time-of-flight massaspectrometrie (PTR-TOF-MS). Het protocol maakt synchrone bladverwonding en detectie van vluchtige stoffen mogelijk onder gecontroleerde omgevingsomstandigheden, terwijl gelijktijdig vluchtige fluxen en gasuitwisseling met een hoge temporele resolutie worden gemeten. Door de bladexcisie binnen de meetkamer uit te voeren, minimaliseert het protocol bemonsteringsvertragingen die gepaard gaan met conventionele benaderingen, behoudt het de temporele dynamiek van snel geëmitteerde wond-geïnduceerde vluchtige stoffen en illustreert het een gestandaardiseerde snijprocedure voor bladeren met verschillende mechanische eigenschappen. Deze temporele resolutie maakt directe karakterisering mogelijk van het begin, de piektiming en de soortspecifieke kinetiek van wond-geïnduceerde emissies van vluchtige stoffen.

Het protocol werd geëvalueerd met drie soorten met contrasterende anatomische en fysiologische kenmerken (Quercus rubra, Acer platanoides en Gossypium hirsutum) om de toepasbaarheid op diverse bladtypen aan te tonen. Door identieke meetcondities toe te passen op alle soorten wordt aangetoond dat het protocol in staat is om wond-geïnduceerde VOC-dynamiek te analyseren over een breed scala aan emissiepatronen, terwijl de experimentele variabiliteit wordt geminimaliseerd. De aanpak is breed toepasbaar voor studies die metingen van wond-geïnduceerde VOC's met een hoge temporele resolutie vereisen onder gecontroleerde omgevingscondities. Samen bieden deze kenmerken een gestandaardiseerd kader voor het onderzoek naar snelle stressreacties van planten en faciliteren ze de toepassing van het protocol over verschillende soorten en experimentele systemen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle planten werden gekweekt onder gecontroleerde omgevingscondities in groeikamers. De gebruikte reagentia en apparatuur staan vermeld in de Tabel met materialen.

1. Constructie en installatie van de bladsnijder in de kamer

  1. Fabriceer een roterende bladsnijder die is ontworpen om in de interne afmetingen (4 cm × 2 cm) van de standaard meetkop te passen.
  2. Bevestig een scheermesje aan een roestvrijstalen staaf (1 mm diameter) met zilverhard solderen om mechanische stabiliteit te garanderen.
    WAARSCHUWING: Scheermesjes zijn extreem scherp. Draag snijbestendige handschoenen tijdens de hantering. Voer scheermesjes na gebruik af volgens de institutionele laboratoriumveiligheidsprocedures voor scherpe voorwerpen. Voer het zilverhard solderen uit onder geschikte ventilatie en draag een veiligheidsbril.
  3. Plaats de meshouderstaaf in een roestvrijstalen spuitnaald (buitendiameter 1,6 mm) om vrije axiale rotatie mogelijk te maken.
  4. Afdicht beide uiteinden van de naald met een polytetrafluoretheleen (PTFE) stop met lage emissie om luchtdichte omstandigheden te behouden terwijl de rotatie gewaarborgd blijft.
  5. Monteer een handmatige draaiknop aan het proximale uiteinde van de staaf om gecontroleerde rotatie van de interne snijder mogelijk te maken.
  6. Bevestig twee flexibele steunen gemaakt van veerbronsplaat (0,2 mm dikte) aan het buitenoppervlak van de naald om de snijder aan de onderste helft van de kamer te bevestigen.
  7. Maak een driehoekige incisie in de pakking van de onderste kamer om invoering van het mesje mogelijk te maken zonder contact met het blandoppervlak.
  8. Dicht het invoerpunt af met een afdichtingskit met lage emissie om gaslekkage te voorkomen.
    OPMERKING: Verifieer voordat u verdergaat of de installatie van de snijder de afdichting van de kamer niet heeft aangetast. Bevestig dat de kamer volledig sluit, dat het thermokoppel in contact blijft met het blandoppervlak en dat het gasuitwisselingssysteem een stabiele luchtstroom aangeeft zonder tekenen van lekkage. Ga alleen verder nadat stabiele kamercondities zijn bevestigd. Kies een meslengte die een snede van ongeveer 10 mm produceert. Het geïntegreerde snijmechanisme en de positie ervan in de bladerkamer worden getoond in Afbeelding 1B.

Bemonsteringsopstelling voor gaschromatografie-massaspectrometrie (GC-MS) voor chemische analyse; PTR-TOF-MS-poort.
Figuur 1Gemodificeerd gasuitwisselingssysteem met een geïntegreerde bladsnijder in de kamer en bemonsteringslijnen voor vluchtige stoffen.  (A) Overzicht van het gemodificeerde gasuitwisselingssysteem, met weergave van de PTR-TOF-MS-bemonsteringspoort en de GC-MS-bemonsteringslijn die nabij de uitlaat van de kamer zijn geplaatst voor de opvang van vluchtige stoffen. (BClose-up van de geopende kamer waarop het geïntegreerde snijmechanisme en de regio waarin het blad tijdens de beschadiging wordt gepositioneerd, te zien zijn. De snijder is hermetisch in de kamer geïntegreerd, waardoor bladbeschadiging mogelijk is zonder de behuizing tijdens de meting te openen. Deze configuratie maakt real-time monitoring van vluchtige emissies en gasuitwisseling onder gecontroleerde omgevingscondities mogelijk. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

2. Configuratie van vluchtige bemonsteringspaden

  1. Installeer een Teflon T-stuk (1/16″ of 1/8″ ID) naast de uitlaat van de kamer (Figuur 1A) om de lengte van de slang tussen de kamer en de vluchtige stoffenanalysator te minimaliseren.
  2. Verbind de uitlaat met het VOC-opvangsyteem met behulp van inerte slang (bijv. FEP of PTFE; 1,6 mm binnendiameter). Installeer het T-stuk direct naast de uitlaat van de kamer om de slang tussen de kamer en de vluchtige stoffenanalysator zo kort mogelijk te houden, waardoor het interne volume, de verblijftijd en adsorptieverliezen worden geminimaliseerd.
  3. Houd de luchtstroom in de kamer op 750 µmol s-1.
    OPMERKING: Korte inerte slang vermindert de adsorptie en verblijftijd voor reactieve verbindingen.

3. Voorbereiding van plantmateriaal

  1. Kweek Quercus rubra, Acer platanoides en Gossypium hirsutum gedurende 4 maanden in een klimaatkamer bij 25 °C overdag / 20 °C 's nachts, 60% relatieve vochtigheid, een lichtintensiteit van 10 µmol m-2 s-1 en een fotoperiode van 16 u / 8 u.
  2. Houd de planten gedurende het gehele experiment onder een omgevingsconcentratie van CO2 (~430 ppm).
  3. Bewater alle planten elke twee dagen totdat de bodem de veldcapaciteit bereikt.
  4. Selecteer voor de experimenten volledig uitgebreide, niet-senescente bladeren van een vergelijkbaar ontwikkelingsstadium.

4. Experimenten voor bladverwonding en VOC-verzameling

  1. Sluit het blad af en stel de omgevingscondities in
    1. Sluit een volledig uitgebreid, aangehecht blad af in de cuvet die is uitgerust met de interne snijder.
    2. Stel de bloktemperatuur in op 25 °C, de relatieve luchtvochtigheid op 60%, de actinische lichtintensiteit op 100 µmol m-2 s-1 (90% rood, 10% blauw) en de luchtstroom op 750 µmol s-1.
    3. Laat het blad acclimatiseren onder de geselecteerde omgevingscondities totdat steady-state waarden voor de netto CO2 assimilatie, stomataire conductantie en baseline VOC-signalen zijn bereikt, doorgaans binnen 20–30 min na het afsluiten van het blad.
  2. Voer gasuitwisseling, fluorescentie- en VOC-monitoring uit
    1. Begin gelijktijdige metingen van gasuitwisseling en VOC's met een resolutie van 1 Hz.
    2. Registreer na voltooiing van de gasuitwisselingsmetingen de steady-state fluorescentie-opbrengst (Fs) en pas vervolgens een verzadigingspuls (80 µmol m-2 s-1, 0,6 s) toe via de kamerfluorimeter (305-FL) om de maximale fluorescentie-opbrengst (Fm′) in licht-geadapteerde bladeren te bepalen.
    3. Schakel het actinische licht uit en laat het blad 20 min donker-adapteren.
    4. Registreer de donkerrespiratie van het blad.
    5. Meet de initiële fluorescentie (F₀) met zwak gemoduleerd meetlicht (0,03 µmol m-2 s-1), gevolgd door een verzadigingspuls om de maximale fluorescentie in donker-geadapteerde bladeren (Fm) te verkrijgen.
    6. Schakel het actinische licht weer in.
    7. Zet de VOC- en gasuitwisselingsmetingen voort onder dezelfde omgevingscondities totdat de baseline vóór verwonding stabiel is.
      OPMERKING: Bevestig vóór de verwonding dat de geselecteerde omgevingscondities stabiel blijven en dat de netto CO₂ assimilatie, transpiratie en baseline VOC-signalen steady-state waarden hebben bereikt. Ga pas verder nadat deze condities zijn gehandhaafd onder de geselecteerde meetinstellingen.
  3. Bladverwonding en VOC-collectie
    1. Plaats de eerste VOC-cartridge in de uitlaatlijn en sluit deze aan op een draagbare luchtbemonsteringspomp met constante stroom. Trek kamerlucht door de cartridge met een constante stroomsnelheid van 20 mL min-1. Gebruik een multi-bed roestvrijstalen adsorbentcartridge (10,5 cm lengte, 3 mm binnendiameter) die geschikt is voor de vangst van C3–C17 vluchtige stoffen, gevuld met Carbotrap C 20/40 mesh (0,2 g), Carbopack B 40/60 mesh (0,1 g) en Carbotrap X 20/40 mesh (0,1 g), gerangschikt van zwakste naar sterkste adsorptiekracht in de bemonsteringsrichting.
      OPMERKING: Conditioneer de cartridges vóór bemonstering door gedurende 3 u bij 250 °C helium van hoge zuiverheid met 200 mL min-1 door de cartridge te leiden. Bemonstering met cartridges maakt daaropvolgende offline GC-MS-analyse mogelijk voor de identificatie van verbindingen wanneer dit vereist is door de experimentele doelstellingen. Hoewel collectie met cartridges deel uitmaakt van de hier beschreven workflow, zijn de representatieve resultaten in deze studie afgeleid van continue PTR-TOF-MS-metingen. Stem de keuze van het adsorbent af op het vluchtigheidsbereik en de polariteit van de doel-VOC's, evenals op de bemonsteringscondities.
    2. Collecteer VOC's vóór verwonding gedurende 15 min bij 20 mL min-1.
    3. Vervang de cartridge en collecteer VOC's gedurende 2 min.
    4. Draai de interne snijder 360° om het blad uit te snijden zonder de kamer te openen en breng het mes terug naar de beginpositie.
      OPMERKING: Positioneer het blad in de kamer zodanig dat de incisie in de afgesloten lamina wordt gemaakt, terwijl de volledige afdichting van de kamer behouden blijft. Vermijd, indien toegestaan door de grootte en morfologie van het blad, het doorsnijden van de primaire nerf en houd de positie van de incisie zo consistent mogelijk tussen de monsters. Omdat schade aan de hoofdnerf de door verwonding geïnduceerde vluchtige emissies aanzienlijk kan verhogen, verbetert een consistente plaatsing van de wond de experimentele reproduceerbaarheid5.
      WAARSCHUWING: Zorg dat de kamer volledig is afgesloten voordat u snijdt.
    5. Zet de VOC-collectie voort met dezelfde cartridge gedurende 13 min.
    6. Plaats een derde cartridge en collecteer VOC's gedurende 15 min.
    7. Bedrijf de PTR-TOF-MS continu tijdens alle perioden voor real-time detectie.
      OPMERKING: Collecteer vóór en na elke plantmeting een achtergrondmonster van een lege kamer onder dezelfde omgevingscondities. Gebruik deze achtergrondmetingen voor baselinecorrectie van de VOC-emissiedata tijdens de data-analyse.

5. Detectie van vluchtige stoffen en bediening van het instrument

  1. Stel de temperaturen van de PTR-TOF-MS-inlaat en de driftbuis in op 80 °C, de inlaatstroom op 100 mL min-1, de waterdampstroom op 4,0 mL min-1, de ionenstroom op 4,0 mA, de druk van de driftkamer op 2,1 mbar, de velddichtheidsverhouding van de driftbuis op 115 Td en de druk van de TOF-MS-module op 1,2 × 10-7 mbar.
  2. Registreer vluchtige signalen met een temporele resolutie van 1 Hz en een bemonsteringsinterval van 40 ps.
  3. Kalibreer de PTR-TOF-MS voor elk experiment met een gecertificeerd gasstandaardmengsel dat representatieve VOS bevat uit de belangrijkste klassen van plantenvluchtige stoffen. Verwerk de kalibratiegegevens en bereken de VOS-concentraties met de PTR-MS Viewer-software volgens de beschreven procedures13,16.

6. Offline GC-MS-analyse van cartridge-monsters

OPMERKING: De volgende procedure beschrijft de offline analyse van cartridge-monsters die tijdens de bovenstaande workflow zijn verzameld. GC-MS-analyse biedt aanvullende identificatie van verbindingen, terwijl de representatieve resultaten in deze studie zijn gebaseerd op continue PTR-TOF-MS-metingen.

  1. Desorbeer de cartridges thermisch met behulp van een geautomatiseerde thermische desorptie-eenheid gekoppeld aan een GC-MS-systeem volgens de procedure beschreven door Kännaste et al.20.
  2. Identificeer de verbindingen door vergelijking met authentieke standaarden en de NIST massaspectrale bibliotheek. Voer massaspectrometrische detectie uit met elektronenimpactionisatie (70 eV) en bevestig de identiteit van de verbindingen door zowel de retentietijden als de massaspectra te matchen met authentieke standaarden, indien beschikbaar.
    OPMERKING: De bemonstering van de cartridges volgt het gewijzigde protocol van Kännaste et al.20 voor het opvangen van C3–C17 vluchtige stoffen.

7. Data-analyse

  1. Trek de achtergrond van de lege kamer af van alle emissiesporen vóór de analyse. Definieer de nullijn vóór beschadiging voor elke gemonitorde massa als het gemiddelde signaal gedurende een vast interval direct vóór het snijden.
  2. Gebruik het tijdstip van snijden als het gemeenschappelijke referentiepunt voor alle gemonitorde massa's. Bepaal het begin van de emissie als de eerste detecteerbare toename in het nullijn-gecorrigeerde VOC-signaal na het snijden van het blad.
    OPMERKING: Het begin van de emissie werd gedefinieerd als de eerste opeenvolgende toename boven de nullijn vóór beschadiging die doorliep in de stijgende fase van de emissiepiek, waardoor geïsoleerde fluctuaties die toe te schrijven zijn aan instrumentele ruis werden uitgesloten.
  3. Bereken de tijd tot de piek als het interval tussen het tijdstip van snijden en het maximale emissiesignaal. Bereken de maximale helling van de emissiepiek uit de eerste afgeleide van het nullijn-gecorrigeerde signaal met behulp van het gemiddelde van de voorwaartse en achterwaartse hellingen tussen aangrenzende datapunten13. Definieer de piekamplitude als de maximale waargenomen emissiewaarde tijdens de piek.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Om te evalueren of de bemonsteringspositie van vluchtige stoffen de signaaldetectie beïnvloedt, hebben we twee configuraties vergeleken met behulp van gecontroleerde gasinjecties in de bladkamer. In de ene opstelling werden vluchtige stoffen direct bemonsterd bij de uitlaat van de gemodificeerde gasuitwisselingskamer (Figuur 1). Daarentegen stroomde in de andere opstelling de lucht door de leidingen van de gasuitwisselingsanalyzer voordat deze de detector bereikte. Door beide signalen gelijk...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het hier gepresenteerde protocol maakt een analyse met een hoge temporele resolutie mogelijk van door wondvorming geïnduceerde vluchtige emissies onder gecontroleerde experimentele omstandigheden. Door het snijevent direct in de bladerkamer te integreren en de vluchtige signalen continu te monitoren (Figuur 1), legt het systeem de emissierespons vast zonder de vertekeningen die worden veroorzaakt door vertraagde bemonstering, het openen van de kamer of bladmanipulatie buiten de meetopstellin...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat er geen belangenverstrengelingen zijn.

Dankbetuigingen

Wij erkennen de financiering door de Estse Onderzoeksraad (PRG2207) en het Ministerie van Onderwijs en Onderzoek van Estland (Center of Excellence Agro-CropFuture, “Agroecology and new crops in future climates”, TK200U1).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
GC-MS-systeem met TD-20 thermische desorbeerderShimadzuGCMS-QP2010 Plus; TD-20GC-MS-systeem met TD-20 thermische desorbeerder. www.shimadzu.com
GFS-3000 gasuitwisselingssysteemWalz GmbHGFS-3000Metingen van de gasuitwisseling van bladeren. www.walz.com
Helium van hoge zuiverheid (99,999%)Lokale leverancierN/AGebruikt voor conditionering van adsorberpatronen en thermische desorptie in de GC-MS. www.airliquide.com (of gelijkwaardige leverancier).
Isopreen-kalibratiestandaardSigma-Aldrich Chemie GmbHCustomCustom isopreen-kalibratiestandaard (3,43 ppm). www.sigmaaldrich.com
Dichtingspasta met lage emissieLokale leverancierN/AGebruikt om het invoerpunt van de snijder in de kamer af te dichten.
Multi-bed adsorberpatroon van roestvrij staalSupelcoCustom10,5 cm lengte × 3 mm i.d.; gevuld met Carbotrap C (0,2 g, 20–40 mesh), Carbopack B (0,1 g, 40–60 mesh), en Carbotrap X (0,1 g, 20–40 mesh). Gebruikt voor optionele offline GC-MS-identificatie van VOS. www.sigmaaldrich.com
Draagbare luchtbemonsteringspomp met constante stroomSKC Inc.210-1003MTXDraagbare luchtbemonsteringspomp met constante stroom.
PTR-TOF 8000 massaspectrometerIonicon Analytik GmbHPTR-TOF 8000VOS-detectie. www.ionicon.com
Zilversoldeerd draadLokale leverancierN/AGebruikt om een scheermesje aan een roestvrijstalen staaf te bevestigen.
Veer messing plaat (0,2 mm dikte)Lokale leverancierN/AFlexibele steunen gebruikt om de snijder vast te zetten.
Roestvrijstalen staaf (1 mm diameter)Lokale leverancierN/AOndersteuningsstaaf voor de snijder.
Roestvrijstalen injectienaald (1,6 mm buitendiameter)Lokale leverancierN/AHuisvesting voor een roterend snijmes.
Teflon stoppersLokale leverancierN/AGebruikt om de behuizing van de snijder af te dichten terwijl rotatie mogelijk blijft.
Teflon T-stuk connectorLokale leverancierN/AGeïnstalleerd nabij de uitlaat van de kamer om de slanglengte te verminderen.
Teflon slangen (FEP of PTFE)Lokale leverancierN/AVOS-bemonsteringslijn tussen de kamer en de detectoren.
VOS-kalibratiegasmengselIonimed GmbHCustom1 ppm van elke verbinding in N2; gebruikt voor PTR-TOF-MS kalibratie. www.ionimed.com

Referenties

  1. Bergman ME, Huang XQ, Baudino S, Caissard JC, Dudareva N. Plant volatile organic compounds: emission and perception in a changing world. Curr Opin Plant Biol. 2025;85:102706.
  2. Luo R, Lun X, Gao R, Wang L, Yang Y, Su X, et al. A review of biogenic volatile organic compounds from plants: research progress and future prospects. Toxics. 2025;13(5):1-35.
  3. Molleman F, Mandal M, Sokół-Łętowska A, Walczak U, Volf M, Mallick S, et al. Simulated herbivory affects the volatile emissions of oak saplings, while neighbourhood affects flavan-3-ols content of their leaves. J Chem Ecol. 2024;50(5-6):250-261.
  4. Huang PC, Berg-Falloure KM, Gao X, Meeley R, Kolomiets MV. Pentyl leaf volatiles promote insect and pathogen resistance via enhancing ketol-mediated defense responses. Plant Physiol. 2025;197(2):1-18.
  5. Portillo-Estrada M, Niinemets Ü. Massive release of volatile organic compounds due to leaf midrib wounding in Populus tremula. Plant Ecol. 2018;219(9):1021-1028.
  6. Engelberth M, Engelberth J. Leaf developmental stages strongly modulate indole emissions in response to simulated insect herbivory. Plants (Basel). 2025;14:3761.
  7. Matsui K. How and why plants came to smell green: the origins, biosynthesis, and roles of green leaf volatiles. J Exp Bot. 2025;76:1-14.
  8. Waterman JM, Cazzonelli CI, Hartley SE, Johnson SN. Simulated herbivory: the key to disentangling plant defence responses. Trends Ecol Evol. 2019;34(5):447-458.
  9. Tholl D, Boland W, Hansel A, Loreto F, Röse USR, Schnitzler JP. Practical approaches to plant volatile analysis. Plant J. 2006;45(4):540-560.
  10. Ormeño E, Goldstein A, Niinemets Ü. Extracting and trapping biogenic volatile organic compounds stored in plant species. TrAC Trends Anal Chem. 2011;30(7):978-989.
  11. Chang YY, Huang YM, Chang HT. Using headspace gas chromatography-mass spectrometry to investigate the volatile terpenoids released from the Liquidambar formosana leaf and its essential oil. Forests. 2024;15(9):1-12.
  12. Niinemets Ü, Kuhn U, Harley PC, Staudt M, Arneth A, Cescatti A, et al. Estimations of isoprenoid emission capacity from enclosure studies: measurements, data processing, quality and standardized measurement protocols. Biogeosciences. 2011;8(8):2209-2246.
  13. Portillo-Estrada M, Kazantsev T, Talts E, Tosens T, Niinemets Ü. Emission timetable and quantitative patterns of wound-induced volatiles across different leaf damage treatments in aspen (Populus tremula). J Chem Ecol. 2015;41(12):1105-1117.
  14. Waterman JM, Cofer TM, Von Laue OM, Mateo P, Wang L, Erb M. Leaf size determines damage- and herbivore-induced volatile emissions in maize. Plant Cell Environ. 2025;48(5):3766-3777.
  15. Yuan Y, Mao Y, Yuan H, Guo M, Zhou G, Niinemets Ü, et al. Impacts of mechanical injury on volatile emission rate and composition in 45 subtropical woody broad-leaved storage and non-storage emitters. Plants (Basel). 2025;14(5):1-40.
  16. Rasulov B, Talts E, Niinemets Ü. A novel approach for real-time monitoring of leaf wounding responses demonstrates unprecedentedly fast and high emissions of volatiles from cut leaves. Plant Sci. 2019;283:256-265.
  17. Portillo-Estrada M, Okereke CN, Jiang Y, Talts E, Kaurilind E, Niinemets Ü. Wounding-induced VOC emissions in five tropical agricultural species. Molecules. 2021;26(9):1-20.
  18. Mithöfer A, Wanner G, Boland W. Effects of feeding Spodoptera littoralis on lima bean leaves. II. Continuous mechanical wounding resembling insect feeding is sufficient to elicit herbivory-related volatile emission. Plant Physiol. 2005;137(3):1160-1168.
  19. Brilli F, Ruuskanen TM, Schnitzhofer R, Müller M, Breitenlechner M, Bittner V, et al. Detection of plant volatiles after leaf wounding and darkening by proton transfer reaction time-of-flight mass spectrometry (PTR-TOF). PLoS One. 2011;6(5):e20419.
  20. Kännaste A, Copolovici L, Niinemets Ü. Gas chromatography-mass spectrometry method for determination of biogenic volatile organic compounds emitted by plants. In: Rodríguez-Concepción M, editor. Plant Isoprenoids Methods and Protocols. New York (NY): Humana Press; 2014. p. 161-169.
  21. Schaub A, Blande JD, Graus M, Oksanen E, Holopainen JK. Real-time monitoring of herbivore-induced volatile emissions in the field. Physiol Plant. 2010;138(2):123-133.
  22. Fall R, Karl T, Hansel A, Jordan A, Lindinger W. Volatile organic compounds emitted after leaf wounding: on-line analysis by proton-transfer-reaction mass spectrometry. J Geophys Res Atmos. 1999;104(D13):15963-15974.
  23. Kaur D, Schedl A, Lafleur C, Martinez Henao J, van Dam NM, Rivoal J, et al. Arabidopsis transcriptomics reveals the role of Lipoxygenase2 (AtLOX2) in wound-induced responses. Int J Mol Sci. 2024;25(11):5898.
  24. Gentner DR, Ormeño E, Fares S, Ford TB, Weber R, Park JH, et al. Emissions of terpenoids, benzenoids, and other biogenic gas-phase organic compounds from agricultural crops and their potential implications for air quality. Atmos Chem Phys. 2014;14(11):5393-5413.
  25. Harley P, Deem G, Flint S, Caldwell M. Effects of growth under elevated UV-B on photosynthesis and isoprene emission in Quercus gambelii and Mucuna pruriens. Glob Chang Biol. 1996;2(2):149-154.
  26. Lobo-do-Vale R, Schenk HJ, Kübert A, Lintunen A. Gas phase in plants: integrating physiology, ecology and environmental sciences. Tree Physiol. 2026;46(13):1-4.
  27. Niinemets Ü. Whole plant photosynthesis. In: Flexas J, Loreto F, Medrano H, editors. Terrestrial Photosynthesis in a Changing Environment A Molecular Physiological and Ecological Approach. Cambridge: Cambridge University Press; 2012. p. 399-423.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Vluchtige Organische Verbindingenwond-geïnduceerde VOC'sreal-time monitoringstresssignalering bij plantenPTR-TOF-MSplantverdedigingplant-atmosfeer interacties

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.