Beeldgestuurde percutane techniek voor directe pleurale drukmeting in een varkensmodel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft een minimaal invasieve percutane techniek voor het inbrengen van anterieure en posterieure pleurakatheters bij varkens, waardoor directe meting van de regionale pleuradruk mogelijk is zonder thoracotomie.

Samenvatting

De meting van de pleurale druk maakt geavanceerde fysiologische beoordeling mogelijk, waaronder het onderverdelen van de mechanica van het ademhalingsstelsel in long- en borstwandcomponenten, het berekenen van de transpulmonale druk en het kwantificeren van regionale pleurale drukgradiënten. Deze informatie is essentieel voor het optimaliseren van mechanische ventilatie, het beoordelen van de impact van een veranderde fysiologie van de borstwand en het bevorderen van translationeel onderzoek naar longletsel. De huidige technieken voor directe meting van de pleurale druk vereisen echter vaak chirurgische implantatie van pleurale druktransducers via een thoracotomie met open borstkas, wat tijdrovend is, risicovol is en de mechanica van de borstwand kan beïnvloeden. Om deze beperkingen te overwinnen, hebben we een minimaal invasieve, percutane, beeldgestuurde techniek ontwikkeld voor het plaatsen van een pleurale katheter. De procedure werd uitgevoerd bij geanestheseerde, mechanisch geventileerde varkens. Onder echogedreven begeleiding werd een Tuohy-naald in de pleurale ruimte gebracht, waarna een klein kunstmatig pneumothorax (50–100 mL zuurstof) werd gecreëerd om de pleurale lagen van elkaar te scheiden. Over een geleidingsdraad werd een 9 Fr sheath-introductiehulpmiddel geplaatst, waardoor een ballonkatheter in de anterieure pleura kon worden ingebracht. Het dier werd vervolgens in een half-prone positie gedraaid, waarna een tweede katheter dorsaal werd geplaatst nadat dezelfde pneumothorax was vergroot met nog eens 50–100 mL zuurstof. De plaatsing werd bevestigd via computed tomography (CT) en fysiologische registraties. Na evacuatie van de pneumothorax en re-expansie van de long werd de positie via beeldvorming geverifieerd. Succesvolle anterieure en posterieure katheterplaatsing werd bereikt bij 16 van de 20 dieren (80%), wat de procedurele haalbaarheid van deze benadering ondersteunt. Mislukte procedures waren het gevolg van een onbedoelde pneumothorax tijdens de anterieure pleurale toegang of een malpositie van de anterieure katheter buiten het beoogde ventrale gebied. Deze methode biedt een minder invasieve en reproduceerbare aanpak voor directe regionale monitoring van de pleurale druk in grootschalige diermodellen. Door chirurgische toegang te vermijden, is deze percutane, beeldgestuurde techniek uitermate geschikt voor experimentele protocollen die de ademhalingsmechanica, de fysiologie van de long en borstwand en mechanische ventilatie onderzoeken in translationeel onderzoek.

Inleiding

Pleurale druk is veelvuldig gebruikt in experimentele studies als een belangrijke indicator voor de mechanica van de borstkas, wat helpt bij het beschrijven van het gescheiden gedrag van het ademhalingssysteem en de interactie met de long tijdens mechanische ventilatie¹. Deze variabele is essentieel voor het berekenen van de transpulmonale druk, die de primaire determinant van longstress vertegenwoordigt². Bij longletsel kan pleurale druk ook helpen bij het beschrijven van de mechanica aan het einde van de uitademing en inzicht bieden in de supergeponeerde drukgradiënt, een fenomeen dat gekoppeld is aan de belasting die inwerkt op afhankelijke longregio's^3,4. Deze regionale drukverdeling creëert ventro-dorsale verschillen in de pleurale en transpulmonale druk, die tijdens gecontroleerde mechanische ventilatie hoofdzakelijk worden bepaald door de gravitatiebelasting en de ernst van het longletsel, terwijl ze tijdens spontane of ondersteunde ademhaling verder kunnen worden versterkt door regionale activiteit van de inspiratoire spieren⁵.

Direct monitoring van de pleuradruk wordt in de klinische praktijk niet uitgevoerd omdat de procedure te invasief is om als veilig te worden beschouwd. Om deze reden wordt de slokdarmdruk (Pes) gewoonlijk gebruikt als de beste surrogaat voor de pleuradruk⁶. Pes wordt echter beïnvloed door verschillende factoren die de nauwkeurigheid kunnen beïnvloeden, waaronder de positie van de katheter, de drukoverdracht beoordeeld via de Baydur-ratio en de ventilatiemodus⁷. De slokdarmballon bevindt zich in een compliant structuur en het signaal wordt gevormd door zowel de slokdarmwand als aangrenzende mediastinale organen. Zelfs kleine verschuivingen in de diepte of uitlijning van de katheter kunnen de gemeten druk of de omvang van de getijdenfluctuaties veranderen⁸. Bovendien weerspiegelt Pes primair de midden- tot dorsale pleuradruk, waardoor het minder representatief is voor ventrale regio's en de algehele pleurale omgeving bij heterogene longschade⁹.

Om deze redenen blijft directe meting van de pleurale druk de gouden standaard in de translationele en experimentele fysiologie¹⁰. Verschillende apparaten zijn gebruikt voor de directe meting van de pleurale druk. Wafer-achtige pleurale sensoren worden vaak gebruikt in experimentele modellen^11,12, en in sommige studies zijn ook oesofageale ballonkatheters in de pleurale ruimte ingebracht om de pleurale druk direct te registreren^13,14. Ondanks de beschikbaarheid van verschillende instrumenten voor directe meting van de pleurale druk, vereiste de plaatsing hiervan traditioneel ofwel een open thoracotomie of thoracoscopische toegang. Deze benaderingen zijn invasief, vereisen geavanceerde chirurgische expertise, verlengen de procedurele voorbereiding en verstoren de normale mechanica van de borstkaswand, waardoor de onderzochte fysiologische condities aanzienlijk worden gewijzigd.

In dit methodeartikel presenteren we een nieuwe percutane techniek voor het plaatsen van slokdarmballoncatheters in de pleurale ruimte van varkens voor directe regionale monitoring van de pleuradruk. Deze aanpak is minimaal invasief en vereist geen thoracotomie of geavanceerde chirurgische training. De anterieure pleurale toegang wordt uitgevoerd met een standaard echogeleide punctietechniek, terwijl computertomografie (CT)-beeldvorming wordt gebruikt om de plaatsing van de intrapleurale geleidingsdraad en catheter te bevestigen en om te helpen bij het plannen van de posterieure pleurale toegang. De methode maakt het mogelijk om catheters in verschillende regio's van de pleuraholte te plaatsen voor een regionale beoordeling van de gepartitioneerde respiratoire mechanica. De techniek is erop gericht de procedurele complexiteit en het risico te verminderen, terwijl hoogwaardige registraties van de pleuradruk behouden blijven voor fysiologisch en translationaal onderzoek.

Protocol

Na goedkeuring door de Institutional Animal Care and Use Committee (2020I000073) van het Massachusetts General Hospital, Boston, MA, werden de experimenten van maart tot november 2025 uitgevoerd bij 20 gezonde Yorkshire-varkens met een gewicht van 30–40 kg.

WAARSCHUWING: Dit protocol veroorzaakt opzettelijk een pneumothorax en maakt gebruik van 100% zuurstof. Voer de procedure uit onder continue fysiologische bewaking door personeel dat is opgeleid in anesthesie voor grote dieren en pleurale toegang, en elimineer alle ontstekingsbronnen tijdens de zuurstofinsufflatie.

1. Voorbereiding van het dier

1. Sedeer het dier met intramusculaire tiletamine–zolazepam (4,4 mg/kg), xylazine (2,2 mg/kg) en atropine (0,04 mg/kg).
2. Creëer intraveneuze toegang en dien fentanyl (2 µg/kg) en propofol (2 mg/kg) intraveneus toe om een veilige endotracheale intubatie mogelijk te maken.
3. Intubeer het dier en bevestig de correcte plaatsing van de luchtweg door bilaterale borstexpansie, bilaterale ademgeluiden en de aanwezigheid van een consistente end-tidal CO₂-golfvorm te verifiëren.
4. Start volumegestuurde ventilatie (VCV) met een fractie geïnspireerde zuurstof (FiO₂) van 0,4, een tidal volume van 10 mL/kg, een positieve end-expiratoire druk (PEEP) van 5 cmH₂O en een ademhalingsfrequentie van 15–20 ademhalingen/min. Pas de ademhalingsfrequentie aan om de end-tidal CO₂ tussen 35 en 45 mmHg te houden.
5. Houd gedurende de gehele procedure continue anesthesie en analgesie in stand met intraveneuze propofol (10 mg∙kg^-1∙h^-1) en fentanyl (5 µg∙kg^-1∙h^-1). Bevestig vóór toediening van de neuromusculaire blokkade de adequate anesthesiediepte door te controleren op kaakrelaxatie, afwezigheid van de palpebrale reflex, afwezigheid van een terugtrekreflex bij knelling tussen de tenen of bij de hoef, en afwezigheid van een hemodynamische respons op stimulatie. Monitor na de neuromusculaire blokkade de adequaatheid van de anesthesie aan de hand van fysiologische variabelen, waaronder hartslag, arteriële druk en de afwezigheid van autonome responsen op procedurele stimulatie. Breng na inductie van de anesthesie oogzalf aan om uitdroging van het hoornvlies te voorkomen.
6. Monitor continu de hartslag, bloeddruk, zuurstofverzadiging, end-tidal CO₂ en luchtwegdrukken. Houd de hartslag op 70–140 slagen/min, de gemiddelde arteriële druk boven 60 mmHg, de zuurstofverzadiging boven 92%, de end-tidal CO₂ tussen 35 en 45 mmHg en de maximale luchtwegdruk indien mogelijk onder 35 cmH₂O.
7. Dien een neuromusculaire blokkerend middel toe (pancuronium 0,1 mg∙kg^-1∙h^-1) en bevestig de afwezigheid van spontane ademhalingsactiviteit voordat er wordt begonnen met de pleurale toegang.

2. Voorbereiding van de apparatuur

1. Bereid de steriele apparatuur voor die vereist is voor echogeleide pleurale toegang en katheterplaatsing, zoals vermeld in de Tabel met materialen.
2. Klip het haar, reinig de huid en drapeer de anterieure en posterieure thoraciale oppervlakken onder steriele omstandigheden.

3. Anterieure percutane pleurale toegang

1. Plaats het dier in rugligging met een lichte rotatie naar de zijde tegenover de geplande insertieplaats van de anterieure pleuracatheter.
2. Identificeer de sternale lijn en de diafragmatische koepel met behulp van echografie.
3. Identificeer de diafragmatische koepel met echografie, beweeg vervolgens ongeveer 5 cm lateraal en 5 cm craniaal vanaf de midline op het niveau van het diafragma om de anterieure punctieplaats te selecteren.
4. Visualiseer de anterieure pleurale ruimte met de echoprobe.
5. Voer de echogeleide Tuohy-naald in bij de bovenrand van de inferieure rib van de geselecteerde intercostaalruimte, met de kromming naar boven gericht.
6. Voer de naald onder real-time echogeleiding via een in-plane benadering voort naar de pariëtale pleura.
7. Oefen een lichte positieve druk uit op de spuit terwijl u tijdens een end-expiratoire hold-manoeuvre nog 1–2 mm verder voortbeweegt, totdat een plotseling verlies van weerstand duidt op toegang tot de pleurale ruimte.
8. Injecteer ongeveer 50–100 mL 100% zuurstof om een kleine anterieure kunstmatige pneumothorax te creëren. Pas het uiteindelijke zuurstofvolume aan op basis van de CT-bevindingen van de pneumothorax-expansie en pleurale separatie.
9. Voer de veer-geleidingsdraad door de naald en verwijder de naald.
10. Voer een CT-scan uit om de correcte plaatsing van de geleidingsdraad in de pleurale ruimte te bevestigen, welke is vergroot en duidelijk is afgebakend door de kunstmatige pneumothorax.
11. Maak na CT-bevestiging een kleine huidincisie op de plek waar de draad is ingevoerd.
12. Voer een 9 Fr introduceur over de geleidingsdraad in met behulp van de Seldinger-techniek.
13. Verwijder de geleidingsdraad en voer de oesofageale balloncatheter via de introduceur in de anterieure pleuraholte in.
14. Klaap de ballon op met het optimale vulvolume, bepaald uit een in vivo ballon druk-volumecurve (PV-curve)¹⁵, om een correcte ballonexpansie en betrouwbare drukoverdracht te garanderen.
15. Verbind de balloncatheter met een externe differentiële druktransducer met behulp van een luchtgevuld druktransmissiesysteem.
16. Nul de druktransducer op atmosferische druk voordat de catheter wordt aangesloten om nauwkeurige drukmetingen te garanderen.
17. Verbind de druktransducer met een data-acquisitiesysteem en verzamel de druksignalen met behulp van data-acquisitiesoftware.
18. Registreer alle druksignalen met een bemonsteringsfrequentie van 1.000 Hz zonder aanvullende digitale filtering. Start de registratie zodra een stabiele drukcurve wordt waargenomen.

4. Posterieure percutane pleurale toegang

1. Positioneer het dier in een half-prone positie om de dorsale migratie van de intrapleurale lucht te bevorderen.
2. Injecteer een extra 50–100 mL 100% zuurstof via de anterieure katheter om de dorsale pneumothorax te vergroten en de posterieure toegang te vergemakkelijken.
3. Voer een CT-scan uit om de dorsale migratie van de kunstmatige pneumothorax te bevestigen en het optimale posterieure punctiegebied te identificeren.
4. Markeer de posterieure punctieplaats op de huid halverwege de processus spinosi en de posterieure axillaire lijn.
5. Voer de Tuohy-naald loodrecht in bij de bovenrand van de onderste rib van de geselecteerde intercostale ruimte, waarbij een lege spuit wordt bevestigd voor continue aspiratie.
6. Voer de naald tijdens een end-expiratoire hold-manoeuvre door de musculaire vlakken terwijl er continu wordt geaspireerd totdat er lucht wordt verkregen, wat de toegang tot de dorsale pneumothorax bevestigt.
7. Voer de veer-draadgeleider in en verwijder de naald.
8. Voer een CT-scan uit om de correcte plaatsing van de geleidedraad in de pleurale ruimte te bevestigen, welke is vergroot en duidelijk is afgebakend door de kunstmatige pneumothorax.
9. Maak na CT-bevestiging een kleine huidincisie op de plaats waar de draad is ingebracht.
10. Voer de 9 Fr introduceur over de geleidedraad in met behulp van de Seldinger-techniek.
11. Verwijder de geleidedraad en voer de tweede oesofageale ballon via de introduceur in de dorsale pleurale holte in.
12. Inflateer de ballon met het optimale vulvolume, bepaald aan de hand van een in vivo ballon druk-volumecurve (PV-curve), om een correcte ballonexpansie en betrouwbare drukoverdracht te waarborgen.
13. Sluit de katheter aan op de differentiële druktransducer en verifieer de correcte pleurale golfvormmorfologie op de monitor.

5. Definitieve positionering en monitoring

1. Verifieer dat de ventilatorparameters (tidal volume, inspiratoire flow en luchtwegdruk) en de hemodynamische waarden stabiel blijven tijdens en na de plaatsing van de katheter.
2. Draineer de pneumothorax via de posterieure en anterieure introduceerders door voorzichtig intrapleurale lucht te aspireren met een 50 mL spuit totdat er geen weerstand meer is bij de drainage. Voorkom het creëren van overmatige negatieve druk binnen de pleurale ruimte.
3. Bevestig beide slokdarmballonkatheters aan de huid met plakband en verwijder vervolgens voorzichtig beide 9 Fr introduceerders om verschuiving van de katheter te voorkomen.
4. Voer een CT-scan uit om eventuele resterende pneumothorax te beoordelen. Indien er sprake is van een resterende pneumothorax, plaats het dier dan in buikligging en verlaag de FiO₂ naar 0,25, indien fysiologisch getolereerd, om zuurstofreabsorptie te bevorderen.
5. Bevestig de afwezigheid van een lek in de luchtweg of pleura door de geïnspireerde en geëxpireerde tidal volumes te vergelijken en een inspiratoire hold uit te voeren. Verifieer een stabiele plateaudruk en het terugkeren van de flow naar nul.
6. Beoordeel de anterieure en posterieure pleurale drukcurven opnieuw na verwijdering van de introduceerders. Bevestig dat de verwachte morfologie van de curve stabiel blijft; als deze verandert, begin dan pas met registreren nadat de katheterpositie en de stabiliteit van de curve opnieuw zijn beoordeeld.
7. Begin pas met de gelijktijdige registratie van de anterieure en posterieure pleurale druk nadat de evacuatie of reabsorptie van de pneumothorax, stabiele ventilatie en hemodynamiek, de afwezigheid van een doorlopend lek en stabiele pleurale drukcurven zijn bevestigd.
8. Stel de ventilatie bij door het TV op 10 mL/kg te houden en de PEEP te verlagen van 5 naar 3 cmH₂O. De pleurale drukwaarden aan het einde van de expiratie werden verkregen tijdens een stabiele end-expiratoire hold-manoeuvre, zoals getoond in Figuur 1.
9. Aan het einde van elk experimenteel protocol, terwijl de dieren onder algemene anesthesie werden gehouden, werd euthanasie uitgevoerd door intraveneuze toediening van KCl (7% oplossing, 2 mL/kg).

Resultaten

Het plaatsen van pleurale katheters middels de percutane techniek werd geprobeerd bij 20 varkens (Tabel 1). Bij 17 dieren werden in totaal 34 pleurale katheters (17 anterieur en 17 posterieur) ingebracht. Hiervan bereikten 33 katheters (97%) de beoogde pleurale regio, terwijl één anterieure katheter de pleurale holte binnendrong maar de beoogde ventrale locatie niet bereikte. Correcte regionale plaatsing van zowel de anterieure als de posterieure katheters werd derhalve bereikt bij 16 van de 17 dieren bi...

Discussie

Dit percutane protocol biedt een praktische en reproduceerbare methode om regionale pleuradrukmetingen te verkrijgen zonder dat thoracotomie of thoracoscopische toegang noodzakelijk is. Verschillende aspecten van de procedure zijn bijzonder belangrijk om een succesvolle plaatsing van de katheter en drukregistraties met een hoge getrouwheid te garanderen.

Een essentieel onderdeel van de techniek is de anterieure punctie die wordt uitgevoerd onder directe thoracale echogeleiding. Echografie word...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
Hechtpleister	3M Tegaderm	1624W	Fixatie van de katheter vóór de introduceerhuls
Dierentrimmer	3M Clipper	9661L	Verwijderen van borsthaar
Atropine (injecteerbaar)	Sparhawk Laboratories inc.	NDC:58005-354	Intramusculaire premedicatie
CT-scanner	NeuroLogica	Omnitom Elite PCD; 1-NL5100-060	Beoordeling van de positie van de geleidedraad/katheter en pneumothorax;
Software voor gegevensverwerving	ADInstruments	LabChart Pro 8.1.31	Acquisitiesoftware op 1.000 Hz zonder digitale filtering
Systeem voor gegevensverwerving	ADInstruments	ML865	Voor de registratie van de pleurale druk
Differentiële druktransducer	Harvard Apparatus / Hugo Sachs	73-3882	Druktransducer voor registratie van de pleurale druk
Wegwerphanddoek voor OK	Cardinal Health	CAT 28700-004	Voorbereiding steriel veld (Stap 2.1)
ECG- & pulsoximetrie-monitor	Mindray	BeneView T5	Monitoring van vitale parameters
Endotracheale tube, 7,0 mm	Teleflex Medical	REF 5-10314	Endotracheale intubatie
Slokdarmballonkatheter	Cooper Surgical	REF 47-9005	Gebruikt als intrapleurale drukkatheter (Stap 2.1)
Fentanyl (injecteerbaar)	Hikma	NDC 0641-6030-01	IV-analgesie
Gaaskussens (steriel)	Medline	REF NON21430LF	Voorbereiding van de plek (Stap 2.1)
Geleidedraad 0,025" × 33 cm	Teleflex Medical	REF AW-04025	Voor de Seldinger-techniek (Stap 2.1)
Infuuspomp	Smiths Medical	Medfusion 4000	Continue toediening van anesthetica
Introduceerhuls, 9 Fr	Cordis	REF 402-609X	Voor inbrengen van de intrapleurale katheter (Stap 2.1)
Mechanische ventilator	Maquet – Getinge		Servo-I, volumegestuurde ventilatie
Oogzalf	Lodi Veterinary Care	NDC 17033-211-38	Cornea-bescherming na inductie van anesthesie
Zuurstof 100% (medische kwaliteit)	Airgas	N/A	Voor gecontroleerde pneumothorax
Pancuronium (injecteerbaar)	Selleck. Chemicals	S2497	Neuromusculaire blokkade
Povidon–jodiumoplossing	BICCA	CAT 3955-16	Huidantisepsis
Propofol (injecteerbaar)	NorthStar	NDC 16714-977-01	Inductie en onderhoud
Ademhalingscircuit (ventilatorcircuit)	Medline	REF NON026370	Standaardcircuit
Scalpel nr. 11	Bard-Parker	REF 372611	Voor huidincisie (Stap 2.1)
Steriel laken	Medline	REF MDT2168286	Voorbereiding steriel veld
Steriele handschoenen (latex)	Biogel	REF 31280	Steriele beschermende handschoenen
Steriele jas	Halyard	REF 95121	Steriele chirurgische jas
Spuiten 10 mL	Medline	REF SYR110010	Voor aspiratie/injectie (Stap 2.1)
Spuiten 50 mL	BD	REF 309680	Voor aspiratie van pleurale lucht (Stap 2.1)
Tiletamine–zolazepam (injecteerbaar)	Virbac	NADA 71805-06	Telazol; intramusculaire sedatie
Tuohy-naald, echogeen 18G × 100 mm	Pajunk	REF 521185-31C	Voor pleurale punctie (Stap 2.1)
Ultrasone probe (Butterfly iQ+)	Butterfly Network	950-20002-00	Gebruikt met Butterfly iQ-app voor iPad (Stap 2.1)
Ultrasoon software/applicatie	Butterfly Network	Butterfly iQ 2.46; iPad 11 iPadOS 26	Butterfly iQ-app voor iPad
Xylazine (injecteerbaar)	Cronus Pharma	LLC