Methodenartikel

Een methode met een telemetry-jack voor het monitoren van cardiorespiratoire adaptatie tijdens inspanning bij ratten

0 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/71616

⸱

25 september 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1TIMC CNRS, UMR 5525, Vet Agro Sup, Grenoble INP, Universite Grenoble Alpes, 2Etisense SAS

In dit artikel

Samenvatting

Dit niet-invasieve protocol voor telemetry met een jacket maakt gelijktijdige monitoring van cardiorespiratoire en locomotorische adaptatie tijdens inspanning bij ratten mogelijk. Door chirurgische implantatie te vermijden, maakt deze aanpak herhaalde fysiologische metingen in dezelfde dieren mogelijk, wat een betrouwbaar instrument biedt voor onderzoek en onderwijs in de inspanningsfysiologie.

Samenvatting

De beoordeling van de cardiorespiratoire aanpassing tijdens lichaamsbeweging is niet alleen cruciaal voor het bestuderen van fysiologische aanpassingen aan fysieke training, maar is ook essentieel voor preklinisch onderzoek, aangezien metingen in rust onderliggende fysiologische fenomenen kunnen maskeren. Conventionele preklinische methoden, zoals chirurgisch geïmplanteerde telemetrie of hermetische kamers, kennen echter belangrijke beperkingen. Om deze beperkingen te overwinnen, presenteren wij een chirurgievrije methodologie met gebruik van een telemetriesysteem met een jasje, waardoor gelijktijdige monitoring van de hartslag (HR), ademhalingsfrequentie (RespR) en locomotore activiteit (AL) bij ratten tijdens geforceerde loopbandtraining mogelijk is. Het protocol implementeert een tweefasen-acclimatisatieproces dat is ontworpen om zowel de juiste loopcomfort van de dieren als de dataintegriteit te waarborgen: eerst habituatie aan het dragen van het telemetriejasje, waarin respiratoire inductieve plethysmografie-sensoren en oppervlakte-elektroden voor het elektrocardiogram zijn geïntegreerd; en ten tweede een 2-weekse (vijf dagen per week) habituatie aan loopbandtraining. Wij beschrijven gedetailleerd de procedures voor de apparatuur en essentiële kwaliteitscontroles, waaronder real-time signaalverificatie, om stress bij de dieren te minimaliseren en betrouwbare, ruisarme fysiologische gegevens te garanderen. We geven tevens representatieve signaalvoorbeelden om gebruikers te helpen een hoge datakwaliteit te bereiken, met name tijdens trainingsprotocollen, maar ook in andere experimentele contexten. Wanneer dit protocol correct wordt uitgevoerd, maakt het consistente monitoring mogelijk bij snelheden tot 40 cm.s⁻1, wat kwantificering van veranderingen in HR, RespR en AL ten opzichte van de baseline mogelijk maakt. Door de noodzaak van chirurgische interventies weg te nemen, sluit dit protocol sterk aan bij de ethische principes van de 3V's (vervangen, verminderen, verfijnen). Hoewel de beschreven technieken gericht zijn op lichaamsbeweging, hebben ze potentiële toepassingen in diverse vakgebieden, waaronder uitgebreide cardiorespiratoire karakterisering, training in het hanteren van dieren, monitoring van welzijn en fysiologie, farmacologie of onderwijs.

Inleiding

Het ontwikkelen van modellen die waardevolle inzichten bieden in het dynamische landschap van de inspanningsfysiologie is van groot belang in vele vakgebieden, zoals training en prestatie, of de preventie van ziekten en rehabilitatie. Van de fysiologische effecten die geassocieerd worden met lichaamsbeweging, is het begrijpen van de adaptaties van de hart- en ademhalingsfuncties een cruciaal element in sport- (training/prestatie) en klinische (preventie/rehabilitatie) contexten om specifieke en op maat gemaakte trainings- en revalidatieprogramma's te ontwikkelen. Het is daarom essentieel om de mechanismen van cardiorespiratoire adaptaties aan inspanning verder te ontrafelen. Met dit doel worden diermodellen, waaronder knaagdieren, nu op grote schaal gebruikt in preklinisch onderzoek dat is ontworpen om het effect van lichaamsbeweging op de hart- en ademhalingsfuncties te bestuderen. Ze maken immers niet alleen de evaluatie van cardiorespiratoire adaptaties aan inspanning mogelijk1, maar zijn ook essentieel voor het bestuderen van pathofysiologische fenomenen die in rust mogelijk verborgen blijven2,3. Desalniettemin vormt het verkrijgen van relevante fysiologische gegevens tijdens inspanning een aanzienlijke technologische uitdaging. Om de verzamelde gegevens fysiologisch betekenisvol te laten zijn, moet het acquisitieproces zo niet-invasief mogelijk zijn. Idealiter zou de monitoring moeten plaatsvinden zonder de activiteiten van de patiënt of het dier te verstoren, en mogen metingen niet worden aangetast door bewegingsartefacten. Momenteel is er in preklinisch onderzoek geen enkel meetinstrument dat volledig aan deze essentiële eisen voldoet.

Bovendien moet een ideaal apparaat voldoen aan de ethische principes van de 3V's (vervangen, verminderen, verfijnen), die het preklinische dieronderzoek leiden4. Deze principes, samen met de huidige sociaaleconomische context van het gebruik van dieren in onderzoek en onderwijs, onderstrepen de noodzaak om instrumenten en onderzoekmodellen te ontwikkelen die een efficiënter en verantwoorder gebruik van dieren mogelijk maken. Met dit doel voor ogen lijkt de ontwikkeling en het gebruik van draagbare apparaten en sensoren een prioriteit te zijn.

Tegenwoordig kunnen de belangrijkste beschikbare methoden voor de directe beoordeling van de hart- en ventilatiefuncties bij knaagdieren vanwege praktische beperkingen niet effectief worden toegepast in inspanningsprotocollen. Zo worden onbeperkte whole-body plethysmografie-kamers erkend als een nauwkeurige en niet-invasieve benadering voor longitudinale, herhaalde metingen van de ventilatiefunctie bij wakker animals5. Hoewel ze betrouwbare metingen opleveren onder rustcondities, wekt actieve locomotie drukartefacten en signaalruis op die de interpretatie van respiratoire gegevens tijdens inspanning kunnen belemmeren. Evenzo is geïmplanteerde radiotelemetrie vastgesteld als de gouden standaard voor het bestuderen van de hartfunctie bij vrij bewegende knaagdieren6 en kan het worden gebruikt om ECG- en hemodynamische parameters te monitoren2,7. Dit gaat echter gepaard met belangrijke beperkingen, primair gerelateerd aan de chirurgische implantatie van sensoren en de zender. In het bijzonder moeten postoperatieve pijn en beperkingen als gevolg van de chirurgische wond of het geïmplanteerde apparaat zelf met passende zorgprotocollen worden beheerd6,8,9. Recentelijk richt een toenemend aantal studies zich op niet-invasieve methoden. Zo zijn er studies uitgevoerd met draagbare ECG-radiotelemetrie-apparaten die extern bij cavia's werden gebruikt10, contactloze Doppler-gebaseerde apparaten voor de detectie van respiratoire activiteit11 of draagbare biosensoren12. Deze monitoringtechnieken zijn echter tot nu toe beperkt gebleven tot de proof-of-concept fase en moeten verder worden ontwikkeld voordat ze op grotere schaal kunnen worden ingezet. Jacketed telemetry, dat gewoonlijk wordt gebruikt als een niet-invasieve oplossing voor cardiorespiratoire beoordeling bij grote dieren zoals honden of primaten13,14, is recentelijk aangepast voor laboratoriumratten15,16,17 en juveniele minivarkens18. Het systeem dat is geïllustreerd in Figuur 1A–F bestaat uit een niet-invasief, laag-beperkend radio-apparaat dat wordt vastgehouden in een jasje dat door het dier wordt gedragen. Het maakt gecombineerde monitoring mogelijk van de hartactiviteit via oppervlakte-ECG, de respiratoire functie via Respiratory Inductive Plethysmography (RIP) en de locomotorische activiteit via accelerometrie. Eerdere studies hebben aangetoond dat dit systeem in staat is om cardiorespiratoire variabelen effectief te monitoren in vergelijking met invasieve methoden15,16. Recentelijk is het gebruik ervan als aanvullende niet-chirurgische monitoringbenadering gerapporteerd in diverse contexten, waaronder farmacologische beoordeling onder gesocialiseerde condities17,19 of hartziektemodellen20.

figure-introduction-1
Figuur 1: Overzicht van de belangrijkste componenten van het telemetry-systeem met jasje. (A) Geïnstrumenteerd jasje geplaatst op de pasbuis, (B) Ag/AgCl-patches voor ECG-monitoring, (C) Radiozender voor gegevensverzameling en -verzending, (D) Dier dat het jasje en de zender draagt, (E) Acquisitiesysteem voor gegevensopslag en uitvoering van de telemetry-software, (F) Computer verbonden via een Ethernet-kabel, waarop de telemetry-software via een webgebruikersinterface (UI) wordt weergegeven. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Op basis van een eerdere evaluatiestudie21 en habituatieprotocol22, presenteert het hier voorgestelde protocol een verfijnde, niet-invasieve methodologie met gebruik van een telemetry-systeem met jasje, waarmee de hartslag, ademhalingsfrequentie en locomotorische activiteit gelijktijdig kunnen worden gemonitord bij ratten tijdens incrementele inspanning.

Protocol

Alle experimenten zijn uitgevoerd in overeenstemming met de Europese (L276-33 2010/63/EU) en Franse (AGRG1231951D) regelgeving met betrekking tot de bescherming en het gebruik van laboratoriumdieren. De in vivo procedures van deze studie zijn goedgekeurd door Ethiekcommissie #012 (Grenoble Alpes University), geaccrediteerd door het Franse Ministerie van Hoger Onderwijs en Onderzoek, onder de referenties APAFIS#31347-2021042914221915 v2 en APAFIS #52237-2024112821304952 v5.

figure-protocol-1
Figuur 2: Overzicht van het experimentele protocol. (A) Algemeen experimenteel protocol, inclusief de habituatie- en oefenfasen. Het schema is indicatief en dient te worden aangepast op basis van real-time observaties en effectieve habituatie tijdens het experiment. Opmerkelijk is dat dieren gewend kunnen worden aan hantering tijdens de "acclimatisatie in de dierfaciliteit". (B) Typisch oefenprotocol, inclusief een stabilisatieperiode van 60 min na plaatsing van de apparatuur, een baseline die wordt vastgelegd na 3 min rust op de loopband, een warming-up periode, incrementele inspanning en een herstelfase. De perioden voor data-analyse zijn aangegeven met lichtrode vierkantjes. De gespecificeerde snelheidsfasen zijn suggesties en moeten worden afgestemd op het specifieke diermodel en de experimentele doelen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

1. Diermodel

  1. Gebruik ratten afkomstig van goedgekeurde leveranciers die een week lang in paren zijn geacclimatiseerd aan de huisvestingsomstandigheden (1 bar; 24 °C; 40–70% vochtigheid; 12 u licht/donker cyclus) in conventionele kooien met vrije toegang tot voedsel en water, en voorzien van verrijking (nestmateriaal, knaagobjecten, kartonnen tunnels).
  2. Markeer de dieren individueel (inkt op de staart).

2. Apparatuurprocedure

  1. Verwijderen van vacht: Tijdsduur 1–2 min per dier
    1. Trim wekelijks de haren van het dier om een succesvolle ECG-registratie te garanderen.
    2. Om stress en anesthesie op de dag van het experiment te minimaliseren, dient deze procedure de dag ervoor te worden uitgevoerd; het kan echter ook op dezelfde dag worden gedaan.
    3. Methode A (optionele anesthesie): Dien een gasvormig anesthesiemengsel toe (1,5–5% isofluraan, 20% zuurstof en lucht) en plaats de rat in ventrale recumbentie (op de buik liggend).
    4. Houd de duur van de anesthesie tot een minimum beperkt, doorgaans 2–5 min, wat enkel voldoende is voor het scheren van de vacht.
    5. Trim zorgvuldig het haar op de dorsale en laterale zijde van de borst (Figuur 3A), gebruik een clipper en markeer de staart met inkt.
      OPMERKING: Volledig herstel en mobilisatie treden gewoonlijk binnen 5–10 min na het staken van de anesthesie op.
    6. Zorg ervoor dat het dier deze toestand heeft bereikt voordat het terugkeert naar de thuiskooi.
    7. Methode B (zonder anesthesie): Alternatief kan de rat handmatig worden vastgehouden gedurende de minimale tijd die nodig is om het knippen van de vacht te voltooien, gewoonlijk minder dan 2 min.
    8. Houd het dier stevig maar voorzichtig vast en vermijd overmatige druk op de thorax.
    9. Trim voorzichtig het haar op de dorsale en laterale zijde van de borst (Figuur 3A), gebruik hiervoor een knipper en markeer de staart met inkt.
      OPMERKING: Indien het dier tekenen van ernstige stress vertoont, dient het onmiddellijk te worden vrijgelaten en een herstelperiode te krijgen voordat de procedure opnieuw wordt geprobeerd. Bij het gebruik van deze methode wordt ondersteuning door een tweede persoon aanbevolen.
    10. Reinig het geschoren gebied met water om het door de rat geproduceerde talg te verwijderen’de huid en zorg ervoor dat het gebied volledig droog is. Droog het gebied af met gaas.
  2.  Dierapparatuur: Timing 3–5 min per dier
    OPMERKING: De volgende stappen beschrijven het proces voor het aanbrengen van het jasje, de sensoren en het telemetrieapparaat bij het dier, waarbij de noodzaak voor fysieke fixatie wordt geminimaliseerd.
    1. Kies de juiste jasmaat op basis van het gewicht, het geslacht en de specifieke stam van het dier, volgens de selectieschema's en maattabellen van de fabrikant.23.
    2. Plaats het geïnstrumenteerde jasje voorzichtig op het passtool voor het jasje (let erop dat de sensoren en kabels niet beschadigen).
    3. Plaats de rugzak over de inkeping aan de bovenzijde van het montagehulpmiddel (Figuur 4A). Plaats het bevestigingsinstrument op de rechthoekige basis (Figuur 4B) en plaats de rat voor de breedste opening (ingangszijde van de trechter) (Figuur 4C).
    4. Indien de rat niet door het passingstool wil gaan, motiveer het dier dan door een verrijkingstunnel of de eigen kooi voor de uitgang te plaatsen.
    5. Zodra de kop van het dier aan de andere zijde tevoorschijn komt en de voorpoten zichtbaar worden: gebruik één hand om de rat en het bevestigingshulpmiddel samen vast te houden; gebruik de andere hand om de poten door elk gat aan de voorzijde van het jasje te leiden om dit correct op het dier te positioneren en te bevestigen (Figuur 4D).
    6. Schuif de mantel voorzichtig over het dier naar beneden, waarbij u het bevestigingsinstrument geleidelijk verwijdert, en laat het dier volledig door het instrument naar de uitgang passeren.
    7. Zorg ervoor dat de jacket correct is gepositioneerd zonder huidplooien, en controleer of de maatvoering passend is volgens de aanbevelingen voor de verificatie van de jacketpasvorm.
    8. Vervang indien nodig het jasje door een passende maat. Dieren die, ondanks aanpassing van de maat, niet veilig of comfortabel kunnen worden uitgerust, moeten worden uitgesloten van de studie.
    9. Wanneer het dier het gewenste niveau van het pasinstrument bereikt, verwijdert u het motivatie-element uit het zicht, indien dit is gebruikt.
      OPMERKING: Dit voorkomt dat de rat door het instrument blijft lopen.
    10. Nadat de rat op de laboratoriumbank is geplaatst, haalt u de rugzak los (Figuur 4E) en vouw de mantel uit (Figuur 4F).
    11. Plaats de ECG Ag/AgCl-elektrode met de rode (positieve) sticker door de linkeropening van het jasje, gemarkeerd met een rood kruis (Figuur 4G), en steek de zwarte (negatieve) elektrode in de rechteropening.
    12. Plaats de elektroden in afleiding II door de zwarte (negatieve) elektrode achter de rechtervoorpoot te plaatsen en de rode (positieve) elektrode aan de linkerzijde van de borstwand binnen het geschoren gebied, onder de RIP-borstband (Figuur 3B,C).
    13. Breng ECG-gel (0,1 tot 0,3 mL) aan op de zwarte stip van elke elektrode met behulp van de spuit en de katheter voor een nauwkeurige depositie van de gel. Druk voorzichtig aan zodat de elektroden volledig aan de huid van het dier hechten (Figuur 4H).
    14. Verbind de gebruikte sensoren (plethysmografie/ECG-elektroden) met de zender, en plaats de telemetriezender en het batterijpakket in de rugzak op de rug van het dier (Figuur 4I–J).
    15. Vouw de achterkant van het jasje naar beneden om de elektronica/kabels te beschermen, waardoor de wrijving wordt verminderd en ze beschermd blijven. Vouw de rugzak naar de achterkant van de rat (over het gevouwen jasje) en bevestig deze met de haak aan het distale/posterieure deel van het jasje (Figuur 4K).
      OPMERKING: Gel wordt aangebracht na het inbrengen van de elektroden om te voorkomen dat de elektroden wegglijden tijdens de plaatsing via de openingen in de mantel. Het vooraf aanbrengen van gel wordt afgeraden, omdat dit de wrijving vermindert en het nauwkeurig positioneren van de elektroden aanzienlijk bemoeilijkt.
  3. Start van signaalverwerving en verificatie van signaalkwaliteit
    1. Plaats het telemetriesysteem in dezelfde ruimte als de opname (op een afstand tot 10 meter) en in een directe zichtlijn, waarbij de eenheid bij voorkeur boven het dier of op hetzelfde vlak wordt gepositioneerd.
    2. Start het systeem op en open de telemetriesoftware.
    3. Start de acquisitie volgens de procedure van de fabrikant24Controleer de kwaliteit van de ECG- en respiratiesignalen en voer indien nodig aanpassingen uit (zie Figuur 5).

figure-protocol-2
Figuur 3: Aanzichten van een genarceerde rat. (A) Dorsale en laterale borstgebieden die aangeven waar de vacht verwijderd moet worden (stap 2.1): 1) de stippellijn geeft de minimale bovengrens aan, en 2) de dubbele pijlen geven de minimale lengte van het geschoren gebied aan. (B) Aanbevolen plaatsing van Lead II-elektroden, waarbij de zwarte (negatieve) elektrode achter de rechtervoorpoot is geplaatst en de rode (positieve) elektrode op de linker laterale borstwand binnen het geschoren gebied, onder de RIP-borstband. (C) Plaatsing van Lead I-elektroden, waarbij de elektroden horizontaal over de borst zijn geplaatst, de rode (positieve) achter de linkervoorpoot en de zwarte (negatieve) achter de rechtervoorpoot. De Lead II-configuratie levert bij ratten doorgaans de hoogste QRS-amplitude en de duidelijkste P-golfresolutie op. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-protocol-3
Figuur 4: Stapsgewijze procedure voor het uitrusten van een rat met het jasje, de elektroden en het elektronische apparaat (sectie 2). (A-B) Plaats het jasje op de pasbuis. (C-D) Leid het dier door de pasbuis en in het jasje. (E-F) Haak de rugzak los en vouw het jasje open. (G) Steek de ECG-elektrode met de rode (positieve) sticker door de linkeropening van het jasje, die is gemarkeerd met een rood kruis, en breng 0.1 tot 0.3 mL geleidende gel aan. (H) Masseer voorzichtig zodat de elektroden volledig aan de huid van het dier hechten. (I-J) Sluit de gebruikte sensoren (plethysmografie / ECG-elektroden) aan op de zender en plaats deze in het zakje. (K) Bevestig de rugzak met de rode haak. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

3. Procedure voor het verwijderen en opbergen van apparatuur​duur - Timing 1 min per dier

  1. Plaats de rat op de laboratoriumbank of houd deze in de hand. Haal de haak van de rugzak. Vouw de achterzijde van het jasje open om bij de inkepingen en elektroden te kunnen komen. Verwijder deze voorzichtig.
  2. Verwijder de zender-batterijcombinatie uit de rugzak. Koppel de kabels los van deze combinatie.
  3. Haal de voorpoten uit de openingen. Laat de rat naar voren bewegen terwijl u het jasje met de rugzak vasthoudt.
  4. Plaats na afloop de plastic kapjes terug op de elektroden om te voorkomen dat de gel uitdroogt. Inspecteer de kabelsensoren; vervang de jasjes indien deze beschadigd of versleten zijn. Laat het jasje drogen voordat u het in het individuele pochette opbergt.
  5. Reinig de hardware met een alcoholvrij desinfectiemiddel en een doek; zorg dat alle onderdelen droog zijn. Koppel de zender los van de batterij om ontlading te voorkomen.
    OPMERKING: Het jasje is herbruikbaar bij hetzelfde dier als de maat past bij het gewicht van het dier en de sensoren niet beschadigd zijn (zie de overeenkomstige sectie in de discussie voor meer informatie).

4. Acclimatisatie aan het dragen van het telemetrie-jasje

OPMERKING: De sessies werden georganiseerd volgens de volgende procedure.

  1. Rust het dier uit volgens de procedures die worden beschreven in de "Dierapparatuur" sectie
  2. Zorg dat het jasje stevig maar comfortabel vastzit. Start de opname en plaats het dier terug in de thuiskooi.
  3. Beperk op de eerste habituatiedag de tijd dat het dier de apparatuur draagt tot enkele uren. Voer frequente klinische controles uit om het dier te monitoren.’toestand. Verhoog geleidelijk de dagelijkse tijdsduur dat het dier de apparatuur draagt.
  4. Verminder de observatiefrequentie geleidelijk indien er geen tekenen van ongemak worden waargenomen. Zet deze progressie voort totdat de habituatietijd overeenkomt met de beoogde opnameduur van de studie.
  5. Stop de opname en verwijder de apparatuur van het dier volgens de aanbevolen procedure. Inspecteer de kwaliteit van de opgenomen gegevens en evalueer het dier.’herstel en algemene gezondheid voordat het dier wordt teruggebracht naar de verblijfsruimte.
    OPMERKING: De eerder beschreven stappen bieden een standaardkader dat moet worden aangepast aan de specifieke behoeften van de studie.

5.  Habituatie aan loopbandtraining

  1. Rust het dier uit (volgens de eerder beschreven sectie "uitrusting van het dier"). Start de opname.
  2. Plaats het dier terug in de kooi voor een stabilisatieperiode van 60 min na de uitrusting om volledige fysiologische stabilisatie te garanderen na het aanmeten van het jasje, in overeenstemming met eerder vastgestelde aanbevelingen17,18,19.
  3. Plaats het dier op de stilstaande loopband en wacht 3 min. Start een eerste fase met een lage snelheid van 5 of 10 cm.s-1 gedurende 1,5 min.
  4. Onderwerp het dier aan incrementele verhogingen van de loopsnelheid, waarbij deze elke 2 min met 5 cm.s-1 stijgt, en motiveer het dier om tijdens de beginfasen te lopen met behulp van de elektrische schokken van de loopband bij een typische intensiteit van 0,2 mA.
  5. Plaats het dier aan het einde van de inspanning terug in de kooi. Wacht 30 min voordat het dier wordt uitgerust.
  6. Herhaal dit habituatieprotocol voor de loopbandtraining gedurende 2 weken, 5 dagen per week, met een geleidelijke toename van de loopsnelheid en de duur van de inspanning.
    OPMERKING: De totale duur van dit proces moet variëren van 5 min (op de eerste dag van habituatie) tot een progressieve bereiking van 25 min (op de laatste dag van habituatie).
  7. Monitor de bereikte loopsnelheid en het aantal schokken om de intensiteit en duur van de inspanning tijdens de 2-weekse habituatie aan te passen.
  8. Beëindig de sessie als humanitair eindpunt indien het dier 10 schokken bereikt of een cumulatieve schokduur van 10 s. Plaats het dier terug in de kooi en monitor het gedrag visueel.
    OPMERKING: Een representatieve afbeelding van een rat die op de loopband loopt terwijl deze het telemetriesysteem met jasje draagt, wordt getoond in Figuur 6.

figure-protocol-4
Figuur 5: Typische ECG- en ademhalingssporen tijdens de verificatie van de signaalkwaliteit (stap 2.3). ECG's werden geregistreerd op 500 Hz/24-bit en ademhalingsvolumes op 200 Hz/32-bit. (A) De grafiek toont een ECG van hoge kwaliteit (duidelijke P-, QRS- en T-golven, weinig ruis, venster van 3 s met amplitude > 0,5 mV). (B) De grafiek toont een ademhalingssignaal van hoge kwaliteit (duidelijke cycli in rust, vensters van 20 s, met amplitude > 0,5 arb.u.). (C) De grafiek toont een ECG van lage kwaliteit (hoge interferentie zoals 50/60 Hz ruis met amplitude > 0,5 mV, basislijnverschuiving, of kleine/platte QRS, vensters van 1,5 s). (D) De grafiek toont een ademhalingssignaal van lage kwaliteit (hoge basislijnverschuiving met amplitude > 5 arb.u., wat identificatie belemmert, vensters van 12 s). Het ademhalingssignaal weerspiegelt relatieve veranderingen in de thorax- en abdominale omtrek gemeten via respiratoire inductieplethysmografie (RIP); dit wordt uitgedrukt in willekeurige eenheden (arb.u.) aangezien er in dit protocol geen volumecalibratie is uitgevoerd. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

6. Fysiologische monitoring tijdens het triangulair protocol

  1. Rust het dier uit (volgens de eerder beschreven sectie "uitrusting van het dier"). Start de registratie en wacht op stabilisatie na de uitrusting in de thuiskooi (aanbevolen: 60 min), gevolgd door een rustperiode van 3 min op de loopband voorafgaand aan de baseline (BL) metingen (Figuur 2B).
  2. Laat het dier wennen met een warming-up periode op lage snelheid (5 min bij 5 cm.s-1) vóór de start van de inspanningstest.
  3. Onderwerp het dier aan opeenvolgende snelheidsniveaus, doorgaans 10, 20, 30 en 40 cm.s-1 met een duur van 5 min per niveau.
  4. Keer na de inspanning terug naar de kooien terwijl de dieren nog zijn uitgerust, zodat cardiale en respiratoire functies tijdens de herstelperiode continu gemonitord kunnen worden.
    OPMERKING: Een typisch inspanningsprotocol voor het bepalen van de maximale snelheid is het driehoeksprotocol. Dit bestaat uit een progressieve toename van de snelheid (bijv. van 10 tot 40 cm.s-1 max) elke 5 min, aangepast naar Qin et al.25. De selectie van snelheidsniveaus, inclusief zowel het aantal fasen als hun specifieke bereiken, moet worden afgestemd op de doelstellingen van de experimentator en de gewenste fysiologische stress.

7. Registratie van fysiologische variabelen en data-analyse

  1. Voorzie het dier van het geïmplanteerde telemetrie-apparaat en gebruik telemetriesoftware om verschillende variabelen te monitoren, waaronder maar niet beperkt tot: hartslag (HR), uitgedrukt in slagen per minuut (bpm) en berekend op basis van de ECG-registratie, ademhalingsfrequentie (RespR) in ademhalingen per minuut (brpm) of het locomotorisch activiteitsniveau (AL) in mG.  
  2. Stop de registratie aan het einde van het experiment na de herstelperiode.
    OPMERKING: mG komt overeen met figure-protocol-5  en wordt gedefinieerd als figure-protocol-6 met figure-protocol-7, de dynamische componenten van versnelling.
  3. Volg de eerder gevalideerde aanpak21, waarbij is aangetoond dat een geautomatiseerde workflow betrouwbare fysiologische gegevens oplevert zonder handmatige interventie.
  4. Controleer of de uitsluitingsdrempels voor het RR-interval (85 ms tot 6 s) en de duur van de ademhalingscyclus (0,15 tot 10 s) ruim zijn ingesteld in de telemetriesoftware om een volledig geautomatiseerde data-cleaning workflow te waarborgen, zonder handmatige bewerking, waardoor operator-afhankelijke beslissingen worden beperkt.
  5. Beoordeel de signaalkwaliteit en pas, indien nodig, de detectieparameters in de software aan om de cyclusdetectie voor een specifiek dier te optimaliseren zonder individuele cycli handmatig te bewerken.
  6. Bereken het gemiddelde van de variabelen elke 10 s voor elk dier en rapporteer de resultaten als gemiddelde ± SEM. Markeer specifieke perioden van belang binnen de telemetriesoftware.
  7. Definieer de baseline als de laatste 30 s van de rustperiode van 3 min na het plaatsen van het dier op de loopband, wanneer het locomotorisch activiteitsniveau onder de 10 mG daalt.
  8. Label voor het bewegingsprotocol de laatste 30 s van elk succesvol voltooid snelheidsniveau. Sluit gegevens van elk mislukt niveau en alle daaropvolgende niveaus uit.
    OPMERKING: Het uitsluiten van mislukte niveaus resulteert in een progressieve afname van de steekproefgrootte bij hogere snelheidsfasen.

Resultaten

De resultaten beschreven in de sectie “representatieve resultaten” werden verkregen bij 20 volwassen Wistar-ratten (mannetjes; 250–400 g).

Figuur 5 illustreert het verschil tussen typische telemetrische signalen van hoge en lage kwaliteit die zijn geregistreerd bij een rustend dier. Figuur 5A en Figuur 5B geef voorbeelden van hoog-kwaliteitsgegevens. Het elektrocardiogram (ECG) in Figuur 5A is van hoge kwaliteit en vertoont goed opgeloste P-, QRS- en T-golven/complexen, met minimale basislijnverschuiving of interferentie van het elektriciteitsnet. Op dezelfde wijze is het respiratiesignaal in Figuur 5B vertoont de verwachte kwaliteit, met heldere, goed opgeloste ademhalingscycli. Omgekeerd, Figuur 5C en Figuur 5D toon voorbeelden van signalen van lage kwaliteit. Het ECG van lage kwaliteit in Figuur 5C wordt gekenmerkt door hoge elektrische interferentie, zoals als prominente 50/60 Hz netstoring of significante baseline-drift. Het signaal vertoont daarnaast gedempte of afwezige complexen (kleine of vlakke QRS-complexen), waardoor een nauwkeurige scheiding van cardiale cycli moeilijk is. Het ademhalingssignaal van slechte kwaliteit in Figuur 5D lijdt op soortgelijke wijze aan een sterke basislijnverschuiving en gedempte cycli, wat de betrouwbare identificatie van ademhalingscycli ernstig belemmert, zelfs wanneer het dier rustig is.

figure-results-1
Figuur 6: Foto van een Wistar-rat tijdens het bewegen (stap 6). De rat traint op de enkelspoor-loopband (loopsnelheid = 20 cm.s-1) uitgerust met het telemetrie-jack, elektroden en het elektronische apparaat. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

De gegevens gepresenteerd in Figuur 7A–C zijn verkregen van vier mannelijke Wistar-ratten met een gewicht tussen 330 en 340 g en een leeftijd van 10 weken bij aankomst. De ratten waren gedurende 5 opeenvolgende dagen (Dag 1 tot Dag 5) uitgerust met het telemetrie-vest. Elke sessie bestond uit het uitrusten van het dier, gevolgd door een opname van 3 u in de thuiskooi. Videoanalyse werd handmatig uitgevoerd om gedragingen te identificeren die geassocieerd waren met fysiologische variaties.

De eerste twee habituatiesessies wekten een meer uitgesproken stressreactie op, gekenmerkt door een verhoogde hartslag (HR) (tussen 400 en 500 bpm) en ademhalingsfrequentie (RespR) gedurende het eerste uur na het aanbrengen van de apparatuur. Deze perioden van hoge fysiologische activatie vielen samen met intense exploratieve activiteit (snuiven, frequent rechtop staan) en verzorgingsgedrag, zoals waargenomen via de camera. Omgekeerd wordt verwacht dat het eerder beschreven habituatieprotocol van 3–5 dagen, mits correct uitgevoerd, deze initiële stimulatie zal verminderen.

Op de derde dag van gewenning keerden de HR en RespR sneller terug naar hun basiswaarden, waarbij ze ongeveer 35 min na het aanmeten stabiliseerden op respectievelijk circa 350 bpm en 100 brpm.

figure-results-2
Figuur 7: Fysiologische stabilisatie over opeenvolgende habituatiedagen (Stap 4). De panelen tonen (A) de hartslag (HR; bpm), (B) de ademhalingsfrequentie (RespR; brpm) en (C) het activiteitsniveau (AL; mG) tijdens de stabilisatie van 1u na het aanmeten van het telemetriejasje. Gegevens werden verzameld over 5 opeenvolgende habituatiedagen (n=4; mannetjes, onafhankelijke cohort). Gegevens worden weergegeven als gemiddelde ± SEM, berekend elke 5 min. Vette lijnen markeren de eerste habituatiedag (paarse cirkelvormige markeringen) en de laatste habituatiedag (groene driehoekige markeringen). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

De resultaten werden verkregen in twee experimentele groepen van acht ratten die de habituatieprocedure op de loopband succesvol hadden voltooid. Deze dieren werden opgenomen in twee onafhankelijke experimenten die door verschillende onderzoekers werden uitgevoerd. In de eerste groep (Groep 1; blauwe lijnen) slaagden alle dieren erin om met het jasje tot een snelheid van 30 cm.s-1 te lopen, waarbij 7 van de 8 dieren de hoogste snelheid van 40 cm.s-1 voltooiden zonder het maximale aantal elektrische schokken te bereiken. Daarentegen moesten in de tweede groep (Groep 2; oranje lijnen) 7 van de 8 dieren worden gestopt bij 20 cm.s-1 omdat zij het humane ethische eindpuntcriterium van 10 elektrische schokken hadden bereikt.

Figuur 8 toont individuele voorbeelden uit de twee groepen. Het trainingsprotocol voor Rat 0 werd voortijdig beëindigd. De herstelperiode begon toen de loopband werd stopgezet, wat gebeurde voordat het dier de snelheidsetappe van 20 cm.s-1 kon voltooien. Omgekeerd voltooide Rat 1 het trainingsprotocol succesvol, waarbij een graduele fysiologische adaptatie zichtbaar was na een initiële stijging bij de start van de oefening op de loopband. Deze adaptatie werd gekenmerkt door een progressieve toename van de HR (Figuur 8A), RespR (Figuur 8B) en AL (Figuur 8C) gedurende de verschillende snelheidsetappes, waarbij de verhoogde fysiologische activiteit werd vastgehouden tot de succesvolle voltooiing van de etappe van 40 cm.s-1. Na het stopzetten van de loopband begon de herstelfase, gekenmerkt door een daling van de HR (Figuur 8A), RespR (Figuur 8B) en AL (Figuur 8C), die progressief terugkeerden naar de basiswaarden.

figure-results-3
Figuur 8: Individuele fysiologische reacties tijdens het driehoekige trainingsprotocol (Stap 6). De panelen tonen (A) de hartslag (HR; bpm), (B) de ademhalingsfrequentie (RespR; brpm), en (C) het activiteitsniveau (AL; mG) voor twee proefdieren: Rat 1 (mannetje), die de fase van maximale snelheid voltooide, wat duidt op een correcte training, en Rat 0 (mannetje), die de activiteit staakte bij de fasesnelheid van 20 cm.s-1. Doorgetrokken lijnen geven perioden aan waarin het dier rende, terwijl stippellijnen de herstelperiode na het stoppen van de loopbandactiviteit vertegenwoordigen. De warming-up verwijst naar de periode van 5 min bij 5 cm.s-1 na het opstarten van de loopband en vóór de eigenlijke start van de test. Gegevens zijn weergegeven als het gemiddelde berekend per 30 s. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Zoals gerapporteerd in Figuur 9, werden de nulmetingen voor groep 1 op de loopband vastgelegd als: HR bij 395±14 bpm, RespR bij 177±15 brpm en AL bij 15±2 mG. Het monitoringsapparaat mat een initiële fysiologische stijging als: HR (+26%, +101 bpm) (Figuur 9A), RespR (+46%, +82 brpm) (Figuur 9B) en AL (+1210%, +189 mG) (Figuur 9C), veroorzaakt door het begin van de loopband vergeleken met de nulmeting. Een door inspanning veroorzaakte fysiologische stijging bij 40 cm.s-1 werd gemeten voor groep 1: HR (+28%, +110 bpm) (Figuur 9A), RespR (+71%, +126 brpm) (Figuur 9B) en AL (+2839%, +443 mG) (Figuur 9C) in vergelijking met BL. Vergelijkbare BL-waarden werden vastgelegd voor groep 2: HR bij 399±18 bpm, RespR bij 150±15 brpm en AL bij 11±3 mG. Het monitoringsapparaat mat een door inspanning veroorzaakte fysiologische stijging tot 20 cm.s-1 als: HR (+23%, +90 bpm), RespR (+81%, +122 brpm) en AL (+1555%, +171 mG) in vergelijking met de nulmeting. Waarden voor hogere snelheden worden voor deze groep niet vergeleken, aangezien slechts één dier deze snelheidstrappen bereikte (Figuur 9D).

Ondanks deze verschillen vertoonden beide groepen een grote initiële toename van HR, RespR en AL bij het begin van het loopbandgebruik, gevolgd door een progressieve en vergelijkbare toename van deze parameters naarmate de snelheid van de loopband toenam.

figure-results-4
Figuur 9: Fysiologische parameters en herstelprofielen over onafhankelijke experimentele groepen. De panelen tonen (A) de hartslag (HR; bpm), (B) de ademhalingsfrequentie (RespR; brpm), en (C) het activiteitsniveau (AL; mG) tijdens een geforceerde oefensnelheidsfase van het triangulaire protocol (Stap 6) en de daaropvolgende herstelfase. De gegevens worden weergegeven voor Groep 1 (blauw; n = 8 mannetjes) en Groep 2 (oranje; n = 8 mannetjes), verkregen uit twee onafhankelijke proeven uitgevoerd door verschillende experimentatoren op verschillende tijdstippen. (D) Het aantal dieren dat de snelheidsfase heeft voltooid. Gegevens worden weergegeven als gemiddelde ± SEM, behalve voor paneel D, waarin het aantal dieren wordt weergegeven. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussie

Dit protocol presenteert een eenvoudige en niet-invasieve methode voor het monitoren van de aanpassing van het cardiorespiratoire systeem bij knaagdieren tijdens een incrementele inspanningstest (IET)25. Deze benadering is bijzonder relevant, niet alleen voor het bestuderen van de inspanningsfysiologie, maar ook voor protocollen die gericht zijn op het onthullen van functionele veranderingen geïnduceerd door pathologische modellen die in rust mogelijk niet zichtbaar zijn2,3.

Hoewel het protocol is ontworpen voor een eenvoudige implementatie, moet er speciale aandacht worden besteed aan de selectie van de juiste jasmaat. De habituatiefasen aan de jas en de loopband zijn de meest kritieke stappen. Bovendien is het essentieel om de signaalkwaliteit te controleren voordat de opname begint. Om de betrouwbaarheid van de gegevens te waarborgen, kunnen deze verschillende punten aanpassing of probleemoplossing vereisen. Deze controlepunten worden hieronder gedetailleerd beschreven.

Verificatie van de pasvorm van de mantel

Als een dier erin slaagt om het jasje tijdens de habituatieperiode te verwijderen of ongemak vertoont, controleer dan de pasvorm opnieuw om er zeker van te zijn dat de juiste maat is gekozen, met verwijzing naar de maatadviezen van de fabrikant23. Als het dier wel voorzien kan worden van het jasje, maar er twijfels blijven bestaan over de pasvorm, probeer dan een vinger tussen het jasje en de schouder van het dier te steken om te controleren of de thoracische banden het lichaam van het dier niet overmatig samendrukken. Een vinger zou gemakkelijk moeten passen, en de stof moet zacht blijven wanneer het jasje voorzichtig wordt uitgerekt. Als het inbrengen van een vinger moeilijk is of als er overmatige druk van de stof wordt opgemerkt, verwijder dan het jasje, aangezien het dier waarschijnlijk wordt samengedrukt. Omgekeerd zal een jasje dat te groot is na het aanmeten niet lang op zijn plaats blijven zitten en is het voor het dier eenvoudig te verwijderen. Zelfs als een te groot jasje kan worden aangetrokken, zal het de neiging hebben om naar achteren te verschuiven, achter de schouderbladen. Als het jasje zelfs maar een beetje verschuift, kan het dier een poot door de buitenrand steken en uiteindelijk het gehele apparaat verwijderen.

Acclimatisatie & passen van het vest

De acclimatisatiefase is een cruciale stap om stress op de dag van het experiment te minimaliseren. Inderdaad kunnen zelfs niet-invasieve procedures of routinematige handelingen tijdelijke stressreacties opwekken26,27. De acclimatisatieperiode stelt zowel de dieren als de experimentatoren in staat om vertrouwd te raken met de procedure, en stelt de dieren in staat om zich geleidelijk aan te passen aan het extra gewicht van het telemetrieapparaat (ongeveer 15 g), wat minder dan 10% van het lichaamsgewicht van een volwassen rat binnen het aanbevolen gewichtsbereik vertegenwoordigt.

Hoewel in dit protocol een habituatieperiode van vijf dagen is gehanteerd, is dit een indicatieve duur die naar behoefte kan worden aangepast. De resultaten in Figuur 7A–C laten inderdaad zien dat de HR-, RespR- en AL-waarden die na 1 u stabilisatie werden geregistreerd, na drie dagen plateauden, wat eerdere studies ondersteunt17,19,21 die succesvol gebruikmaakten van een protocol van drie dagen. In elk geval moet het uitblijven van normalisatie van de hart- en ademhalingsfuncties tijdens een habituatiesessie worden beschouwd als een sterke indicator voor ongemak bij het dier en dus voor onvoldoende habituatie. Als een dergelijk fenomeen optreedt, ongeacht de pasvorm van het jasje, wordt sterk aanbevolen om de omgeving en huisvestingscondities van de ratten te controleren om potentiële stressoren te elimineren28,29. Bovendien is het essentieel om tijdelijk gedrag, zoals pogingen om aan de jasjes te knagen of de secretie van porfyrines (rode tranen), die primair worden geïnduceerd door blootstelling aan een onbekende situatie26, te onderscheiden van een aanhoudende onwil om het jasje te dragen, wat uitzonderlijk blijft. In het eerste geval zou de frequentie van dit gedrag moeten afnemen naarmate de habituatie vordert, wat wijst op de geleidelijke acceptatie van de procedure door het dier. In het tweede geval neemt de onwil om het jasje te dragen niet af en kan herhaalde blootstelling leiden tot negatieve bekrachtiging. In de experimenten die in dit artikel worden gepresenteerd, probeerde slechts één van de 16 ratten op de eerste dag van acclimatisatie aan het jasje te knagen, en dit gedrag werd in volgende sessies niet meer waargenomen. Hoewel alle dieren het jasje uiteindelijk tolereerden, blijft de mogelijkheid bestaan dat een specifiek individu consistent weigert het te dragen, waardoor uitsluiting noodzakelijk is.

Habituatie aan de loopband en triangulair protocol

Hoewel het voorgestelde habituatieprotocol wordt veelvuldig gebruikt30,31de contrasterende resultaten verkregen uit de twee afzonderlijke experimenten weerspiegelen de natuurlijke variabiliteit in individuele en cohort-responsen. Ondanks het ondergaan van dezelfde gestandaardiseerde habituatie, bereikte Groep 2 de ethische schoklimiet bij lagere snelheidstappen, wat wijst op een onvoldoende adaptatie om de beoogde exercisesnelheden te bereiken. Opvallend is dat de gemiddelde hartslag in Groep 2 hoger was dan in Groep 1 bij 20 cm.s⁻1 fase ondanks vergelijkbare baseline-waarden, wat kan wijzen op een verhoogde stressrespons, een lagere cardiovasculaire conditie of individuele variabiliteit; de beperkte steekproefomvang (n=1 in Groep 2 boven deze snelheid) sluit echter elke definitieve interpretatie uit. Dit onderstreept de noodzaak van continue monitoring tijdens de habituatie om het protocol dynamisch aan te passen en rekening te houden met omgevingsfactoren of cohortspecifieke kenmerken die bijdragen aan de inter-experimentele variabiliteit. Om een adequate voorbereiding te waarborgen, moeten de voortgang van elk dier en het aantal ontvangen schokken gedurende de periode van tien dagen worden bijgehouden tijdens de habituatieperiode. Dit maakt protocolaanpassingen mogelijk op basis van regelmatige herbeoordelingen van de individuele progressie richting de maximale doelsnelheden van de incrementele test. Ter algemene indicatie hebben dieren doorgaans de eerste twee tot drie sessies nodig om te wennen aan het lopen op de loopband bij lage snelheden (onder de 10–20 cm.s⁻¹).⁻1), voordat men geleidelijk hogere snelheden tolereert (20–30 cm.s⁻1) gedurende de tussenliggende sessies (dag 3 tot 6). Tegen de tijd van de laatste habituatiesessies zouden goed aangepaste dieren in staat moeten zijn om de doelsnelheid (ongeveer 40 cm.s⁻1) vóór dag 10 gedurende de volledige sessieduur, zonder de schoklimiet te bereiken. Een incrementele pre-test sessie wordt aanbevolen om te verifiëren of elk dier in staat is de doelsnelheid te bereiken. Deze stap dient als laatste controle om de habituatieperiode te kunnen verlengen voor dieren die deze niet naar behoren voltooien. Uiteindelijk is het cruciaal om ervoor te zorgen dat de habituatiesessies submaximaal blijven; ze mogen geen fysieke training vormen of de prestaties tijdens de daaropvolgende IET beïnvloeden.30,31In plaats van een methodologische fout vertegenwoordigt de opname van beide uitkomsten hier een bewuste keuze, aangezien het gebruikers een realistisch beeld geeft van de reeks reacties die in de praktijk verwacht kunnen worden. Dit protocol dient een dubbel doel: het acclimatiseren van de dieren aan de apparatuur en het identificeren van die dieren die niet in staat zijn de vereiste oefening uit te voeren. Hoewel 'non-runners' vaak niet worden vermeld in gepubliceerde rapporten, suggereert de literatuur dat meer dan 10% van de ratten de habituatie mogelijk niet voltooit.32Bijgevolg moeten deze individuen vroegtijdig worden geïdentificeerd en uit de studie worden gesloten. Gezien de mogelijkheid dat dieren worden uitgesloten vanwege zowel non-compliance op de loopband als het weigeren van het jasje, wordt aanbevolen om per cohort één of twee extra dieren op te nemen om een statistisch robuuste steekproefomvang te behouden.

Signaalkwaliteit

Een ander veelvoorkomend scenario bij het oplossen van problemen betreft het aanpakken van een slechte geregistreerde signaalkwaliteit (zoals geïllustreerd in Figuur 6, "representatieve resultaten"). Als de ECG-kwaliteit na 2–3 min (de tijd die nodig is voor de gel om een goed contact tussen de huid en de elektroden te vestigen) onvoldoende blijft, kunnen de volgende corrigerende maatregelen worden genomen: 1. Controleer op interferentie: Zorg ervoor dat er geen huidplooien, plooien in het jasje of teruggroei van vacht het contact met de elektroden hinderen. 2. Verbeter de geleidbaarheid: Masseer de huid boven de elektroden voorzichtig. Breng indien nodig extra geleidende gel direct aan op de zwarte stippen in het midden van de plakzijde van de elektroden. 3. Inspecteer de apparatuur: Onderzoek de elektroden en draden zorgvuldig op tekenen van beschadiging en overweeg de elektroden te vervangen als de signaalkwaliteit slecht blijft of als er duidelijke beschadiging zichtbaar is. Als het RIP-signaal ruis vertoont, controleer dan eerst de maat van het jasje en de integriteit van de intern ingenaaide sensoren. Als de maat onjuist is of de sensoren beschadigd zijn, moet het jasje worden vervangen, aangezien dit de enige effectieve oplossing is om de signaalkwaliteit te herstellen. De algehele signaalkwaliteit kan bij hogere snelheden afnemen vergeleken met baseline-opnames, als gevolg van bewegingsgeïnduceerde mechanische ruis die zich manifesteert als een toename van baseline-drift en bewegingsartefacten. De invloed van deze artefacten en de bijbehorende mitigatiestrategieën zijn elders uitvoerig beschreven21.

Deze studie maakt gebruik van een knaagdier-specifiek jasje voor multimodale fysiologische beoordeling (cardiaal, ventilatoir en actigrafie) tijdens incrementele inspanning op een loopband. Eerdere studies hebben aangetoond dat dit apparaat resultaten oplevert die vergelijkbaar zijn met invasieve methoden voor het beoordelen van de cardiale16,33,34 en ventilatoire15 functies, welke als de gouden standaard gelden. De meeste van deze invasieve methoden zijn echter over het algemeen incompatibel met inspanningsprotocollen die worden uitgevoerd bij vrij bewegende dieren. Alleen het gebruik van implanteerbare telemetriesensoren (zie voor een overzicht35) maakt dit type experiment mogelijk. Echter vereist het implanteren van deze sensoren uitgebreide chirurgie, wat het dierenwelzijn kan compromitteren door postoperatieve pijn, de locatie van chirurgische wonden of ongemak gerelateerd aan het volume van het apparaat, en uiteindelijk het fenotype of het vermogen van het dier om inspanning te leveren kan veranderen8,9,36. In deze context vormt het behoud van de fysieke integriteit van het dier tijdens het onderzoek een groot voordeel van deze methode. Bovendien maken gespecialiseerde metabole loopbanden de meting van zuurstofverbruik (figure-discussion-1) en koolstofdioxideproductie (figure-discussion-2) mogelijk, maar ze bieden geen directe functionele indices van de cardiale of respiratoire prestaties. Het externe telemetriesysteem dat in dit protocol wordt gebruikt is compatibel met deze apparatuur en vult dit hiaat effectief aan door de eindpunten te complementeren die via deze methodieken toegankelijk zijn. Ten slotte wordt de snelheid van de loopband vaak gebruikt als proxy voor het mechanische werk dat tijdens IET wordt verricht, maar de integratie van een accelerometer maakt directe meting van actigrafie mogelijk, waardoor rijkere gegevens over de activiteit van het dier worden verkregen en bewegingsanalyse mogelijk wordt die verder gaat dan eenvoudige loopsnelheid.

Naast de inspanningsfysiologie kan dit jasje-telemetriesysteem bredere toepassingen hebben in experimentele settings waarbij niet-chirurgische ambulante cardiorespiratoire monitoring vereist is. Na passende acclimatisatie zijn verlengde opnames tot 48 h geïmplementeerd33, waardoor perspectieven zijn geopend voor circadiane of slaapgerelateerde fysiologische studies, evenals voor longitudinale monitoringprotocollen. Naast het hier gepresenteerde inspanningsprotocol is deze technologie al toegepast in andere contexten, waaronder cardiovasculaire fenotypering in ziektemodellen, waarbij ECG-afgeleide parameters en hartslagvariabiliteit onlangs zijn gerapporteerd in ratmodellen van ischemische cardiomyopathie20 en van cardiovasculaire dysfunctie geassocieerd met chronische nierziekte37, wat de toepasbaarheid buiten acute inspanningssettings illustreert. Een dergelijke benadering kan ook van belang zijn voor andere preklinische toepassingen waarbij sprake is van spontane of uitgelokte activiteit, waaronder insult- of epilepsiemodellen, veiligheidsfarmacologische studies17,19 en monitoring van postoperatief herstel38. Hoewel deze toepassingen niet specifiek zijn geëvalueerd in de huidige studie, illustreren ze de veelzijdigheid en het translationele potentieel van dit niet-chirurgische monitoringsplatform. De huidige methode kent enkele beperkingen die in overweging moeten worden genomen. Ten eerste is het voorgestelde protocol generiek en ontworpen voor gezonde dieren. Daarom kunnen de pasvorm en tolerantie van het jasje variëren afhankelijk van de diergrootte, lichaamssamenstelling, ras, geslacht en fysiologische conditie, wat de toepasbaarheid bij zeer kleine, obese of zieke dieren potentieel kan beperken. Bovendien moeten onderzoekers die met specifieke modellen werken (bijv. obese dieren) het trainingsprogramma onafhankelijk van het meetsysteem aanpassen.

Het wordt sterk aanbevolen om een voorlopige test uit te voeren op een kleine cohort dieren om potentiële beperkingen grondig te evalueren voordat het hoofdexperiment wordt uitgevoerd. Er moet ook worden opgemerkt dat dit protocol is ontwikkeld met behulp van een eigen telemetry-systeem met jasje. Hoewel de hier beschreven algemene principes breed toepasbaar zijn, kunnen prestatiekenmerken zoals signaalkwaliteit, de pasvorm van het jasje en het formaat van de data-output verschillen van die van andere telemetry-platformen. Onderzoekers worden daarom aangemoedigd om hun specifieke systeem te valideren voordat zij het hoofdexperiment uitvoeren. Daarnaast, gezien de ethische en maatschappelijke aspecten van preklinisch onderzoek, kan het gebruik van een milde aversieve stimulus (elektrische stimulatie met lage intensiteit) om lichafsbeweging te controleren, zoals hier gepresenteerd, in twijfel worden getrokken. Ondanks toenemende regelgevende controle blijft deze aanpak de meest gebruikte methode. Zoals onlangs is beoordeeld door Okamoto et al.39, is het nog steeds de voorkeursoptie wanneer een precieze controle van de intensiteit en duur van de inspanning vereist is. Omgekeerd, wanneer strikte controle van de inspanning niet essentieel is, stellen sommige studies voor om elektrische stimulatie te vervangen door potentieel minder aversieve stimuli, waaronder perslucht, tactiele signalen of lawaai (zie voor een overzicht40). Op dezelfde manier is het gebruik van beloningsgebaseerde paradigma's als alternatief voor aversieve stimuli al meer dan een decennium onderzocht41; gestandaardiseerde inspanningsprotocollen die uitsluitend vertrouwen op positieve bekrachtiging zijn echter nog niet vastgesteld. De potentiële toepassingen van deze methode zijn aanzienlijk en beslaan zowel specifieke onderzoekcontexten als educatieve omgevingen. In onderzoekssettings is deze aanpak breed toepasbaar op studies die een gecontroleerd inspanningsprotocol vereisen om de cardiorespiratoire functie te beoordelen. De belangrijkste toepassingen zijn: i) het uitvoeren van inspanningstesten die vergelijkbaar zijn met die bij mensen om de adaptieve capaciteit van het cardiorespiratoire systeem in gezonde en pathologische toestanden nauwkeurig te evalueren; ii) het standaardiseren van trainings- of revalidatieprotocollen over verschillende diermodellen van experimentele ziekten; iii) het faciliteren van de longitudinale monitoring van de fysiologische effecten geïnduceerd door training of revalidatie over langere perioden; iv) het detecteren van fysiologische veranderingen, zoals die geassocieerd worden met hartfalen, die mogelijk niet zichtbaar zijn bij dieren in rust. Vanuit een pedagogisch perspectief biedt dit model aanzienlijke voordelen voor universitaire praktijktrainingen, waardoor het direct of indirect voldoet aan de 3R-principes4: "Refinement" (verfijning), "Reduction" (reductie) en "Replacement" (vervanging) bij het gebruik van dieren. Het bevordert "Refinement" door zijn volledig niet-invasieve aard, waardoor de fysieke integriteit van het dier behouden blijft, in tegenstelling tot traditionele methoden voor het bestuderen van de cardiorespiratoire fysiologie. Bovendien stelt een dergelijke multi-modale aanpak studenten in staat om de cardiale en respiratoire fysiologie met één enkel systeem tijdens één sessie te bestuderen, wat een geïntegreerde illustratie van fysiologische homeostase biedt. Dit draagt indirect bij aan een "Reduction" in het aantal dieren. In een educatieve context zou dit systeem ook "Replacement" kunnen ondersteunen door de creatie van realistische fysiologische databases mogelijk te maken ter aanvulling op praktijktrainingen en simulatiegebaseerd leren in het fysiologieonderwijs om een breed scala aan fysiologische scenario's te illustreren42. Voor educatieve doeleinden zijn de in dit protocol beschreven scenario's voor probleemoplossing bijzonder waardevol, omdat ze voorbeelden bieden afgeleid van praktijkexperimentele condities waarin interindividuele variabiliteit en technische uitdagingen kunnen worden geïllustreerd. Naarmate universiteiten het gebruik van dieren steeds vaker aanvullen of vervangen door simulatietools, is het relevant om toegang te hebben tot dergelijke voorbeelden. Daarnaast kan het verrijken van de fysiologische opnames met videodata verkregen tijdens het huidige protocol studenten voorzien van visuele context, inclusief voorbeelden van niet-responsieve dieren, waardoor de interpretatie en het leerproces worden verbeterd.

Openbaarmakingen

Timothé FLENET en Charles EYNARD zijn werknemers en aandeelhouders van ETISENSE SAS. Agathe CAMBIER is een werknemer van ETISENSE SAS. ETISENSE SAS is het bedrijf dat het in dit protocol gebruikte telemetry-jacketsysteem vervaardigt.

Dankbetuigingen

Deze resultaten zijn verkregen als onderdeel van het LEARN-project (23FC3R-001), dat werd ondersteund door een FC3R “Digital Tools”-beurs42. Deze financiële steun van de GIS FC3R, met middelen beheerd door Inserm, ondersteunde de ontwikkeling van een digitaal platform voor het hoger onderwijs gewijd aan experimentele fysiologie.

Generatieve AI is gebruikt voor taalbewerking en optimalisatie van het manuscript om de duidelijkheid en leesbaarheid te verbeteren. De auteurs hebben de output naar behoefte beoordeeld en bewerkt en dragen de volledige verantwoordelijkheid voor de uiteindelijke inhoud van het manuscript.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Fisheye-camera 6 MPXReolink, Hong Kong, ChinaFE-WGebruikt om de dieren tijdens de habituatie te observeren.
TrimmerAesculap Schermaschinen, Suhl, GermanyClipper Aesculap Exacta GT416Gebruikt voor ontharing. Een alternatieve trimmer met netsnoer of op batterijen met een trimcapaciteit van 0,1 mm is geschikt.
Computer met webbrowserAlle leveranciersN/AGebruikt om de telemetriesoftware te openen en video's op te nemen. Elke computer met een recente webbrowser kan worden gebruikt.
Wegwerp adhesieve oppervlakkige ECG-elektrodenETISENSE, Lyon, FranceELEC-R-1PAIROppervlakkige Ag/AgCl-elektroden om onder het jasje te plaatsen voor ECG-registratie. 
ECG-contactgel ASEPT INMED, QUINT-FONSEGRIVES, FranceUni Gel ECG, 251005Gebruikt om het contact en de hechting van de ECG-elektroden te verbeteren. Elke ECG-contactgel kan worden gebruikt.
GasnarcosestationTEM SEGA, Saint-Médard-en-Jalles, FrancePortico veterinary gas anesthesia station with ISOTEC 3 evaporatorGebruikt voor de anesthesie van het dier tijdens het trimmen van het haar. Elk gelijkwaardig narcosestation voor knaagdieren kan worden gebruikt.
GaasAlle leveranciersN/AGebruikt om het getrimde gebied na het reinigen te drogen. Elk steriel of niet-steriel absorberend gaas is geschikt.
Geïnstrumenteerd jasje ETISENSE, Lyon, FranceJKT-RAT-T1Telemetriejasje met respiratoire sensoren, gebruikt om de elektroden en de zender op hun plaats te houden. Beschikbaar in verschillende maten afhankelijk van het gewicht en de stam van de dieren; raadpleeg de selectietabellen van de fabrikant voor de juiste maatkeuze23.
Intraveneuze katheter zonder naaldTERUMO, Laguna, PhilippinesSURFLO 22G 0,85x25 SR+OX2225C1Gebruikt voor nauwkeurige applicatie van de gel. Kan worden hergebruikt. Elke gelijkwaardige combinatie van spuit en katheter kan worden gebruikt.
IsofluraanVirbac, Santé Animale, FranceVetflurane, 401346Veterinaire formulering van isofluraan gebruikt voor gasnarcose tijdens het trimmen van het haar (1,5–5% in 20% zuurstof en lucht). Elk ander gelijkwaardig veterinair isofluraan kan worden gebruikt. Gebruik volgens lokale regelgeving.
Jasje-passysteem ETISENSE, Lyon, FranceFTUB-R-BDOptionele tool, gebruikt om het aanpassen van het jasje aan het dier met minimale fixatie te vergemakkelijken.
Gemotoriseerde loopband BIOSEB, Vitrolles, FranceBX-TMEnkelvoudige of meervoudige gemotoriseerde loopband die elektrische schokken van 0,2 mA afgeeft.
Permanente inktmarkerAlle leveranciersN/AGebruikt om de staart te markeren voor individuele identificatie van het dier. Elke niet-toxische, waterdichte permanente marker is geschikt.
Oppervlakte-desinfectiemiddelFranklab, Montigny le Bretonneux, FranceFB Spray, 10515Gebruikt om de hardware na gebruik te reinigen. Elk alcoholvrij oppervlakte-desinfectiemiddel kan worden gebruikt.
Spuit zonder naald (1 of 5 mL)BD, Pont-de-Claix, FranceBD Plastipak,303172Gebruikt voor nauwkeurige applicatie van de gel. Kan worden hergebruikt. Elke gelijkwaardige combinatie van spuit en katheter kan worden gebruikt.
TelemetriesoftwareETISENSE, Lyon, FranceLASA software v2.17 or later versionWebgebaseerde software voor de acquisitie en analyse van fysiologische gegevens.
Telemetriesysteem voor acquisitie van fysiologische gegevensETISENSE, Lyon, FranceDECRO systems : SYS-NANOACQ4, SYS-S2, SYS-S1 or equivalent Beschikbaar in verschillende configuraties afhankelijk van het aantal dieren.
Telemetriezender en batterijpakket voor acquisitie van fysiologische gegevensETISENSE, Lyon, FranceEMET-HD-ACQ-REVGTelemetriezender voor de registratie van ECG, respiratoire signalen en 3D-acceleratie, met een oplaadbare batterij (12 uur continue batterijduur). 
VideoregistratiesoftwareReolink, Hong Kong, ChinaReolink Client v8.17.6 or later versionGebruikt om de video op te nemen. Windows- of Mac-versie beschikbaar.

Referenties

  1. Yan Z, et al. Cardiac effects of treadmill running at different intensities in a rat model. Front Physiol. 2021;12:774681.
  2. Kuczmarski JM, Unrath K, Thomas GD. Exaggerated cardiovascular responses to treadmill running in rats with peripheral arterial insufficiency. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2018;314(1).
  3. Dellavechia-De-Carvalho C, Rebelo MA, De-Moraes C, Papoti M. Aerobic capacity evaluation of Sprague Dawley rats in treadmill running: comparison between protocols. Braz J Med Biol Res. 2025;58.
  4. Russell W, Burch R. The principles of humane experimental technique. Methuen & Co. Ltd.; London; 1959.
  5. Hoymann HG. Lung function measurements in rodents in safety pharmacology studies. Front Pharmacol. 2012;3:156.
  6. Kramer K, Kinter LB. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol Genomics. 2003;13(3):197-205.
  7. Brown MB, et al. Novel assessment of haemodynamic kinetics with acute exercise in a rat model of pulmonary arterial hypertension. Exp Physiol. 2015;100(6):742-754.
  8. Hale E, et al. The rat telemetry assay and venous catheter access buttons for use in cardiovascular safety pharmacology assessments - surgical methods, refinements and colony maintenance. J Pharmacol Toxicol Methods. 2024;127:107517.
  9. Schuler B, et al. Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice. BMC Vet Res. 2009;5:28.
  10. Amrani A-IE, et al. Jacketed external telemetry in the guinea-pig. Toxicol Lett. 2012;211.
  11. Zeng T, Mott C, Mollicone D, Sanford LD. Automated determination of wakefulness and sleep in rats based on non-invasively acquired measures of movement and respiratory activity. J Neurosci Methods. 2012;204(2):276-287.
  12. Cotur Y, et al. Bioinspired stretchable transducer for wearable continuous monitoring of respiratory patterns in humans and animals. Adv Mater. 2022;34(33):2203310.
  13. Chui RW, et al. Assessment of two external telemetry systems (PhysioJacketTM and JETTM) in beagle dogs with telemetry implants. J Pharmacol Toxicol Methods. 2009;60(1):58-68.
  14. Authier S, et al. Safety pharmacology investigations in toxicology studies: an industry survey. J Pharmacol Toxicol Methods. 2013;68(1):44-51.
  15. Flenet T, et al. High-resolution respiratory inductive plethysmography in rats: validation in anesthetized conditions. Physiol Meas. 2017;38(7):1362-1372.
  16. Fontecave-Jallon J, et al. Inductive plethysmography in rats: towards a new standard for longitudinal non-invasive cardiac output monitoring in preclinical studies. Physiol Meas. 2018;39(9):095006.
  17. Fares R, et al. Non-invasive jacketed telemetry in socially housed rats for a combined assessment of respiratory system, electrocardiogram and activity using the DECRO system. J Pharmacol Toxicol Methods. 2022;117:107195.
  18. Penard L, et al. Implementation of cardiorespiratory monitoring in the juvenile minipig using a noninvasive jacketed telemetry system. Birth Defects Res. 2021;113(10):806.
  19. Fares R, Champeroux P. Simultaneous assessment of central nervous and respiratory systems using jacketed telemetry in socially housed rats: application of the 3Rs principles in core battery safety pharmacology studies. J Pharmacol Toxicol Methods. 2023;121:107268.
  20. Detrait M, et al. Cardiac sympathetic denervation mitigated ischemic cardiomyopathy progression in a rat model of sleep apnea. J Am Heart Assoc. 2025;14(11).
  21. Tanguy S, et al. Jacketed telemetry in rats: a novel non-invasive method for cardiorespiratory phenotyping during treadmill exercise. Lab Anim. 2025;59(2):215-225.
  22. Fares RP, Boire A, Eynard C, Flenet T. Simultaneous non-invasive telemetric electrocardiogram and respiratory measurement with a connected jacket (DECRO system) in rats. Research Square. 2020:10.21203/rs.3.pex-860/v1.
  23. ETISENSE. DECRO - Rat jacket specification and size selection. Lyon: ETISENSE; 2026:https://support.etisense.com/portal/en/kb/articles/rat-table-selection-of-jackets.
  24. ETISENSE. DECRO - How to start and stop a data acquisition. Lyon: ETISENSE; 2026:https://support.etisense.com/portal/en/kb/articles/make-and-stop-a-data-acquisition.
  25. Qin F, et al. Maximum oxygen consumption and quantification of exercise intensity in untrained male Wistar rats. Sci Rep. 2020;10(1):11520.
  26. Mason G, et al. Non-invasively assessing disturbance and stress in laboratory rats by scoring chromodacryorrhoea. Altern Lab Anim. 2004;32(1 Suppl):153-159.
  27. Delaunois A, Dedoncker P, Hanon E, Guyaux M. Repeated assessment of cardiovascular and respiratory functions using combined telemetry and whole-body plethysmography in the rat. J Pharmacol Toxicol Methods. 2009;60(2):117-129.
  28. National Research Council Committee on Recognition and Alleviation of Distress in Laboratory Animals. Recognition and alleviation of distress in laboratory animals. National Academies Press; Washington, DC; 2008.
  29. Conour LA, Murray KA, Brown MJ. Preparation of animals for research--issues to consider for rodents and rabbits. ILAR J. 2006;47(4):283-293.
  30. Reboul C, et al. Cardiac remodeling and functional adaptations consecutive to altitude training in rats: implications for sea level aerobic performance. J Appl Physiol. 2005;98(1):83-92.
  31. Goret L, et al. Training does not affect the alteration in pulmonary artery vasoreactivity in pulmonary hypertensive rats. Eur J Pharmacol. 2005;527(1-3):121-128.
  32. Garrigos D, et al. A handful of details to ensure the experimental reproducibility on the forced running wheel in rodents: a systematic review. Front Endocrinol. 2021;12:638261.
  33. Scorrano F, Stuber N, Dreessen K, Cordier V. Evaluation of a new telemetry jacket system for rats. Lab Anim. 2022;56(1):155.
  34. Fontana-Pires L, et al. Continuous non-invasive extraction of hemodynamic variables from thoracocardiographic signals using the ensemble averaging technique: validation in anesthetized rats without ventilatory support. Physiol Meas. 2025;46(12):125002.
  35. Laske TG, Garshelis DL, Iles TL, Iaizzo PA. An engineering perspective on the development and evolution of implantable cardiac monitors in free-living animals. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 2021;376(1830):20200217.
  36. Helwig BG, Ward JA, Blaha MD, Leon LR. Effect of intraperitoneal radiotelemetry instrumentation on voluntary wheel running and surgical recovery in mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 2012;51(5):600-608.
  37. Soulie M, et al. Altered ECG parameters with loss of cardiac variability and prolonged QTc in a non-diabetic chronic kidney disease rat model. Arch Cardiovasc Dis. 2024;117(6-7).
  38. Cambier A, et al. Refining the implementation of surgical protocols: benefits of non-invasive cardiorespiratory monitoring in rat. Lab Anim. 2022;56(1):152.
  39. Okamoto M, Hata T, Hiraga T, Soya H. Treadmill running model for rodents as a translational approach based on human physiological responses. In: Soya H, editor. Exercise Brain Stimulation for Cognitive Function and Mental Health. Singapore: Springer Nature Singapore; 2025.
  40. Poole DC, et al. Guidelines for animal exercise and training protocols for cardiovascular studies. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2020;318(5).
  41. Fantegrossi WE, Xiao WR, Zimmerman SM. Novel technology for modulating locomotor activity as an operant response in the mouse: implications for neuroscience studies involving exercise in rodents. J Neurosci Methods. 2013;212(2):338-343.
  42. FC3R. Digital tools - Call for project FC3R - LEARN (L3Rn) (23FC3R-001): development of an innovative platform for teaching experimental physiology in higher education. France: FC3R; 2024:https://www.fc3r.com/en/digital-tools-3-2023.html.

Herprints en machtigingen

Tags

Looppandtrainingrattenfysiologiehartslagmonitoringademhalingsfrequentielocomotorische activiteitniet-invasieve monitoringfysiologische acclimatisatiedierenwelzijn

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.