Dissectie en isolatie van de dorsale wortelganglia van de muis

Samenvatting

Dorsale wortelganglia (DRG) bevatten primaire sensorische neuroncellen en geven perifere sensorische signalen door aan het ruggenmerg. Dit protocol beschrijft een methode voor de dissectie van de DRG bij muizen die gestandaardiseerde isolatie van structureel intacte ganglia, anatomische segmentale identificatie, intuïtieve begeleiding voor beginnende gebruikers en verminderde procedurele weefselbeschadiging ondersteunt.

Samenvatting

Dorsale wortelganglia (DRG), die de cellichamen van primaire sensorische neuronen bevatten, dienen als cruciale relaisstructuren voor de overdracht van sensorische signalen van perifere weefsels naar het ruggenmerg. Ze spelen essentiële rollen in studies naar pijn, zenuwbeschadiging en neurodegeneratieve ziekten. De verwerving van intact DRG-weefsel is cruciaal voor het onderzoeken van de functionele eigenschappen, moleculaire expressie en pathologische veranderingen van sensorische neuronen. Door hun kleine omvang en diepe ligging binnen het wervelkanaal vormen nauwkeurige identificatie en isolatie van DRG echter aanzienlijke technische uitdagingen. In deze studie ontwikkelden we een gestandaardiseerd protocol voor de isolatie van muis-DRG. Deze methode geeft een gedetailleerde beschrijving van de anatomische lokalisatie van DRG, de blootstelling van het wervelkanaal en de belangrijkste stappen die betrokken zijn bij de isolatie van ganglionen. De gehele procedure wordt geïllustreerd met representatieve beelden en video-opnames. Deze benadering ondersteunt de verwerving van structureel intacte DRG met anatomische begeleiding voor segmentale identificatie en is geschikt voor H&E-kleuring en immunofluorescentieanalyse. In vergelijking met eerdere DRG-dissectiemethoden maakt deze methode gestandaardiseerde terugvinding van segmentaal geïdentificeerde ganglia mogelijk, biedt intuïtieve anatomische begeleiding voor beginnende gebruikers en vermindert het procedurele weefselletsel.

Inleiding

Dorsale wortelganglia (DRG), die de cellichamen van primaire sensorische neuronen bevatten, zijn essentiële structuren voor het verzenden van perifere sensorische signalen—waaronder mechanische, thermische en nociceptieve prikkels—naar het ruggenmerg ^1,2,3. Hoewel er momenteel hoogwaardige bronnen beschikbaar zijn die DRG beschrijven, is gedetailleerde procedurele richtlijnen nog steeds nodig om nauwkeurige identificatie en isolatie van DRG van thoracale naar sacrale segmenten binnen één exemplaar te ondersteunen, terwijl het risico op DRG-schade tijdens weefselverzameling wordt geminimaliseerd.

DRG-neuronen zijn belangrijke componenten van het perifere sensorische pad. Hun axonen splitsen zich, waarbij de ene tak zich uitstrekt tot in perifere weefsels en de andere uitsteekt in de dorsale hoorn van het ruggenmerg, en zo een cruciale rol speelt bij pijntransmissie, zenuwletsel, ontstekingsreacties en de pathogenese van diverse neurologische aandoeningen⁴. Daarnaast heeft DRG veel aandacht getrokken op onderzoeksgebieden zoals zenuwletselherstel, mechanismen van chronische pijn, sensorische neuronplasticiteit en neuro-immuunregulatie ^5,6. Een breed scala aan experimentele studies vereist intact DRG-weefsel voor toepassingen zoals immunohistochemische kleuring, RNA-sequencinganalyse, primaire neuronale kweek en elektrofysiologische studies⁷. Daarom is de verwerving van structureel intact en nauwkeurig segment-geïdentificeerd DRG-weefsel fundamenteel voor studies van sensorische neurale circuits, neuronale moleculaire eigenschappen en pathologische veranderingen.

DRG bevinden zich nabij de intervertebrale foramina en zijn via de dorsale wortels verbonden met het ruggenmerg. Door hun kleine omvang, het omsluiten van benige structuren en de complexiteit van de omliggende anatomie, brengt intacte isolatie aanzienlijke technische uitdagingen met zich mee. Daarnaast verhoogt het ontbreken van duidelijke anatomische herkenningspunten en gestandaardiseerde procedures het risico op structurele schade of segmentale verkeerde identificatie tijdens weefselverzameling.

In vergelijking met bestaande DRG-dissectiemethoden van de muis heeft de in deze studie vastgestelde methode verschillende voordelen. Ten eerste vereisen eerder gerapporteerde schimmel-DRG-isolatiemethoden doorgaans het verwijderen van de wervelkolom van het dier, gevolgd door segmentatie en het openen van de geïsoleerde stekel in de middenlijn, waarna de DRG worden gedissectiereerd uit de intervertebrale foramina. Tijdens dit proces kan doorsnijden van de wervelkolom en herhaald snijden gemakkelijk mechanische schade aan de DRG veroorzaken en ook leiden tot het weglaten van bepaalde segmenten of onduidelijke segmentidentificatie⁸. Daarentegen wordt onze methode direct in situ in de muis uitgevoerd, zonder voorafgaande isolatie of doorsnijding van de wervelkolom, waardoor het risico op DRG-verlies tijdens weefselverzameling wordt verminderd. Gedurende de procedure worden de instrumenten voornamelijk toegepast op de benige structuren en bindweefsels rondom de DRG, in plaats van direct het ganglion zelf vast te grijpen of te trekken, waardoor de integriteit behouden blijft.

Ten tweede missen bestaande methoden vaak duidelijke, stabiele anatomische herkenningspunten om verschillende DRG-segmenten te identificeren. Omdat de zenuwen die met de DRG verbonden zijn vaak worden doorgesneden tijdens het verwijderen van de wervelkolom, wordt het moeilijk om de segmentale oorsprong van individuele DRG nauwkeurig te bepalen op basis van zenuwverloop en vertakkingspatronen. Daarentegen wordt onze methode direct in situ in de muis uitgevoerd en behoudt daarmee de natuurlijke anatomische relaties tussen de DRG, de verbonden zenuwen en de omliggende structuren, waardoor verschillende DRG-segmenten kunnen worden geïdentificeerd op basis van zenuwverbindingen en lokale anatomische herkenningspunten. Wij stellen het gebruik van de morfologische kenmerken van L2 en L3 voor als belangrijke anatomische referentiepunten, samen met de anatomische relatie tussen L3–L5 en de ischiaszenuw, gevolgd door sequentiële identificatie van aangrenzende segmenten in zowel de rostrale als de caudale richting.

Bovendien biedt deze methode een relatief systematische beschrijving van de belangrijkste stappen, waaronder blootstelling van de wervelkolom en het wervelkanaal, het openen van het wervelkanaal met daaropvolgende blootstelling van het ruggenmerg, blootstelling van de DRG, en stereomicroscoopgeleide lokalisatie en dissectie. De workflow is duidelijk en de anatomische mijlpalen zijn goed gedefinieerd, wat de procedurele standaardisatie en reproduceerbaarheid kan verbeteren, vooral voor beginners. De met deze methode verkregen DRG behoudt een goede weefselintegriteit en is daarom goed geschikt voor downstream-analyses, waaronder immunofluorescentie en H&E-kleuring.

In deze studie hebben we een gestandaardiseerde dissectie- en isolatiemethode voor muis-DRG vastgesteld en schematische illustraties geleverd voor anatomische lokalisatie, samen met representatieve beelden en videodocumentatie van de bemonsteringsprocedure. Deze methode ondersteunt isolatie van DRG van het thoracale tot het sacrale niveau in één exemplaar, terwijl het risico op DRG-schade tijdens weefselverzameling wordt verminderd.

Protocol

Alle dierproeven werden uitgevoerd in strikte overeenstemming met het protocol dat is goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee van het Shanghai East Hospital. De in deze studie beschreven dissectieprocedures werden uitgevoerd met volwassen C57BL/6 muizen (man of vrouw, 12 weken oud, 25–30 g). Figuur 1 toont de dissectie-instrumenten die in dit protocol worden gebruikt.

1. Voorbereiding

OPMERKING: Voor perfusie-gefixeerde monsters moet passende beschermingsmaatregelen worden genomen om blootstelling aan het fixatiemiddel te voorkomen. Voer de dissectie uit in een dampkap of op een goed geventileerde bank, en draag gedurende de hele procedure passende persoonlijke beschermingsmiddelen, waaronder handschoenen, beschermende kleding en veiligheidsbril.

1. Houd de muizen onder een 12 uur licht/12 uur donkercyclus bij een omgevingstemperatuur van ongeveer 24 °C en een relatieve luchtvochtigheid van 55%, met ad libitum toegang tot voedsel en water.
2. Voordat de dissectie begint, euthanaseer de muis in een kooldioxidekamer totdat de ademhaling volledig is gestopt. Bevestig de dood, plaats het dier vervolgens in rugligging op een dissectiebord en zet de ledematen vast met spelden om een stabiele houding te behouden.
3. Spuit de vacht over het thoracoabdominale gebied met 70% ethanol om haarbesmetting te verminderen en een schoon operatieveld te behouden.
4. Gebruik een schaar om de huid langs de middenlijn van de thorax en buik te openen. Verleng de incisie craniaal langs de ventrale middenlijn om de thoracale kooi volledig bloot te leggen. Verhoog het onderste uiteinde van het borstbeen en snijd de thoracale wand langs beide zijden van de ribboog, zodat de thoracale holte wordt geopend en het hart blootgelegd wordt. Verwijder indien nodig een deel van het borstbeen en de ribben om een duidelijk zicht op het hart te krijgen.
5. Maak een kleine incisie in het rechteratrium met een schaar om een uitlaatklep voor bloed te creëren en te laten doorbloeden. Vul een 20 mL spuit met voorgekoelde PBS (4 °C) en steek de naald langzaam in de linker hartkamer nabij de apex van het hart. Stabiliseer de naald en voorkom dat je door de ventrikelwand gaat.
6. De perfusie koelde PBS langzaam en gelijkmatig af totdat de lever bleek wordt, de uitstroom vrij is en het grootste deel van het bloed is weggespoeld. Vervang vervolgens de PBS door 20 mL voorgekoelde 4% paraformaldehyde (4 °C) en ga door met de perfusie in een langzaam, gelijkmatig tempo totdat de ledematen stijf worden, de staart krult en het weefsel verandert van rood naar bleek, wat aangeeft dat de fixatie grotendeels voltooid is.
7. Na de perfusie haal je de naald eruit, verwijder je eventueel restvloeistof uit de thoracale holte en begin je direct met weefselverzameling. Als ongefixeerd weefsel nodig is voor downstream analyses, perfuseer dan alleen met voorgekoeld PBS en laat de 4% paraformaldehydefixatiestap weg.
   OPMERKING: Houd gedurende de procedure een langzame, gelijkmatige en gelijkmatige perfusiesnelheid aan om hartruptuur of weefselzwelling door overmatige druk te voorkomen. Voer al deze procedures uit bij kamertemperatuur.

2. DRG en aangrenzende zenuwen (Figuur 2)

1. Blootstelling van de wervelkolom en het wervelkanaal (3–5 min)
   1. Plaats de muis in de buikligging en zet hem vast op de dissectieplank. Maak een longitudinale incisie langs de middenlijn van de dorsale huid met een schaar, waarbij de incisie van de staart naar de nek wordt verlengd.
   2. Gebruik een schaar om de dorsale huid van het onderliggende bindweefsel te scheiden en de huid aan beide zijden lateraal te reflecteren om de dorsale spieren volledig bloot te leggen. Veeg het haar dat aan het oppervlak van het bindweefsel kleeft weg met absorberend papier, of spoel het operatieveld af met zoutoplossing om het operatiegebied schoon te houden.
   3. Inceer de dorsale spieren en het bindweefsel langs beide zijden van de wervelkolom in de longitudinaal om de wervelstructuren volledig bloot te leggen.
      OPMERKING: Voorkom dat de schaar te diep in de thoracale of buikholte doordringt tijdens het insnijden van het dorsale weefsel, omdat dit gevolgen kan hebben voor latere dissectieprocedures.
   4. Maak voorzichtig het bindweefsel en de resterende spieren die de wervelkolom bedekken schoon met een botrongeur. Als restweefsel de visualisatie verstoort, knip het dan met een schaar indien nodig om volledige blootstelling van de wervelkolom te bereiken. Vervolgens snijd je de halswervels van de rugzijde door met een schaar om het schedeluiteinde van de wervelkolom van het hoofd los te maken en de volgende stappen te faciliteren.
2. Open het wervelkanaal en leg het ruggenmerg bloot (Figuur 3; 8–10 min).
   1. Steek microgebogen schaar in het wervelkanaal op cervixniveau en knip langs beide zijden van de laminae om het kanaal te openen.
      OPMERKING: Let erop dat je tijdens de ingreep letsel aan het ruggenmerg voorkomt.
   2. Verwijder de dorsale laminae om geleidelijk het dorsale deel van het ruggenmerg bloot te leggen.
   3. Blijf de dorsale laminae langs de lengteas van de wervelkolom afknippen met een microgebogen schaar, waarbij je geleidelijk loopt van de thoracale naar de sacrale regio om het dorsale deel van het ruggenmerg volledig bloot te leggen.
3. Blootstelling van de DRG (Figuur 4; 8–10 min)
   1. Nadat het dorsale oppervlak van het ruggenmerg volledig is blootgelegd, gebruik je een bonrongeur om de wervelkanaalstructuren voorzichtig lateraal aan beide zijden te openen en wissel je de manipulatie af tussen de linker- en rechterkant.
   2. Zodra het wervelkanaal aan beide zijden volledig is gescheiden, observeer je de DRG binnen de intervertebrale foramina onder een stereomicroscoop.
4. Identificatie van de DRG (Figuur 5; 8–10 min)
   1. Zodra het wervelkanaal volledig aan beide zijden is gereflecteerd en het ruggenmerg volledig is blootgesteld, wordt de bundels van de dorsale wortelzenuwen die uit het dorsale oppervlak van het ruggenmerg ontstaan onder een stereomicroscoop onderzocht. Volg de dorsale wortels lateraal en identificeer de DRG nabij de intervertebrale foramina als ovale of ovale structuren.
   2. Bevestig tijdens de identificatie dat de DRG zich bevindt op het grensvlak tussen de dorsale wortel van de spinale zenuw en het tussenwervelforamen, en merk op dat het als een bilateral paar is gerangschikt bij elk spinale segment. Identificeer de DRG als een ganglion gevormd door de cellichamen van sensorische neuronen, waarbij één zijde de dorsale hoorn van het ruggenmerg binnengaat en de andere zijde in perifere weefsels uitsteekt.
   3. Gebruik een stereomicroscoop om de DRG te identificeren als een vaag geel of grijs-wit, licht gezwollen structuur met een vollere vorm en relatief duidelijke grenzen.
5. Voer segmentale identificatie en dissectie van de DRG uit (Figuur 6; 8–10 min)
   1. Gebruik microchirurgische tangen onder een stereomicroscoop om het bundel van de dorsale wortelzenuw voorzichtig te verhogen en zo volledige blootstelling van de vastzittende DRG te bereiken.
   2. Gebruik de volgende kenmerken om de segmentale identiteit van de DRG te bepalen: geef DRG die verbonden is met meervoudig vertakte zenuwvezels (>2 takken) aan als L2 en meer craniale DRG's, en wijs DRG aan die verbonden is met gesplitste zenuwvezels (slechts twee takken) aan als L3 en meer caudale DRG's. Identificeer vervolgens de overige DRG-segmenten achtereenvolgens boven en onder volgens de locaties van de intervertebrale foramina.
      OPMERKING: De zenuwvezels die ontstaan uit de L3–L5 DRG smelten samen tot de ischiaszenuw.
   3. Gebruik microchirurgische gebogen schaar of microchirurgische tang om zorgvuldig het bindweefsel en de zenuwvezels rondom de DRG te scheiden en het ganglion geleidelijk los te maken van zijn aanhechtingen aan de weefsels rond het tussenwervelforamen.
   4. Snijd de vezels van de dorsale wortelzenuw die de DRG met het ruggenmerg verbinden door, en snijd tegelijkertijd de zenuwbundel door die zich uitstrekt naar de periferie om het ganglion te isoleren.
   5. Isoleer de DRG zorgvuldig met microchirurgische tang. Als langdurige conservering en daaropvolgende immunofluorescentieanalyse nodig zijn, plaats je de geïsoleerde DRG onmiddellijk in een 0,5 mL centrifugebuis met 4% paraformaldehyde en fixeer het weefsel gedurende 3 uur. Na fixatie was je het weefsel 3 × 5 minuten met 0,1 M PBS (hoofdcomponenten: NaCl, KCl, Na2HPO4 en KH2PO4), en plaats je het weefsel in een 30% sucroseoplossing voor uitdroging totdat het naar de bodem zakt. Tot slot inbedden we het weefsel in OCT en bewaren ze bij −80 °C voor langdurige conservering.

3. Bevestig de ganglioncomponenten.

1. Resultaten van H&E-kleuring (Figuur 7)
   1. Fixeer de geïsoleerde DRG onmiddellijk in een conventionele histologische fixatief, bijvoorbeeld 4% paraformaldehyde. Na fixatie spoelt u het weefsel af in 0,1 M fosfaatbuffer, voeren zij dehydratatie, verwijdering en paraffine-inbedding uit volgens standaard histologische procedures, en bereiden we 4–6 μm weefselsecties voor voor latere kleuringsanalyse.
   2. Voer hematoxyline- en eosinekleuring (H&E) uit op de secties om de algehele structuur en cellulaire morfologie van de DRG te evalueren. Gebruik de gekleurde secties om de cellulaire componenten en weefselorganisatie van het ganglion te identificeren en om de kwaliteit van de geoogste DRG te bepalen.
   3. Onderzoek de door H&E gekleurde secties onder een microscoop en bevestig dat de DRG voornamelijk bestaat uit talrijke sensorische neuronale cellichamen. Identificeer neuronen met grote, ronde tot ovale somata en observeer hun duidelijk zichtbare kernen evenals de prominente nucleoli die in sommige neuronen aanwezig zijn. Bevestig ook de aanwezigheid van nauw aangesloten satellietgliacellen die de neuronen omringen in een karakteristieke ringachtige opstelling.
   4. Onderzoek het binnenste van het ganglion en identificeer de zenuwvezelbundels en bindweefselsepta om te bevestigen dat de algehele weefselstructuur intact en duidelijk georganiseerd is. Controleer of de cellulaire grenzen goed gedefinieerd zijn en dat er geen duidelijke weefselverstoring of structurele ontregeling aanwezig is.
   5. Bevestig succesvolle DRG-isolatie op H&E-kleuring door de aanwezigheid van behouden algehele structuur, goed gedefinieerde cellulaire morfologie en geen zichtbare mechanische schade. Detecteer monsterschade door verstoorde cellulaire architectuur, onduidelijke weefselmarges of lokale weefselvernietiging te observeren die ontstaat tijdens dissectie of verwerking. Gebruik deze H&E-bevindingen als praktische basis voor het evalueren van de kwaliteit van DRG-verzameling en de integriteit van het weefsel.
2. TUBB3 immunofluorescentiekleuringsresultaten (Figuur 8)
   1. Fixeer de geïsoleerde DRG direct in 4% paraformaldehyde gedurende 3 uur. Zodra de fixatie voltooid is, spoel je het tissue drie keer af met 0,1 M PBS, met 5 minuten per was. Vervolgens plaats je het weefsel in een 30% sucroseoplossing totdat het onderaan is neergedaald, word het in OCT ingebed en wordt bevroren secties gesneden op 8–12 μm voor downstream immunofluorescentiekleuring.
   2. Verwarm de secties tot kamertemperatuur, spoel ze 3 × 5 minuten af in PBS en voer antigeenextractie uit met een Tris-EDTA antigeenextractieoplossing. Laat de stukken natuurlijk afkoelen tot kamertemperatuur, was ze opnieuw 3 × 5 minuten met PBS en blokkeer met 5% BSA gedurende 30–60 minuten op kamertemperatuur. Na de blokkeringsstap breng je het fluorofor-gelabelde TUBB3 primaire antilichaam aan en incubeer je de secties een nacht bij 4 °C. De volgende dag was je de secties drie keer met PBS, kleur je de kernen met DAPI, monteer je de secties en maak je beelden met een fluorescentiemicroscoop.
   3. Inspecteer de DRG-secties en controleer dat goed bewaarde exemplaren een duidelijke ganglionomlijn, intacte weefselstructuur en een ordelijke cellulaire indeling vertonen. Observeer TUBB3-immunofluorescentie voornamelijk in sensorische neuronale cellichamen en zenuwvezels om de algehele neuronale verdeling binnen het ganglion te definiëren. Gebruik DAPI-tegenkleuring om de grotere TUBB3-positieve cellen als sensorische neuronen te identificeren, en merk op dat de kleine DAPI-positieve kernen rond deze cellen een morfologisch patroon vertonen dat overeenkomt met satellietgliale celkernen. Identificeer dissectie- of verwerkingsgerelateerde schade door verstoorde weefselcontinuïteit, onregelmatige TUBB3-signaallokalisatie, slecht gedefinieerde neuronale morfologie of focale toename van achtergrondsignaal.
   4. Pas TUBB3 immunofluorescentiekleuring toe als aanvullende indicator van de integriteit van het DRG-weefsel. Succesvolle DRG-isolatie herkennen aan de aanwezigheid van een bewaard gebleven ganglionomlijn, duidelijke fluorescentiesignalen in sensorische neuronale cellen en zenuwvezels, duidelijke cellulaire morfologie en minimale achtergrondkleuring.

Resultaten

Succesvolle DRG-isolatie vereist behoud van de integriteit van het ganglion, zonder duidelijke compressie, verplettering of scheuren. Tilt voorzichtig de lateraal verbonden zenuwvezels op, maak het ganglion geleidelijk los van het omliggende weefsel en snijd de verbonden zenuwvezels pas door nadat het ganglion volledig is gemobiliseerd, zodat het intact kan worden verwijderd. Vermijd directe tractie op het ganglionlichaam met instrumenten tijdens de ingreep. Na isolatie moet de oorspronk...

Discussie

DRG, als sleutelcomponenten van het perifere sensorische zenuwstelsel, spelen een cruciale rol bij het doorgeven van mechanische, thermische en nociceptieve sensorische informatie naar het centrale zenuwstelsel ^9,10,11. DRG-neuronen vertonen een karakteristieke pseudo-unipolaire morfologie, waarbij het ene proces zich uitstrekt naar perifere weefsels en het andere projecteert in de dorsale hoorn...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
0,5 mL centrifugebuisje	Niet gespecificeerd	Niet gespecificeerd	Gebruikt voor vaste DRG-opslag
20 mL spuit	Niet gespecificeerd	Niet gespecificeerd	Gebruikt voor hartperfusie
30% sucrose-oplossing	Niet gespecificeerd	Niet gespecificeerd	Gebruikt voor weefseldrogering vóór OCT-inbedding
4% paraformaldehyde	Servicebio	G1101
5% BSA	Solarbio	SW3015
70% ethanol	Niet gespecificeerd	Niet gespecificeerd	Gebruikt om haarcontaminatie te verminderen vóór dissectie
Absorbeerd papier	Niet gespecificeerd	Niet gespecificeerd	Gebruikt om haar uit bindweefsel te verwijderen
Volwassen C57BL/6 muizen	Vital River	Niet gespecificeerd	mannetje of vrouwtje; 12 weken oud; 25–30 g
Alexa Fluor 488-geconjugeerd geit anti-konijn IgG	Servicebio	GB25303
Anti-TUBB3-antilichaam	Proteintech	CL488-66375	Gebruikt voor TUBB3-immunofluorescence
Kooldioxidekamer	Niet gespecificeerd	Niet gespecificeerd	Gebruikt voor euthanasie
DAPI	Servicebio	G1012
Dissectiebord	Niet gespecificeerd	Niet gespecificeerd	Gebruikt om de muis tijdens dissectie vast te zetten
Fluorescentiemicroscoop	Niet gespecificeerd	Niet gespecificeerd	Gebruikt voor het beeldvormen van immunofluorescence-gekleurde secties
Friedman-Pearson bottangen	RWD	S21022-14	Geëxtraheerd uit manuscript: bottang (RWD, S21022-14)
H&E-kleuringsoplossingskit	Servicebio	G1005
Microchirurgische gebogen schaar	ASSI	SDCT16R8	Geëxtraheerd uit manuscript: micro gebogen schaar (ASSI, SDCT16R8)
Microchirurgische pincetten	Fine Science Tools	11254-20	Geëxtraheerd uit manuscript: microchirurgische pincetten (FST, 11254-20)
OCT-compound	Sakura Finetek	Nr. 4583
PBS	Servicebio	G2156
Pinnen	Niet gespecificeerd	Niet gespecificeerd	Gebruikt om ledematen op het dissectiebord vast te zetten
Fysiologisch zout	Niet gespecificeerd	Niet gespecificeerd	Gebruikt om het operatieveld te spoelen
Schaar	Fine Science Tools	14060-09	Geëxtraheerd uit manuscript: schaar (FST, 14060-09)
Stereomicroscoop	Leica Microsystems, Wetzlar, Duitsland	10447197	Geëxtraheerd uit manuscript: stereomicroscoop (Leica, 10447197)
Tris-EDTA antigeenretrievaloplossing	Solarbio	C1038