Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Fabricage van een verticaal gestapeld dentine-pulpa complex organ-on-a-chip-apparaat met behulp van een menselijke dentineschijf

110 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/71713

⸱

14 augustus 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Center of Excellence in Physics and Engineering in Health, Universidad de La Frontera, 2Faculty of Dentistry, Universidad de La Frontera, 3Master in Dentistry Program, Faculty of Dentistry, Universidad de La Frontera, 4Center for Science and Technology of Valparaíso (CCTVal), Universidad Técnica Federico Santa María, 5Scientific and Technological Bioresource Nucleus (BIOREN), Universidad de La Frontera, 6Department of Chemical Engineering, Faculty of Engineering and Sciences, Universidad de La Frontera

In dit artikel

Samenvatting

Om de fabricage en assemblage te beschrijven van een verticaal gestapeld organ-on-a-chip-apparaat van het dentine-pulpa-complex, bestaande uit een menselijke dentineschijf en via fotolithografie vervaardigde microkanalen, gevolgd door het zaaien en kweken van dentinale pulpa-stamcellen.

Samenvatting

Conventionele preklinische modellen die in tandheelkundig onderzoek worden gebruikt, waaronder diermodellen en statische celkweken, vertonen belangrijke beperkingen bij het reproduceren van de fysiologische omstandigheden van de dentine-pulpa-interface en het voorspellen van menselijke biologische reacties op tandheelkundige biomaterialen. Organ-on-a-chip (OoC)-technologie biedt een alternatieve benadering door de recreatie van weefselspecifieke micro-omgevingen binnen gecontroleerde microfluïdische systemen mogelijk te maken. Dit manuscript beschrijft een stap-voor-stap protocol voor de fabricage en assemblage van een dentine-pulpa-complex OoC-apparaat, waarbij een menselijke dentineschijf is geïntegreerd in een drie-laags polydimethylsiloxaan (PDMS) microfluïdisch platform. Het protocol omvat de preparatie van de dentineschijf, de fabricage van microgestructureerde mallen middels fotolithografie, het gieten en uitharden van PDMS, plasma-ondersteunde laagbinding, de assemblage van het apparaat, lektesten en het zaaien van tandpulpa-stamcellen onder statische kweekcondities. Kritische fabricageparameters die de prestaties van het apparaat beïnvloeden worden besproken, waaronder de controle van de PDMS-laagdikte, plasmasurfacebehandeling en de integratie van de dentineschijf binnen het apparaat om lekkage te minimaliseren. Celadhesie en levensvatbaarheid binnen het apparaat werden geëvalueerd met behulp van scanning elektronenmicroscopie en confocale live/dead-kleuring. Representatieve resultaten tonen een succesvolle integratie van de dentineschijf binnen de microfluïdische assemblage, het behoud van lekvrije condities en de adhesie van levensvatbare tandpulpa-stamcellen aan het dentine-oppervlak. Dit protocol biedt een reproduceerbare benadering voor de fabricage van een dentine-pulpa-complex OoC-platform dat toekomstige studies naar cellulaire reacties op tandheelkundige biomaterialen en micro-omgevingsstimuli kan ondersteunen.

Inleiding

Dierproeven zijn al lange tijd instrumenteel geweest bij het verbeteren van het begrip van pathologische en fysiologische processen en hebben een centrale rol gespeeld in de vroege stadia van geneesmiddelenontwikkeling1. In de loop van de 20e eeuw is de menselijke levensverwachting aanzienlijk toegenomen, en hoewel het niet mogelijk is om precies te kwantificeren in welke mate deze verbetering uitsluitend aan dieronderzoek kan worden toegeschreven, wordt algemeen erkend dat veel hedendaagse medische behandelingen zijn ontwikkeld of gevalideerd met behulp van diermodellen2. Opvallende voorbeelden zijn de ontwikkeling van vaccins tegen poliomyelitis, mazelen en hepatitis B, de evaluatie van de veiligheid en werkzaamheid van penicilline en de productie van insuline. Op het gebied van onderzoek naar tandheelkundige materialen en biomaterialen zijn deze modellen cruciaal geweest voor het onderzoeken van het cariësproces, de biologie en regeneratie van het dentine-pulpa complex en de fysiopathologie van de parodontale weefsels3,4.

Ondanks het uitgebreide gebruik van deze methodologieën blijven de huidige trajecten voor geneesmiddelenontwikkeling hoge faalpercentages vertonen, waarbij veel kandidaat-geneesmiddelen tijdens klinische studies falen ondanks het aantonen van werkzaamheid en veiligheid in preklinische laboratoriumsettings en diermodellen5. Deze discrepantie wordt in verband gebracht met interspeciesverschillen die de translationele voorspellende waarde van diermodellen kunnen beperken vanwege anatomische, genetische en fysiologische verschillen tussen soorten6. Daarnaast blijft de ontwikkeling van nieuwe therapeutische benaderingen tijdrovend en kostbaar7. Bovendien maken conventionele in vitro-modellen voornamelijk gebruik van simplistische tweedimensionale (2D) monolaagculturen op niet-fysiologische plastic substraten, waardoor ze er niet in slagen de biochemische en fysieke signalen, cel-celinteracties en extracellulaire matrix (ECM)-signalering die aanwezig zijn in de menselijke mondholte te reproduceren8,9. Hoewel 2D-modellen bepaalde experimentele voordelen bieden, zijn ze inherent niet in staat om de complexe interacties te reproduceren die gelijktijdig optreden tussen meerdere componenten, zoals biofilms, biomaterialen, dentine en pulpacellen10. Bijgevolg is er een toenemende belangstelling voor de ontwikkeling van alternatieve experimentele platforms die in staat zijn om menselijke biologische reacties nauwkeuriger te reproduceren. In 2022 hief de FDA Modernization Act 2.0 de verplichte eis voor dierproeven in het proces voor de goedkeuring van geneesmiddelen op en erkende het potentiële gebruik van alternatieve platforms, waaronder organ-on-a-chip (OoC)-technologieën, in preklinisch onderzoek11.

Een OoC is een microfluïdisch apparaat dat is ontworpen om de structuur, functie en micro-omgeving van een specifiek orgaan of weefselcomponent te repliceren12. Deze apparaten zijn bevolkt met levende cellen en weefsels die zijn gekweekt in technisch ontworpen microkanalen die belangrijke aspecten van de fysiologische micro-omgeving nabootsen waaraan cellen van nature worden blootgesteld. Naast structurele nabootsing maken microkanalen spatiotemporele controle over de cellulaire omgeving mogelijk en ondersteunen ze het behoud van weefselspecifieke functies, waardoor experimentele condities worden geboden die nauwer kunnen aansluiten bij de in vivo fysiologie dan conventionele cultuursystemen12. Bijzonder relevant is dat microkanalen in OoC-apparaten de gecontroleerde stroming van cultuurmedium faciliteren, wat schuifspanning uitoefent op de aanwezige cellen13. Deze mechanische stimuli beïnvloeden cellulaire responsen, waaronder adhesie, proliferatie, migratie, genexpressie en cel-celinteracties14,15. Daarnaast draagt een continue mediumstroom bij aan het behoud van de micro-omgeving door de toevoer van nutriënten en de verwijdering van metabolische afvalproducten16. Bovendien is er gemeld dat sommige OoC-platforms, vergeleken met conventionele 2D-culturen, een verbeterde controle ondersteunen van read-outs gerelateerd aan oxidatieve stress, waaronder intracellulaire reactieve zuurstofspecies en celviabiliteit, in driedimensionale (3D) on-chip modellen17. OoC-systemen zijn daarom naar voren gekomen als veelbelovende platforms voor het bestuderen van weefselfysiologie, biomateriaalinteracties en ziekteprocessen onder gecontroleerde experimentele condities18. In het tandheelkundig onderzoek is OoC-technologie stapsgewijs toegepast om steeds complexere interfaces van oraal weefsel te modelleren19. Vroege tooth-on-a-chip-platforms emuleerden de interface tussen biomateriaal, dentine en pulpa20, terwijl geavanceerdere iteraties sindsdien vasculatuur en trigeminale innervatie hebben geïntegreerd om de structurele en functionele complexiteit van het pulpa-dentinecomplex getrouwer te repliceren21. Naast de pulpa hebben 3D-modellen van onvolgroeide wortelkanalen de evaluatie mogelijk gemaakt van endodontische irrigatiemiddelen en angiogeen sprouting van stamcellen uit de apicale papil22,23. Op parodontaal niveau zijn gum-on-a-chip-platforms ingezet om gastheer-microbe-interacties te onderzoeken en het immunomodulerende potentieel van probiotica als therapeutische middelen te evalueren24, terwijl periodontal ligament-on-chip-apparaten hebben aangetoond hoe interstitiële vloeistofstroom de vorming van het vasculaire netwerk en de osteogene differentiatie van periodontal ligament stamcel-sferoïden moduleert25,26. Ter aanvulling op deze modellen hebben gespecialiseerde oral mucosa-on-a-chip en dental implant-on-a-chip-systemen de scope van tandheelkundig microfluïdisch onderzoek verder verbreed door gastheer-materiaalinteracties en de cytotoxiciteit van tandheelkundige monomeren onder fysiologisch relevante condities te karakteriseren27,28.

Hoewel OoC-systemen in toenemende mate worden toegepast in het tandheelkundig, oraal en craniofaciaal onderzoek, blijven voortdurende inspanningen voor de standaardisatie en reproduceerbaarheid van fabricageworkflows van groot belang. In de literatuur zijn verschillende tooth-on-a-chip-modellen beschreven20,29,30,31, waarin verschillende apparaatconfiguraties en experimentele toepassingen worden aangetoond. Variaties in apparaatarchitectuur, fabricagemethoden, de integratie van dentine en de rapportage van experimentele parameters kunnen echter de reproduceerbaarheid en directe vergelijking tussen studies beperken. In het bijzonder kunnen verschillen in de geometrie van de microkanalen, strategieën voor dentine-integratie en fabricagebenaderingen de biologische en mechanische micro-omgeving binnen het apparaat beïnvloeden. Sommige beschreven modellen bevatten dentine om aspecten van de dentine-pulpa-interface te reproduceren20,29,30, terwijl andere alternatieve configuraties gebruiken31. Bovendien bieden fabricagemethoden zoals fotolithografie, lasersnijden, micromilling en 3D-printen elk specifieke voordelen en beperkingen, afhankelijk van het beoogde ontwerp en de toepassing van het apparaat. Verder is de architecturale oriëntatie van het apparaat een kritieke bepalende factor voor het biologisch nut, specifiek of de kanalen en de dentinesnede in een horizontale of verticale configuratie zijn gerangschikt19,32. Bij horizontaal gestapelde configuraties vergemakkelijken compartimenten die naast elkaar zijn geplaatst de laterale compartimentering en real-time visualisatie van cellen, waardoor ze bijzonder geschikt zijn voor het modelleren van weefsels met een inherent laterale ruimtelijke organisatie, zoals het parodontale complex24,32. Dit ontwerp is echter inherent beperkt in zijn vermogen om loodrechte biologische interfaces te recreëren, zoals het biomateriaal-dentine-pulpa-complex, aangezien de laterale rangschikking van compartimenten de in vivo oriëntatie van de dentinebarrière tussen de caviteit en de pulpa niet getrouw repliceert20,32. Verticaal gestapelde configuraties adresseren deze beperkingen door twee compartimenten langs de y-as over elkaar heen te plaatsen, gescheiden door een native dentinesnede, wat de gelijktijdige kwantificering van moleculair transport door intacte dentine en real-time monitoring van pulpcelresponsen gemeten in het uitstroommedium mogelijk maakt30. Een erkende beperking van deze oriëntatie betreft echter de dwarsdoorsnedebeelding van de dentine-celinterface, aangezien het verkrijgen van dwarsdoorsnedebeelden van de dentine-celinterface binnen hetzelfde brandvlak technisch uitdagender blijft dan in horizontaal gestapelde configuraties, waarbij cellen en extracellulaire matrices lateraal zijn gerangschikt. Hoewel er in de literatuur meerdere modellen van het dentine-pulpa-complex-on-a-chip zijn beschreven, hanteert de meerderheid een horizontaal gestapelde configuratie waarin compartimenten naast elkaar in hetzelfde vlak zijn gerangschikt10,20,21,29, terwijl er relatief weinig zijn die een native dentinesnede binnen een verticaal gestapelde configuratie hebben geïntegreerd30. Desondanks blijven variaties in fabricagebenaderingen en rapportageparameters tussen deze modellen de reproduceerbaarheid en vergelijkingen tussen studies beperken33. Het huidige manuscript streeft ernaar de methodologische reproduceerbaarheid te verbeteren door een gedetailleerd fabricageprotocol te bieden voor een verticaal gestapeld tooth-on-a-chip-apparaat, om zo een bredere adoptie van het platform binnen de tandheelkundige onderzoeksgemeenschap te faciliteren.

Dit manuscript beschrijft een stapsgewijs fabricage- en assemblageprotocol voor een verticaal gestapeld dentine-pulpacomplex OoC-apparaat, waarbij een menselijke dentineschijf is geïntegreerd in een microfluïdisch platform van drie lagen polydimethylsiloxaan (PDMS), vervaardigd met behulp van een via fotolithografie geproduceerde mal. Het protocol beschrijft daarnaast het zaaien en kweken van dentale pulpastamcellen binnen het apparaat onder statische condities.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De studie werd uitgevoerd in overeenstemming met de Verklaring van Helsinki en is goedgekeurd door de Ethische Commissie van de Universidad de La Frontera voor studies met menselijke monsters.

1. Verkrijging van dentineschijfjes

OPMERKING: Bereid het ontwerp van het apparaat voor voordat u aan het protocol begint (Figuur 1A–1C).

  1. Verzamelen en bewaren van tanden
    1. Verzamel gezonde menselijke molaren of premolaren na het verkrijgen van geïnformeerde toestemming van de patiënt.
    2. Bewaar alle monsters in een 0,5% chloramine-oplossing bij 4°C om dehydratatie van het dentine en denaturatie van eiwitten te voorkomen.
    3. Vervang de chloramine-oplossing eenmaal per week tijdens de bewaring.
  2. Preparatie van dentineschijfjes
    1. Zaag elke tand horizontaal door op het middelste derde deel van de kroon met een hogesnelheidsboormachine die werkt op 350.000 rpm en is uitgerust met een cilindrische diamantboor (1 mm diameter; korrelgrootte 100–150 µm).
    2. Voer het zagen uit onder continue waterirrigatie van ongeveer 50 mL/min.
    3. Positioneer de doorsnede op het middelste derde deel van de kroon om de pulpakamer en het glazuur bij de occlusale groeven en fissuren te vermijden, zodat een schijfje wordt verkregen dat hoofdzakelijk uit dentineweefsel bestaat.
      WAARSCHUWING: Voer het zagen van de tand uit onder continue irrigatie en draag geschikte persoonlijke beschermingsmiddelen, waaronder handschoenen, een masker en een beschermbril.
  3. Afwerking van dentineschijfjes
    1. Polijst het dentineschijfje met behulp van afwerkingsschijfjes met opeenvolgend afnemende korrelgrootte.
    2. Ga door met polijsten tot een uiteindelijke dentinedikte van ongeveer 0,8 mm (±± 0,3 mm) en laterale afmetingen van ongeveer 5 mm × 5 mm (±± 0,3 mm) zijn bereikt (Figuur 1D).
  4. Bewaren van dentineschijfjes
    1. Bewaar de geprepareerde dentineschijfjes in een 0,5% chloramine-oplossing bij 4°C tot de assemblage van het OoC-apparaat.

Schema van de assemblage van het microfluïdische apparaat; fabricatiestappen met pincet, ponsgereedschap, vloeistofkanalisering.
Figuur 1: Ontwerp- en fabricatieworkflow van het dentine-pulpa-complex organ-on-a-chip (OoC) apparaat. (A) Driedimensionaal ontwerp van het apparaat waarop de drielaagse architectuur te zien is. (B) Bovenaanzicht van het ontwerp van het apparaat met de belangrijkste afmetingen. (C) Zijaanzicht van de drielaagse configuratie van het apparaat. (D) Representatieve dentineschijf geprepareerd met een geschatte dikte van 0,8 mm en laterale afmetingen van ongeveer 5 mm × 5 mm. (E) Silicium mastermold gefabriceerd via fotolithografie en gebruikt voor het gieten van de bovenste en onderste polydimethylsiloxaan (PDMS) lagen. (F) Verwijdering van een uitgeharde PDMS-laag uit de siliciummold na thermische polymerisatie. (G) Plasmabehandeling van het PDMS-oppervlak voorafgaand aan de laagbinding. (H) Definitief drielaags dentine-pulpa-complex OoC apparaat geassembleerd via plasmabinding en inclusief de dentine-interface. (I) Geassembleerd apparaat verbonden met slangetjes voor lektesten en voorbereiding op microfluïdische experimenten. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

2. Fabricage van het dentine-pulpa-complex OoC-apparaat

  1. Voorbereiding van de werkruimte en materialen
    1. Materialen en apparatuur klaarmaken
      1. Zorg dat alle materialen en apparatuur die in de Tabel met materialen staan, klaarstaan voordat u begint met de fabricage van het apparaat.
      2. Bereid de biopsietstansen voor vóór de assemblage van het apparaat.
      3. Voer alle fabricageprocedures uit in een schone, stofvrije omgeving.
      4. Draag gedurende de gehele fabricage en assemblage van het apparaat handschoenen, een veiligheidsbril en passende persoonlijke beschermingsmiddelen.
        OPMERKING: Bereid de via fotolithografie geproduceerde mal voor voordat u met het protocol begint (Figuur 1E).
  2. Fabricage van de microgestructureerde mal
    1. Voorbereiding van de siliciumwafer
      1. Fabriceer de mal op een 4-inch, aan één zijde gepolijste siliciumwafer (N-type, As-gedopeerd, CZ-groeimethode, <100> oriëntatie, 500 ±± 25 µm dikte, TTV ≤ 10 µm, BOW ≤ 35 µm, resistiviteit 0,001–0,005 Ω·cm).
      2. Reinig de wafer opeenvolgend in aceton, isopropanol en ultrapuur water gedurende elk 10 min onder ultrasone reiniging.
      3. Droog de wafer met perslucht.
      4. Bak de wafer 10 min bij 200°C op een warmteplaat om resterend vocht te verwijderen.
      5. Laat de wafer afkoelen tot kamertemperatuur (RT; 20°C–25°C).
    2. Oppervlakactivering en aanbrengen van de fotoresist
      1. Activeer het oppervlak van de siliciumwafer met een vacuümplasmareiniger die werkt met luchtplasma op niveau 7 gedurende 120 s.
      2. Breng GM 1060 epoxy-gebaseerde negatieve fotoresist aan via spincoating bij 300 rpm gedurende 10 s.
      3. Zet de spincoating voort bij 565 rpm gedurende 100 s en bij 965 rpm gedurende 1 s met een versnelling van 200 rpm/s.
      4. Laat de gecoate wafer 10 min rusten.
      5. Voer een pre-bake uit bij 65°C gedurende 10 min.
      6. Zet de pre-bake voort bij 95°C gedurende 1 u.
      7. Laat de wafer afkoelen tot RT.
    3. Belichting en ontwikkeling
      1. Belicht de fotoresist met een direct laserslitograafsysteem met een dosis van 1.950 mJ/cm2.
      2. Voer een post-bake uit bij 65°C gedurende 10 min.
      3. Zet de post-bake voort bij 95°C gedurende 30 min.
      4. Laat de wafer afkoelen tot RT.
      5. Laat de wafer 10 min rusten.
      6. Ontwikkel het patroon in PGMEA gedurende 4 min.
      7. Verleng de ontwikkeling in intervallen van 30 s als er nog resten van de fotoresist aanwezig zijn.
      8. Stop de ontwikkeling door te spoelen met isopropanol.
      9. Droog de wafer met perslucht.
    4. Hard bake
      1. Voer een hard bake uit bij 135°C gedurende 2 u.
      2. Verkrijg een microgestructureerde mastermal met microkanalen van 1 mm breed en 50 µm hoog.
  3. Bereiding en ontgassing van het PDMS-mengsel
    1. Bereiding van het PDMS-mengsel
      1. Meng de PDMS-basis en het uithardingsmiddel in een gewichtsverhouding van 10:1.
      2. Roer het mengsel handmatig met een glazen staaf in een plastic beker gedurende ongeveer 5 min.
      3. Hanteer langzame en continue cirkelvormige bewegingen tijdens het mengen.
        OPMERKING: Voorkom het introduceren van luchtbellen tijdens het mengen.
    2. Ontgassing
      1. Plaats het PDMS-mengsel in een vacuümdesiccator die is aangesloten op een vacuümpomp.
      2. Ontgas het mengsel bij ongeveer 700 mmHg gedurende 5 min.
      3. Laat het vacuüm kortstondig los om oppervlaktebellen te laten knappen.
      4. Pas het vacuüm opnieuw toe.
      5. Herhaal de cyclus totdat er geen zichtbare bellen meer aanwezig zijn.
        OPMERKING: De totale ontgassingstijd is doorgaans ongeveer 30 min.
  4. Gieten van PDMS op de mal
    1. Voorbereiding van de mal
      1. Plaats de mal op een vlak oppervlak.
      2. Reinig de mal met perslucht.
      3. Vermijd direct contact met het gepatroneerde oppervlak.
      4. Controleer of de mal vrij is van stof en contaminanten.
    2. Doseren van PDMS
      1. doseer ongeveer 8 g PDMS rond de dentineschijf om de dentine-inbeddingslaag te fabriceren.
      2. Pas de PDMS-hoogte aan zodat deze overeenkomt met de dikte van de dentineschijf (0,8 ±± 0,3 mm).
      3. Voorkom dat PDMS het dentine-oppervlak bedekt.
      4. doseer ongeveer 0,26 g PDMS per maleenheid om elke microkanaallaag te fabriceren.
      5. Tik voorzichtig tegen de mal of breng trillingen aan om het vullen van de microstructuren te vergemakkelijken.
      6. Laat het PDMS zakken in de kleinste structuren.
      7. Dek de mal af met een deksel of vlakke afdekking zonder het PDMS-oppervlak te raken.
        OPMERKING: De dentine-inbeddingslaag is ongeveer 0,8 mm dik en elke microkanaallaag is ongeveer 0,4 mm dik, wat resulteert in een totale apparaatdikte van ongeveer 1,6 mm.
        OPMERKING: Pas de laagdikte aan op basis van de werkafstand van het confocale objectief wanneer confocale beeldvorming is gepland.
  5. Uitharding
    1. Plaats de mallen in een oven bij 50°C.
    2. Hard het PDMS uit gedurende 4 u.
  6. Verwijderen van de PDMS-lagen
    1. Verwijderen van uitgehard PDMS
      1. Pel de uitgeharde PDMS-lagen voorzichtig van de mal (Figuur 1F).
      2. Hanteer de PDMS-lagen voorzichtig om beschadiging van de microstructuren te voorkomen.
  7. Hechten van de PDMS-lagen en fabricage van in- en uitlaatpoorten
    1. Fabricage van in- en uitlaatpoorten
      1. Maak perforaties op de aangewezen in- en uitlaatlocaties met een 1 mm biopsietstans.
      2. Positioneer de zijde met het microkanaal naar boven tijdens het stansen.
        OPMERKING: Plaats de PDMS-laag op een snijmat om structurele schade te voorkomen.
      3. Maak twee perforaties in de bovenlaag die overeenkomen met het bovenste microkanaal.
    2. Reiniging van de PDMS-lagen
      1. Reinig de PDMS-lagen met isopropanol of ethanol.
      2. Verwijder resterende stofdeeltjes met steriele plakband.
      3. Controleer of alle hechtvlakken vrij zijn van contaminanten vóór de assemblage.
    3. Plasma-activering van PDMS-oppervlakken
      1. Positioneer de bovenste en middelste PDMS-lagen voor plasmabehandeling (Figuur 1G).
      2. Activeer de oppervlakken met een handbediende coronaplasma-behandelaar die werkt bij ongeveer 25 W met omgevingslucht als werkgas.
      3. Houd een werkafstand van ongeveer 1 mm aan tussen de plasmabron en het PDMS-oppervlak.
        WAARSCHUWING: Voer de plasmabehandeling uit onder passende ventilatie en vermijd directe blootstelling aan door plasma gegenereerd ozon.
      4. Activeer het plasmabehandelingsapparaat en laat het 5 s stabiliseren.
      5. Controleer de generatie van een uniforme plasmastraal vóór de behandeling.
      6. Behandel de bovenste PDMS-laag gedurende 10 s met een continue heen-en-weerse beweging van ongeveer 5 mm/s.
      7. Behandel de middelste PDMS-laag gedurende 10 s met dezelfde beweging en afstand.
      8. Pas vlak voor het hechten een aanvullende plasmabehandeling van 1 s toe op de bovenste laag.
    4. Hechten van de bovenste en middelste lagen
      1. Lijn het bovenste microkanaal direct na de plasmabehandeling uit met de dentineschijf.
      2. Hecht de bovenste en middelste lagen aan elkaar.
      3. Plaats de gehechte assemblage in een oven bij 75°C gedurende 5 min.
      4. Consolideer de hechting tijdens de incubatie.
        OPMERKING: De dentineschijf en het microkanaal zijn met het blote oog zichtbaar en kunnen zonder aanvullende uitlijningstools worden uitgelijnd.
    5. Fabricage van poorten voor het onderste microkanaal
      1. Stans twee perforaties die overeenkomen met het onderste microkanaal door de gehechte bovenste en middelste lagen.
      2. Voer het stansen gelijktijdig door beide lagen uit om de uitlijning te waarborgen.
        OPMERKING: Deze procedure genereert vier perforaties in de bovenlaag en twee perforaties in de middelste laag.
      3. Plaats de gehechte assemblage op een stevige snijmat vóór het stansen.
      4. Oefen in één beweging een gestage neerwaartse druk uit.
        OPMERKING: Vermijd rotatie- of zijwaartse krachten om het risico op delaminatie te minimaliseren.
      5. Verwijder resten van de perforatieplaatsen met pluisvrij steriel gaas bevochtigd met isopropanol.
      6. Inspecteer de perforaties en de omliggende gehechte gebieden onder adequate verlichting.
      7. Controleer op de afwezigheid van delaminatie, scheuren of onvolledige perforaties voordat u verder gaat.
    6. Hechten van de onderste laag
      1. Behandel de onderste laag met plasma zoals beschreven in stap 2.7.4.
      2. Lijn de in- en uitlaatpoorten van het onderste microkanaal uit met de perforaties in de bovenste en middelste lagen.
      3. Hecht de onderste laag om de assemblage van het apparaat te voltooien.
        OPMERKING: Markeer de in- en uitlaatlocaties op het externe oppervlak van de onderste laag vóór het hechten om de uitlijning te vergemakkelijken.
        OPMERKING: Plasmakamers kunnen een sterkere hechting bieden dan plasmapennen, zoals gemeld in de literatuur36.
        OPMERKING: Het voltooide apparaat bestaat uit een drielaags microfluïdisch platform met een dentine-interface (Figuur 1H). Het onderste dentine-oppervlak vertegenwoordigt de pulpzijde van het model, terwijl het bovenste dentine-oppervlak de coronale zijde vertegenwoordigt voor blootstelling aan dentale biomaterialen of bacteriële preparaten.
  8. Lektest van het microfluïdische apparaat
    1. Inspectie van het geassembleerde apparaat
      1. Inspecteer het geassembleerde apparaat op uitlijningsfouten.
      2. Inspecteer de assemblage op onvolledige hechting en zichtbare lekkage.
    2. Lektest
      1. Sluit 19G Luer-lock naalden aan op de inlaatpoorten (Figuur 1E).
      2. Sluit de naalden aan op de slang van de microfluïdische pomp.
      3. Druk de naaldhubs voorzichtig in de gestanste poorten voor een luchtdichte passing.
      4. Injecteer steriele PBS of kweekmedium met een stroomsnelheid van 10 µL/min.
      5. Houd de vloeistofstroom gedurende ten minste 5 min aan.
      6. Inspecteer alle gehechte interfaces, kanaalranden en randen van de dentineschijf tijdens de stroom.
      7. Observeer het apparaat onder adequate verlichting tijdens en na de injectie.
      8. Bevestig de afwezigheid van vloeistofophoping, vochtigheid of druppelvorming.
      9. Classificeer het apparaat als lekvrij als er geen lekkage wordt gedetecteerd.
      10. Verwerp apparaten die lekkage vertonen.
        OPMERKING: Voer een lektest uit op elk gefabriceerd apparaat vóór het inzaaien van cellen of experimenteel gebruik.
  9. Sterilisatie en opslag van het microfluïdische apparaat
    1. Sterilisatie
      1. Stel het bovenoppervlak van het geassembleerde apparaat 30 min bloot aan UV-licht (254 nm) in een laminaire flowkast.
      2. Stel het onderoppervlak nog eens 30 min bloot aan UV-licht.
      3. Spoel de microkanalen 20 min met 70% ethanol.
      4. Was de microkanalen drie keer met steriele PBS om resterende ethanol te verwijderen.
    2. Opslag
      1. Gebruik het gesteriliseerde apparaat onmiddellijk voor celkweekexperimenten.
      2. Bewaar het apparaat anders ondergedompeld in steriele PBS bij 4°C in een steriele container tot gebruik.
        ​WAARSCHUWING: Gebruik geen chloramine of andere desinfecterende oplossingen na assemblage van het apparaat, omdat PDMS deze verbindingen kan absorberen en de levensvatbaarheid van de cellen kan beïnvloeden.

3. Evaluatie van de adhesie en levensvatbaarheid van tandpulpopstamcellen

  1. Preconditionering van het dentinoppervlak
    1. Injecteer 10% EDTA in het apparaat.
    2. Handhaaf gedurende 15 min het contact tussen de EDTA-oplossing en het dentineoppervlak.
    3. Inject每 3 min 0,5 mL EDTA om de vloeistofstroom binnen het microkanaal te handhaven.
    4. Was de dentineschijf drie keer met ultrapuur water.
    5. Houd elke wasbeurt 5 min. aan.
      OPMERKING: Behandeling met EDTA verwijdert de smearlaag en legt dentinematrixeiwitten bloot.
      WAARSCHUWING: Hanteer EDTA-oplossingen met handschoenen en een beschermende bril om huid- en oogirritatie te voorkomen.
  2. Uitzaaien van dentale pulpstamcellen
    1. Expansie van dentale pulpa-stamcellen
      1. Zaai dentale pulpa-stamcellen uit in een T75-fles met een dichtheid van 1 × 106 cellen per kolf.
      2. Incubeer de cellen bij 37°C en 5% CO₂2 tot een confluentie van ongeveer 80% is bereikt.
      3. Los de cellen los met behulp van trypsine.
      4. Neutraliseer de trypsine met volledig kweekmedium.
      5. Centrifugeer de celsuspensie om een celpellet te verkrijgen.
      6. Beoordeel de celviabiliteit met behulp van trypaanblauw.
      7. Gebruik cel-suspensies met een levensvatbaarheid van ≥90%.
    2. Bereiding van de celsuspensie
      1. Bereid een voorverwarmde celstuspensie voor bij 37°C.
      2. Stel de celconcentratie in op 100.000 cellen/ml in volledig kweekmedium.
      3. Bereid een finaal suspensievolume van 1–2 mL.
        OPMERKING: Cellen bij passage 5 werden gebruikt in de huidige studie.
    3. Celuitplating
      1. Injecteer de celsuspensie in de inlaatpoort van het onderste microkanaal.
      2. Keer het apparaat om na het zaaien van de cellen
        OPMERKING: Omkering van het apparaat bevordert de sedimentatie van cellen richting het dentinoppervlak en verbetert de celadhesie.
    4. Incubatie
      1. Plaats het omgekeerde apparaat in een petrischaal.
      2. Voeg 1 mL kweekmedium toe aan de petrischaal om verdamping te minimaliseren.
      3. Incubeer het apparaat bij 37°C en 5% CO22 gedurende 24 u.
      4. Handhaaf statische kweekcondities gedurende de gehele incubatieperiode.
        OPMERKING: Dynamische stroomvalidatie is in de huidige studie niet uitgevoerd.
        OPMERKING: Het huidige protocol beschrijft statische kweekcondities voor de initiële validatie van het apparaat en de beoordeling van de celadhesie.
    5. Initiële validatie van het apparaat
      1. Evalueer celadhesie met behulp van scanning-elektronenmicroscopie.
      2. Verwijder de dentineschijf door het apparaat te demonteren vóór de analyse.
  3. Voorbereiding van monsters voor scanning-elektronenmicroscopie
    1. Terugwinning en wassen van monsters
      1. Demonteer het apparaat na 24 uur incubatie.
      2. Verwijder de dentineschijf en breng deze over naar een kweekplaat of Petrischaal.
      3. Plaats het met cellen gezaaide dentine-oppervlak naar boven gericht.
      4. Was de dentineschijf twee keer met 1 mL PBS.
    2. Fixatie
      1. Voeg 2 mL 2,5% glutaaraldehyde in 0,1 M Sorensen-fosfaatbuffer toe.
      2. Incubeer het monster 30 min bij kamertemperatuur.
        WAARSCHUWING: Glutaraldehyde is toxisch en kan irritatie aan de huid, ogen en luchtwegen veroorzaken. Voer fixatieprocedures uit in een chemische zuurkast terwijl u geschikte persoonlijke beschermingsmiddelen draagt.
    3. Wassen na fixatie
      1. Verwijder de glutaraldehydoplossing.
      2. Was de dentineschijf drie keer met ultrapuur gedestilleerd water bij kamertemperatuur.
    4. SEM-analyse
      1. Analyseer de monsters met behulp van een environmental scanning elektronenmicroscoop.
      2. Bedien de microscoop onder laag-vacuümomstandigheden (25 Pa).
      3. Gebruik een versnellingsspanning van 10,0 kV en een werkafstand van 7,0 mm.
      4. Verwerf beelden met behulp van de 3D-detectiemodus voor terugverstrooide elektronen (BSE-3D).
      5. Leg beelden vast bij een 200× vergroting (Figuur 2A).
  4. Evaluatie van de cellevensvatbaarheid via confocale microscopie
    1. Monstervoorbereiding
      1. Zaai en kweek de cellen zoals beschreven in stap 3.2.
      2. Incubeer het apparaat gedurende 24 u bij 37°C en 5% CO22.
      3. Demonteer het apparaat en leg het dentinoppervlak bloot.
      4. Breng de dentineschijf over naar een wellplaat met voorverwarmde HBSS+/+ aangevuld met Ca2+ en Mg2+.
    2. Wassen van de monsters
      1. Was de dentineschijf tweemaal met HBSS+/+.
      2. Verwijder residentieel serum en fenolrood vóór de kleuring.
        OPMERKING: Residu van serum en fenolrood kan de achtergrondautofluorescentie verhogen.
    3. Kleuring van levende cellen
      1. Bereid een verse werkoplossing van Calcein AM voor bij 2 µM in HBSS+/+.
      2. Voeg voldoende kleuringsoplossing toe om het dentinoppervlak volledig te bedekken.
      3. Incubeer het monster gedurende 20 min bij 37°C in het donker.
      4. Verwijder de kleuringsoplossing na incubatie.
    4. Kleuring van dode cellen
      1. Voeg Propidiumjodide-werkoplossing toe (1–2 µg/mL in HBSS+/+).
      2. Incubeer het monster gedurende 5–8 min bij 37°C in het donker.
      3. Overschrijd de incubatietijd van 10 minuten niet.
      4. Was het monster tweemaal met HBSS+/+.
      5. Houd het monster ondergedompeld in buffer tot aan de beeldvorming.
    5. Confocale microscopie-acquisitie
      1. Neem confocale beelden op binnen 30 minuten na het kleuren.
      2. Verkrijg sequentieel beelden in de groene en rode kanalen.
      3. Gebruik λex 490 nm en λem 515 nm voor live-cell imaging.
      4. Gebruik λgeen tekst opgegeven 535 nm en λem 617 nm voor beeldvorming van dode cellen.
        OPMERKING: Bescherm fluorescerende kleuringsoplossingen en gekleurde monsters tegen blootstelling aan licht tijdens de incubatie- en beeldvormingsprocedures (Figuur 2B).

Vergelijking van elektronenmicroscopie en fluorescentiemicroscopie, analyse van de cellulaire structuur.
Figuur 2: Representatieve evaluatie van de adhesie en levensvatbaarheid van dentine-pulpa stamcellen binnen het dentine-pulpa complex OoC-apparaat. (A) Scanning elektronenmicroscopie-opname die adherente dentine-pulpa stamcellen (wit asterisk) toont op het dentine-oppervlak na 24 h statische cultuur binnen het OoC-apparaat. Na 24 h cultuur bedekten adherente cellen 54,35 ± 0,92% van het dentine-oppervlak dat aan het microkanaal was blootgesteld. Geen cellen zijn waarneembaar in het dentine-gebied dat bedekt is door PDMS (zwart asterisk), wat wijst op een effectieve afdichting tussen de apparaatlagen. Schaalbalk = 200 µm. (B) Confocale microscopie-opname die levensvatbare dentine-pulpa stamcellen toont, groen gekleurd en geadhereerd aan het dentine-oppervlak (witte pijlen) na 24 h statische cultuur. Niet-levensvatbare cellen, rood gekleurd, zijn eveneens waarneembaar (blauwe pijlen). Schaalbalk = 50 µm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De succesvolle vervaardiging van het tooth-on-a-chip-apparaat volgde de workflow die wordt geïllustreerd in Figuur 1A–1I, inclusief de bereiding van de dentineschijf (Figuur 1D), de vervaardiging van de via fotolithografie verkregen mal (Figuur 1E), het verwijderen van de uitgeharde PDMS-lagen (Figuur 1F), plasma-activatie voorafgaand aan de hechting (Figuur 1G

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze studie beschrijft een stapsgewijs protocol voor de fabricage van een verticaal gestapeld tooth-on-a-chip-apparaat waarin dentine en stamcellen uit het tandpulpa zijn geïntegreerd, en demonstreert representatieve celadhesie en levensvatbaarheid binnen het apparaat onder statische kweekcondities. Het protocol is ontwikkeld om een reproduceerbare workflow te bieden voor de fabricage en assemblage van een dentine-pulpa-complex OoC-platform, geschikt voor in vitro studies van de dentine-interface. De totstandkoming van e...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat er geen concurrerende financiële belangen zijn en dat er geen belangenverstrengelingen zijn om te openbaren.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door Project DIM24-0004 en Project PP24-0031, Dirección de Investigación, Universidad de La Frontera; FONDECYT Regular No. 1260116; en FONDECYT de Iniciación No. 11230701, National Agency for Research and Development (ANID), Chili.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Biologische en chemische materialen
AcetonExpertQSOLV 8Reiniging van siliciumwafers
Alpha MEM-kweekmediumCytivaSH30265.02Kweekmedium voor stamcellen uit dentinepulp
Chloramine (0,5%)Merck7080-50-4Bewaaroplossing voor dentineschijfjes
Stamcellen uit dentinepulpNiet van toepassingNiet van toepassingPrimaire celkweek. Zie stappen 3.2.1 en 3.2.2
EDTA (10%)WinklerN2222158EVerwijdering van de smearlaag
Epoxy-gebaseerde negatieve fotoresistGersteltecGM1060Fabricage van fotolithografische mal
Glutaaraldehyde (2,5%) in 0,1 M Sorensen’s fosfaatbufferSigma-Aldrich210908-06SEM-fixatie
Gezonde menselijke tanden (molaren of premolaren)Niet van toepassingNiet van toepassingMenselijk monster
IsopropanolExpertQSOLV 16Waferreiniging, stopzetten van ontwikkeling en PDMS-reiniging
LIVE/DEAD Viability KitSigma-Aldrich451Fluorescentie-levensvatbaarheidskleuring. 
PBS (fosfaatgebufferde zoutoplossing)Corning46-013-CMWassen en lektesten
PDMS-basis en uithardingsmiddel (polydimethylsiloxaan)DowSylgard 184Fabricage van het device
PGMEASigma Aldrich484431Ontwikkeling van fotoresist
TrypanblauwSigma Aldrich T8154-100mlBeoordeling van cellevensvatbaarheid
TrypsineCorning25-053-CICeldetachement
Ultrazuiver waterCytivaSH30529.01Wasoplossing
Verbruiksartikelen en laboratoriummateriaal
19G spuitnaaldenVmaticVCB19050Verbinding van device met micropomp of spuit
Biopsietpons (diameter: 1 mm)Harris UnicoreWHAWB100073Fabricage van in- en uitlaatpoorten
SnijmatNicecoolNiet van toepassingOppervlaktebescherming tijdens ponsen
Dentale afwerkingsschijven (bijv. Sof-Lex)3MSof-LexPolijsten van dentine
Female Luer-naar-gekartelde adaptersRunze FluidicsRH-M016Slangverbinding
Mengstokje van glas of plasticDuranNiet van toepassingMengen van PDMS
Hypodermische spuitenCranberrypc-12246Celzaaien en lektesten
Pluisvrij steriel gaasLindersonNiet van toepassingVerwijderen van ponsresten
Male Luer-adaptersRunze FluidicsRH-G016Slangverbinding
MengvatDuranNiet van toepassingBereiding van PDMS
Petrischaal (140 mm × 20 mm)Deltalab2000219Celkweek/incubatie
PolytetrafluoretheleenbasisCCTValNiet van toepassingFabricage van tussenlaag van dentine
SiliciumwaferJiaozuo Commercial FineWinNiet van toepassingFabricage van mal
SiliconenslangRunze Fluidics96421Fluidische verbinding
T75-flesCorning 353136Expansie van stamcellen uit dentinepulp
WellplateSPL Life Sciences30006Voorbereiding voor confocale kleuring en imaging
Apparatuur en instrumenten
LuchtdrogerMETALPLANTITAN-040Drogen van perslucht
PersluchtbronSCHULZCSD-18.1Reinigen van mal en oppervlak
Confocale microscoopOlympusNiet van toepassingModel: FV1000
Direct laser lithografie systeemHeidelberguPG 101Belichting van fotoresist
Environmental scanning electron microscopeHitachiNiet van toepassingModel: Quanta 400 
Hogesnelheids handstukNakanishiNiet van toepassingModel: Pana-max2
HitteplaatLabTechEH20A PlusBakken van wafer en fotoresist
Laminaire flowkastBioBaseBBS8V1708313DSterilisatie van device
Microfluidische pompNew EraNiet van toepassingModel: 1002X-ES. Lektesten bij 10 µL/min
Microgestructureerde mal (gefabriceerd via fotolithografie)CCTValNiet van toepassingZie stap 2.2 voor specificaties van malfabricage
Oven of incubatorMemmertUN110Uitharding van PDMS bij 50°C en consolidatie van verbinding bij 75°C
VacuümplasmareinigingskamerFari PlasmaGD-5Plasma-activatie van wafer
Hand corona-plasma Aurora Pro ScientificAPS-CD-20ACPlasma-activatie van PDMS
UltrasonicatorElma SonicS 10 (H)Waferreiniging
Vacuümkamer of desiccator (250 mm)WinglassNiet van toepassingOntgassen van PDMS
VacuümpompROCKER300Ontgassen van PDMS

Referenties

  1. Schlüter KD. The use of animals in physiological science: the past, the present, and the future. Pflugers Arch. 2024;476(11):1653-63.
  2. Robinson NB, et al. The current state of animal models in research: a review. Int J Surg. 2019;72:9-13.
  3. Nakashima M, et al. Animal models for stem cell-based pulp regeneration: foundation for human clinical applications. Tissue Eng Part B Rev. 2019;25(2):100-13.
  4. Ribeiro AB, et al. Short-term effect of ligature-induced periodontitis on cardiovascular variability and inflammatory response in spontaneously hypertensive rats. BMC Oral Health. 2021;21(1):515.
  5. IQVIA Institute. Global trends in R&D 2022. IQVIA Institute; 2021.
  6. Loewa A, Feng JJ, Hedtrich S. Human disease models in drug development. Nat Rev Bioeng. 2023;1:1-15.
  7. Paul SM, et al. How to improve R&D productivity: the pharmaceutical industry's grand challenge. Nat Rev Drug Discov. 2010;9(3):203-14.
  8. Rosa V, et al. A critical analysis of research methods and biological experimental models to study pulp regeneration. Int Endod J. 2022;55(Suppl 2):446-55.
  9. França CM, et al. The tooth on-a-chip: a microphysiologic model system mimicking the biologic interface of the tooth with biomaterials. Lab Chip. 2020;20(2):405-13.
  10. Zhang H, et al. Research and development of microenvironment's influence on stem cells from the apical papilla: construction of novel research microdevices, tooth-on-a-chip. Biomed Microdevices. 2024;26(3):33.
  11. Han JJ. FDA Modernization Act 2.0 allows for alternatives to animal testing. Artif Organs. 2023;47(3):449-50.
  12. Leung C, et al. A guide to the organ-on-a-chip. Nat Rev Methods Primers. 2022;2:33.
  13. Whitesides GM. The origins and the future of microfluidics. Nature. 2006;442:368-73.
  14. Belin S, Zuloaga KL, Poitelon Y. Influence of mechanical stimuli on Schwann cell biology. Front Cell Neurosci. 2017;11:347.
  15. Jansen KA, et al. A guide to mechanobiology: where biology and physics meet. Biochim Biophys Acta. 2015;1853(11):3043-52.
  16. Atif AR, et al. A microfluidics-based method for culturing osteoblasts on biomimetic hydroxyapatite. Acta Biomater. 2021;127:327-37.
  17. Soragni C, et al. A versatile multiplexed assay to quantify intracellular ROS and cell viability in 3D on-a-chip models. Redox Biol. 2022;57:102488.
  18. Ingber DE. Human organs-on-chips for disease modelling, drug development and personalized medicine. Nat Rev Genet. 2022;23(8):467-91.
  19. Huang C, et al. The application of organs-on-a-chip in dental, oral, and craniofacial research. J Dent Res. 2023;102(4):364-75.
  20. Rodrigues NS, et al. Biomaterial and biofilm interactions with the pulp-dentin complex-on-a-chip. J Dent Res. 2021;100(10):1136-43.
  21. Cordiale A, et al. An innovative "tooth-on-chip" microfluidic device emulating the structure and physiology of the dental pulp tissue. Adv Healthc Mater. 2025. doi:10.1002/adhm.202502080.
  22. Sanz-Serrano D, Mercade M, Ventura F, Sánchez-de-Diego C. Engineering a microphysiological model for regenerative endodontic studies. Biology. 2024;13(4):221.
  23. Qi Y, et al. Fabrication of tapered fluidic microchannels conducive to angiogenic sprouting within gelatin methacryloyl hydrogels. J Endod. 2021;47(1):52-61.
  24. Hu Q, et al. Gum-on-a-chip exploring host-microbe interactions: periodontal disease modeling and drug discovery. J Tissue Eng. 2025;16:20417314251314356.
  25. Svanberg S, et al. "Periodontal ligament-on-chip" as a novel tool for studies on the physiology and pathology of periodontal tissues. Adv Healthc Mater. 2024;13:e2303942.
  26. Mishra A, et al. Fluid flow-induced modulation of viability and osteodifferentiation of periodontal ligament stem cell spheroids-on-chip. Biomater Sci. 2023;11(22):7432-44.
  27. Rahimi C, et al. Oral mucosa-on-a-chip to assess layer-specific responses to bacteria and dental materials. Biomicrofluidics. 2018;12(5):054106.
  28. Dhall A, et al. A dental implant-on-a-chip for 3D modeling of host-material-pathogen interactions and therapeutic testing platforms. Lab Chip. 2022;22(24):4905-16.
  29. Franca CM, et al. In vitro models of biocompatibility testing for restorative dental materials: from 2D cultures to organs-on-a-chip. Acta Biomater. 2022;150:58-66.
  30. Hu S, et al. Characterization of silver diamine fluoride cytotoxicity using microfluidic tooth-on-a-chip and gingival equivalents. Dent Mater. 2022;38(8):1385-94.
  31. Niu L, et al. Microfluidic chip for odontoblasts in vitro. ACS Biomater Sci Eng. 2019;5(9):4844-51.
  32. Sriram G, Makkar H. Microfluidic organ-on-chip systems for periodontal research: advances and future directions. Front Bioeng Biotechnol. 2025;12:1490453.
  33. Pierfelice TV, et al. A systematic review on organ-on-a-chip in PDMS or hydrogel in dentistry: an update of the literature. Gels. 2024;10(2):102.
  34. Baeza-Fernández J, Bucchi C. Organ-on-a-chip devices to simulate the dentin-pulp complex: a qualitative systematic review. Ann Biomed Eng. 2026. doi:10.1007/s10439-026-04058-0.
  35. Arola D, et al. Transition behavior in fatigue of human dentin: structure and anisotropy. Biomaterials. 2007;28(26):3867-75.
  36. Kratz SRA, et al. A compression transmission device for the evaluation of bonding strength of biocompatible microfluidic and biochip materials and systems. Sci Rep. 2020;10(1):1400.
  37. Carvalho V, et al. 3D printing techniques and their applications to organ-on-a-chip platforms: a systematic review. Sensors (Basel). 2021;21(9):3304.
  38. LeGoff L, Lecuit T. Mechanical forces and growth in animal tissues. Cold Spring Harb Perspect Biol. 2015;8(3):a019232.
  39. Akimoto S, et al. Laminar shear stress inhibits vascular endothelial cell proliferation by inducing cyclin-dependent kinase inhibitor p21(Sdi1/Cip1/Waf1). Circ Res. 2000;86(2):185-90.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Orgaan op een chipmicroflu disch apparaatPDMS gietenfotolithografieplasmasurfacebehandelingdentale pulpstamcellenceladhesieconfocale microscopie

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.