Betrouwbare creatie van een model voor muriene abdominale aorta-aneurysma met behulp van elastine-sensitisatie en perivasculaire elastase

Samenvatting

Dit protocol biedt een herhaalbare en betrouwbare methode om abdominale aorta-aneurysma's (AAA's) in C57BL/6-muizen op te wekken met behulp van elastine-sensitisatie en perivasculaire elastase-toepassing, als een AAA-model dat een immuunsensitisatiecomponent bevat.

Samenvatting

Afbraak van de elastische lamellaire matrix in de abdominale aortawand is een histopathologisch kenmerk van abdominale aorta-aneurysma's (AAA). Groeiend bewijs wijst op elastineafbraak en gerelateerde immuunresponsen van de gastheer bij de pathogenese van AAA. Effectieve modellering van deze processen is belangrijk om het begrip en de behandeling van deze veelvoorkomende ziekte te verbeteren. Hoewel eerdere AAA-modellen elastine-disruptieve technieken voor aneurysma-inductie gebruikten, verklaart het enkelvoudige gebruik van elastase in veel van deze modellen niet de voortdurende immuunrespons tegen elastine en zijn afbraakproducten (EDP). Om deze voortdurende immuunrespons te modelleren, hebben we een model ontwikkeld dat C57BL/6-muizen sensibiliseert voor EDP door subcutaan EDP te injecteren 7 dagen voor de inductieoperatie van het aneurysma. De inductieoperatie van aneurysma vindt plaats met blootstelling van de abdominale aorta en het aanbrengen van topische elastase in het periaortische compartiment, met de bedoeling elastine en EDP op de muisaorta bloot te stellen. Met deze moieties blootgesteld, zou het dier een immuunrespons moeten opwekken tegen deze antigenen waarvoor het eerder gevoelig was. Herhaalde "booster" EDP-injectie 7 dagen later dient om deze immuunrespons voort te planten. Hierin beschrijven we het protocol voor de betrouwbare aanmaak van AAA bij C57BL/6-muizen via meerdere sensibilisaties met EDP, gevolgd door AAA-inductiechirurgie met perivasculaire elastase-toepassing. Dit model kan snel en tegen matige kosten worden gemaakt, terwijl het >30% aortadilatie opwekt bij 82% van de muizen door videomicrometrie en 73% door echografiemeting, en >50% dilatatie in 64% via videomicrometrie en 27% door echografie, gemeten op dag 21 na inductie. Deze techniek wordt ook geassocieerd met een overlevingspercentage van 95% tijdens de operatie.

Inleiding

Abdominale aorta-aneurysma (AAA) treft wereldwijd >35 miljoen mensen, en 4–8% van de mannen van 65-80 jaar ^1,2 jaar. Ruptuur, de meest verwoestende complicatie van AAA, treedt meestal op wanneer de mechanische wandspanning van het aneurysma de sterkte van het aortaweefsel overschrijdt, wat leidt tot een massale bloeding en een totale sterftegraad van 80−90^%. De huidige behandeling is gericht op preventie, met echoscopische screening van risicopersonen en chirurgische reparatie wanneer het risico op ruptuur groter is dan het herstelrisico, meestal bij 5,5 cm in diameter⁵. De meeste AAA's zijn echter asymptomatisch, en veel worden toevallig gediagnosticeerd met⁶. Daarom moeten er inspanningen worden geleverd om risicovolle patiënten te identificeren en niet-chirurgische behandelingen te ontwikkelen om de groei van AAA en daarmee het risico op ruptuur te verminderen.

Om medische behandelingen voor AAA te ontwikkelen, moet de pathogenese beter worden begrepen. Er worden momenteel verschillende experimentele modellen gebruikt, waaronder kleine diermodellen met angiotensine II-infusie⁷, xenografting⁸, calciumchloride-toepassing⁹ en infusie¹⁰ en/of topische toepassing van elastase¹¹. Elk van deze modellen gebruikt een ander begrip van de pathologische basis van AAA, en de meeste zijn sinds het begin aangepast, verbeterd of gecombineerd met andere methoden.

Belangrijk is dat AAA-histologie verlies van de normale lamellaire elastinematrix aantoont, die ook wordt gezien in longweefsel bij chronische obstructieve longziekte ^12,13. Elastine-afbraak via matrix metalloproteïnaseactiviteit vormt een belangrijke koppeling tussen AAA-pathogenese en roken, de belangrijkste aanpasbare risicofactor voor AAA-vorming^12,14. Opmerkelijk zijn verminderde aortaelastine, elastinevezelverstoornis en verhoogde circulerende elastinepeptiden waargenomen in humane AAA en geassocieerd met verhoogde AAA-wanddistensibiliteit^15,16. Daarom is het stimuleren van elastinedegradatie cruciaal bij het creëren van een vertaalbaar AAA-model. Bestaande AAA-modellen die vertrouwen op elastinedegradatie kunnen weliswaar effectief zijn, maar bemoeilijkt door hoge sterftecijfers bij dieren, vooral in modellen die aortacanulatie¹⁷ gebruiken, en door inconsistente aneurysmavorming, met name in modellen die uitsluitend vertrouwen op topische elastase-toepassing¹⁸. Bovendien zijn alle modellen die afhankelijk zijn van inductieoperaties onderhevig aan leercurves van de operator en technische variatie.

Om deze problemen aan te pakken, benutten we de immuunrespons van de gastheer om dieren te sensibiliseren voor elastine door het injecteren van elastine-afbraakproducten (EDP). Een week later vindt de inductieoperatie van aneurysma plaats in een gestandaardiseerde stapsgewijze volgorde, waarbij periaortische toepassing van elastase wordt gebruikt om EDP-groepen te creëren waar de gevoelige gastheer een immuunrespons tegen kan opzetten. Een daaropvolgende "booster" EDP-sensitisatie, een week na de inductieoperatie, zorgt ervoor dat de immuunrespons van de gastheer blijft bestaan. Repetitieve immuunsensitisatie maakt betrouwbare aortadilatie mogelijk. Wij gebruiken een muis-AAA-model vanwege lagere kosten, eenvoudige onderhoud, snelle ziekteontwikkeling en technische consistentie.

Dit model leidt niet betrouwbaar tot een aortaruptuur en is daarom niet bedoeld voor het bestuderen van factoren die samenhangen met een AAA-ruptuur. Dit model produceert echter betrouwbaar progressieve aortadilatie tot 21 dagen na inductieoperatie. Het model is daarom het beste geschikt om therapeutische modaliteiten te bestuderen die aortadilatie kunnen verminderen of omkeren tijdens de vorming van het aneurysma.

Protocol

1. Echografie

1. Maak de muis klaar
   1. Plaats de muis in de anesthesie-inductiekamer.
   2. Geef ingeademde isoflurane met 1,8−2% en zuurstof totdat de muis verdoofd is. Zorg ervoor dat anesthesiegascontainers zijn aangesloten op het anesthesieapparaat om de blootstelling van de operator aan vluchtige anesthetica te verminderen wanneer isoflurane wordt gebruikt.
   3. Plaats de muis in rugligging op een podium dat tot 37 °C is verwarmd, met de neus van de muis in de neus van de narcose geplaatst.
   4. Plak de achterpoten met labeltape aan het podium.
   5. Breng een ontharingsmiddel aan met een watten-tip applicator op de buik en wacht 30 seconden.
   6. Verwijder het buikhaar met een katoenen gaasje van 5 cm bij 5 cm.
   7. Breng verwarmde echo-transmissiegel aan op de buik van de muis.
2. Plaats een 38 MHz echoprobe op de buik en identificeer de bekkengordel.
3. Identificeer de aorta als een buisvormige middenlijnstructuur die incompressibel is met matige naar achteren gerichte druk die via de ultrasone probe wordt uitgeoefend.
   OPMERKING: De inferieure vena cava (IVC) zal als een luminale structuur aan de rechterkant van de aorta van de muis verschijnen en is samendrukbaar met matige posterieure druk die via de echosonde wordt toegepast.
4. Meet de voor-posterieure diameter van de abdominale aorta net cephalad tot het punt van bifurcatie.
5. Beweeg de sonde proximaal langs de aorta en identificeer de linker niervena die vooraan de aorta oversteekt en de IVC binnenkomt.
6. Meet de voor-posterieure diameter van de abdominale aorta net caudad tot het punt waar de linker nierader vooraan de abdominale aorta kruist.
7. Beweeg de sonde proximaal en identificeer het middenrif.
   OPMERKING: Het middenrif kan worden geïdentificeerd als een hyperechoïsche band die precies cephalad is aan de lever.
8. Meet de voorste en achterste diameter van de abdominale aorta net caudad tot het punt waar deze het abdomen binnenkomt.
9. Plaats de muis in zijn kooi of in een herstelmandje dat is bekleed met handdoeken en op een podium geplaatst dat tot 37 °C is verwarmd.
10. Houd de muis in de gaten totdat hij uit de narcose komt.

2. Initiële elastine-sensitisatie

1. Bereid de elastine-degradatieproducten (EDP) voor terwijl je persoonlijke beschermingsmiddelen draagt, waaronder handschoenen, oogbescherming en mondkapjes.
   1. Verkrijg een formulering van muis pancreaselastase in PBS-suspensie van 0,475 eenheden/mL (4,75 eenheden/mg eiwit).
   2. Neem 168 μL elastase en voeg dit toe aan 5 mg muiselastine. Voeg nog eens 200 μL 1X fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) toe aan dit mengsel en voeg vervolgens een pipet om te mengen.
   3. Incubeer het elastase- en elastinemengsel bij 37 °C gedurende 20 minuten met tussenpoze, zachte schudding.
   4. Voeg 632 μL koude 1X PBS toe aan het elastase- en elastinemengsel.
   5. Voeg 1 ml volledige Freund's adjuvans toe.
2. Plaats de muis in de anesthesie-inductiekamer.
3. Geef ingeademde isoflurane met 1,8−2% en zuurstof totdat de muis verdoofd is.
4. Plaats de muis in een buikligging op een podium dat tot 37 °C is verwarmd, met de neus van de muis in de anesthesiekegel geplaatst.
5. Injecteer 50 μL EDP subcutaan in elke flank voor een totaal van 100 μL EDP per muis.
6. Plaats de muis in een herstelmand die is bekleed met handdoeken en op een podium dat tot 37 °C is verwarmd.
7. Houd de muis in de gaten totdat hij uit de narcose komt.

3. Voorbereiding op de operatie

1. Maak de chirurgische instrumenten klaar.
   1. Stel een chirurgische set samen met 2 getande tangen, 1 scherpe rechte pincet, 1 scherpe schuine pincet, 1 naaldschijver, schaar, minstens 3 zelfhoudende magnetische retractoren, 1 huidnietmachine en 1 propyleenflesdop.
   2. Voeg vlak voor de operatie 4-0 polyglycolzuur gevlochten hechten toe aan de kit op een steriele manier.
   3. OPMERKING: 3-0 of 5-0 hechtingsdikten zijn ook voldoende.
   4. Vul de propyleenflesdop met steriele verwarmde 1X PBS.
      OPMERKING: Een fles steriele 1X PBS wordt in een warmer op 37 °C bewaard voor navulling.
2. Bereid de elastase voor.
   1. Verdun 27 μL van 5,1 mg/mL (≥4,0 eenheden/mg eiwit) van varkenspancreaselastase tot 73 μL 1X PBS voor een eindvolume van 100 μL voor chirurgie op 10 muizen (10 μL/muis).
   2. Maak de operatiekamer gereed.
   3. Een autoclaaf een beker met applicators met katoenen punt, taps toelopende watten applicators en gaas van 5 cm x 5 cm, en plaats deze naast de chirurgische trays voorafgaand aan de operatie.
   4. Plaats een magnetisch chirurgisch podium op een verwarmingskussen dat op 37 °C is ingesteld op een microscooppodium. Plak het verwarmingskussen vast op het microscooppodium, maar laat het magnetische onderdeel los om tijdens de operatie te kunnen herpositioneren.
   5. Leg een absorberend kussentje of keukenpapier op het verwarmingskussen. Vouw een gaas van 5 cm x 5 cm doormidden en plaats het onder de neus van de narcose.
   6. Plaats een 30 ml beker gevuld met ontharingsmiddel, een 30 ml beker gevuld met 5% povidonjodium, een tube oogglijmiddel, chirurgisch tape, niet-steriel 5 cm x 5 cm gaas, niet-steriele watten applicators, afgesloten 5 cm x 5 cm alcoholwattenstaafjes, een rol zelfklevende voedselfolie en een spuitfles met 70% ethanol bij het operatiegebied.
   7. Trek een verlengde afgifte van 1,3 mg/mL buprenorfine in een 1 mL spuit met een volume van 75 μL per muis, voor een dosis van 3,25 mg/kg in een muis van 30 g.
3. Maak de muis klaar voor de operatie.
   1. Meet en noteer het gewicht van de muis in grammen.
   2. Plaats de muis in de anesthesie-inductiekamer.
   3. Geef ingeademde isoflurane met 1,8−2% en zuurstof totdat de muis verdoofd is.
   4. Plaats de muis in rugligging op een podium dat tot 37 °C is verwarmd, met de neus van de muis in de neus van de narcose geplaatst.
   5. Injecteer 75 μL buprenorfine subcutaan.
   6. Plak de achterpoten met labeltape aan het podium.
   7. Breng een ontharingsmiddel aan met een watten-tip applicator op de buik en wacht 30 seconden.
   8. Verwijder het buikhaar met een katoenen gaasje van 5 cm bij 5 cm.
   9. Breng oogsmeermiddel aan in de ogen van de muis.
   10. Breng povidonjodium aan op de buik van de muis met een gaaskussen van 5 cm x 5 cm en laat het drogen.
   11. Veeg de buik af met de 5 cm x 5 cm alcoholswabs. Breng povidonjodium opnieuw aan en laat het drogen.
   12. Test de verdoving door in de teen van de muis te knijpen en ervoor te zorgen dat er geen reactie is.
   13. Plaats een vel zelfklevende voedselfolie over de operatiefase.
   14. Spuit de operatiefase in met 70% ethanol en laat het drogen.
   15. Was je handen en draag steriele chirurgische handschoenen.

4. Operatie (7 dagen na de eerste elastine-sensitisatie)

1. Maak de abdominale aorta bloot.
   1. Maak een huidincisie met een schaar of een scalpel langs de buiklijn van ~3 cm, beginnend 0,5−1 cm cephalad tot aan de penis en doorlopend tot 0,5 cm caudad tot aan de xiphoid.
   2. Pak de huid vast met een getande tang en trek voorzichtig omhoog om de linea alba te identificeren, die zal verschijnen als een avasculair vlak tussen de rectusspieren.
   3. Met een schaar snijd je de linea alba in terwijl je blijft trekken aan de huid. Let erop dat je alleen de linea alba doorsnijdt en voorkom intra-abdominale structuren.
   4. Plaats magnetische zelfhoudende retractoren, waarbij één de rechterkant van de buikwand intrekt, één de linkerkant van de buikwand intrekt en één de structuren in het staartgedeelte van de incisie, zoals de blaas en zaadblaasjes, terugtrekt.
   5. Met bevochtigde wattenapplicators haal je de darm van je af en bedek je hem met een vochtig gaas van 5 cm bij 5 cm. Of vul je de darm in met een opgerolde, bevochtigde gaas van 5 cm x 5 cm in de linkerkant van de buik van de muis.
      OPMERKING: Afhankelijk van de anatomie van de muis en de plaatsing van de retractors kan de darm worden uitgesneden of in de tegenovergestelde richting worden gepropt voor optimale visualisatie.
   6. Identificeer de IVC en abdominale aorta in de middenlijn achteraan.
   7. Met behulp van applicators met katoenen punten dringt u het retroperitoneum binnen door voorzichtig het weefselvlak dat de achterste vasculaire structuren bedekt te openen.
      OPMERKING: Posterieure gerichte druk op het weefsel van interesse, gevolgd door het uit elkaar trekken van de uiteinden van de katoenen applicators, zorgt voor meer grip. Voor een zachtere grip draai je de uiteinden van de katoenen applicators in tegengestelde richtingen.
   8. Plaats de laterale retractoren dieper om betere grip en visualisatie van de aorta te verkrijgen.
   9. Blijf katoenen applicators gebruiken om de IVC- en infrarenale abdominale aorta voorzichtig te scheiden, waarbij de laterale aanhechtingen van de aorta in dit stadium worden vermeden.
   10. Blijf het vlak tussen de IVC en de aorta ontwikkelen totdat er een driehoekige ruimte zichtbaar wordt tussen de aorta en IVC (Figuur 1).
       OPMERKING: Deze stap is meestal het gemakkelijkst te doen met alleen caudad naar de linker nierader.
   11. Met een stomp dissectie of scherpe tang maakt u de laterale aorta-aanhechtingen los door de aorta los te trekken van het bindweefsel en de lumbale spieren aan de linkerkant van de muis.
   12. Plaats de schuine scherpe pincet in de ruimte tussen de aorta en de IVC, en open en sluit de pincet voorzichtig op herhaalde wijze om de achterste aorta-aanhechtingen te openen.
   13. Met dezelfde openings- en sluittechniek ontwikkel je het achterste vlak langs de aorta, van cephalad tot caudaal.
   14. Maak een videomicrometriefoto van de gehele aorta en sla deze op voor analyse.
2. Breng perivasculaire elastase aan.
   1. Met een pipet laat je 10 μL elastaseoplossing langs de lengte van de blootliggende aorta druppelen.
      OPMERKING: Door alleen de weefsels mediaal en lateraal van de aorta te dissecten, ontstaat er een goot waarin de elastase zich ophoopt.
   2. Plaats bevochtigde gaaskussens van 5 cm bij 5 cm over de open buik en laat de elastaseoplossing 10 minuten incuberen.
   3. Verwijder de gaasbedekking en spoel de buik drie keer met steriele 1x PBS om de resterende elastaseoplossing te verwijderen.
3. Sluit de buik.
   1. Zet de buikorganen terug naar hun oorspronkelijke positie. Let op en verwijder eventuele draaiingen of knikkingen van de darm.
   2. Met een getande pincet pel je de rectusspier en fascia van de huid voor een huidflap van 0,25 cm.
   3. Sluit de buikfascia met een 4-0 gevlochten polyglycolzuur (of vergelijkbare) hechting op een eenvoudige loopwijze, waarbij je zorgvuldig de hoeken van de incisie incorporeert en niet meer dan 2 mm tussen de beten doorlaat.
   4. Nieten de bovenliggende huid met 3−4 nietjes.

5. Postoperatieve zorg

1. Haal de muis uit de operatiefase en plaats hem in een herstelmandje dat is bekleed met handdoeken en op een podium dat tot 37 °C is verwarmd.
2. Houd de muis in de gaten totdat hij uit de narcose komt.
3. Houd de muis dagelijks postoperatief in de gaten gedurende 4 dagen, waarbij je de algemene gezondheid en de status van de buikincisie noteert.
4. Na de operatie voert u een herhaalde echo uit zoals hierboven beschreven om de groei van het aneurysma te monitoren.
5. Verwijder de nietjes een week na de operatie of tijdens de echo van week 1.

6. Herhaalde elastine-sensitisatie (7 dagen na de inductieoperatie van aneurysma)

1. Voer dezelfde stappen uit als hierboven beschreven voor de initiële elastine-sensibilisatie door de EDP-oplossing op dezelfde manier voor te bereiden, met een enkele substitutie van onvolledige Freund's adjuvant in plaats van volledige Freund's adjuvant.

7. Weefseloogstprocedures

1. Oogst weefsels op postoperatieve dag 21 voor diverse analyses.
2. Bereid de muis voor op dezelfde manier als bij de inductieoperatie.
3. Leg de aorta opnieuw bloot op dezelfde manier als tijdens de inductieoperatie, waarbij je erop let dat geen exemplaren beschadigd raken die voor histologische analyses worden verzameld.
   OPMERKING: Op dit punt heeft de muis adhesiemerken ontwikkeld, dus kan meer gebruik van scherpe dissectie met pincet in plaats van een stompe dissectie nodig zijn.
4. Verkrijg video-micrometriebeelden.
5. Voer een hartpunctie uit om bloed af te nemen voor analyse en euthanaseer de muis.
6. Perfusie de muis voor analyse terwijl je passende persoonlijke beschermingsmiddelen draagt, waaronder handschoenen, oogbescherming en mondkapjes.
   1. Als de weefsels zijn aangewezen voor flowcytometrie (of vergelijkbare) analyse, perfuseer dan de linkerventrikel met 1X PBS zonder vasculaire dilatator bij 100−120 mm Hg voor een volume van 8 mL.
   2. Als de weefsels zijn aangewezen voor PCR-analyses, perfuseer dan de linker ventrikel met 1X PBS met een vasculaire dilator (0,1 mM adenosine en 0,01 mM natriumnitroprusside) gevolgd door een RNA-stabilisatieoplossing.
   3. Als de weefsels zijn aangewezen voor histologische analyses, perfuseer dan de linkerventrikel met 1x PBS en een vasculaire dilatator, gevolgd door 10% gebufferd formalinefosfaat.
7. Oogst de gewenste weefsels, waarbij je erop let dat geen structureel beschadigd weefsels die bedoeld zijn voor histoologische analyse. Markeer oriëntatie met hechtingen of markeringsmiddelen.

Resultaten

In totaal hebben 28 mannelijke C57BL/6J-muizen dit chirurgische protocol ondergaan, met één perioperatieve sterfte door een IVC-letsel (3,6%). Er waren drie extra vertraagde sterfte, waarvan één door een incisiebreuk en de andere twee om onbekende redenen, wat resulteert in een totale overleving van 85,7% van 21 dagen. De gemiddelde tijd van inleiding van de narcose tot het einde van de anesthesietoediening was 46,4 ± 8,0 minuten. Schijn-operatiemuizen ondergingen een vrijwel identiek pr...

Discussie

Sinds het voor het eerst beschreven bij ratten in 1990, is het op elastase gebaseerde AAA-model meerdere keren aangepast en gebruikt bij verschillende dieren 10,19,20,21,22,23. Enkele van de aanpassingen zijn aortacannulatie, die waarschijnlijk de sterfte verhoogt en een traumatisch component...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
1 mL Tuberculin Syringes	Becton Dickinson	309628
10% Buffered Formalin Phosphate	Fisher Chemical	SF100-4
70% Isopropyl Alcohol Swabs	Cardinal Health	S-16183
Angled sharp forceps	Dumont	I I25 I-35
AutoClip 9mm (Skin stapler)	MikRon	427630
Betadine	Atlantis Consumer Healthcare	67618-155-16
Cotton gauze pad	Dynarex Corporation	3223
Cotton tipped applicator	Puritan Medical Products	25-806 2WC
Elastase from porcine pancreas (≥4.0 units/mg protein)	Sigma-Aldrich	E1250	Opgeslagen in waterige oplossing bij 4 °C
Elastase from mouse pancreas (4.75 units/mg protein)	Elastin Products Co., Inc.	MS838	Opgeslagen in waterige oplossing (0.1 mg in 1 mL PBS) bij 4 °C
Elastin	MP Biomedicals	101636	Opgeslagen in waterige oplossing bij 4 °C
Enersight Desktop Software	Leica	https://www.leica-microsystems.com/products/microscope-software/p/enersight/
Ethiqa XR (extended release buprenorphine)	Fidelis	NDC 86084-100-30
Eye lubricant	OptixCare	Opx-4242
Flexacam i5 (Stereo)	Leica	https://www.leica-microsystems.com/products/microscope-cameras/p/12730536-leica/
Freund’s complete adjuvant	MP Biomedicals	642851	Opgeslagen in waterige oplossing bij 4 °C
Freund’s incomplete adjuvant	MP Biomedicals	642861	Opgeslagen in waterige oplossing bij 4 °C
Gloves (Sterile)	Encore	7824PF
Hypodermic Needles (23 G)	Becton Dickinson	305145
Hypodermic Needles (27 G)	Becton Dickinson	305109
Isospire (Isoflurane)	Dechra Veterinary	07-894-8943
Labeling Tape	Fisher Scientific	15959
Masks	Dukal Corp.	1540
Needle driver	Scanlan	6006-36
Omnicon F/air Anesthetic Gas Canister	A.M. Bickford Inc.	80120
Press'N Seal	Glad	12587704417
RC2 Rodent Circuit Controller	VetEquip Incorporated	922100
RNAlater Stabilization solution	ThermoFisher Scientific	AM7021
Scissors	Fine Science Tools	14005-12
Skin staples (clips)	MikRon	205016
Small Rodent Warmer Heater	Stoelting	53851
Small Rodent Warmer Stage	Stoelting	53812
Stereo Microscope M60	Leica	https://www.leica-microsystems.com/products/light-microscopes/stereo-microscopes/p/leica-m80/
Straight sharp forceps	Dumont	I I 25 I-30
SurgiSuite self-retaining magnetic retractor set and stage	Kent Scientific	13-005-180
Tahoe Portable Oxygen Concentrator	Vetland Medical	595-2300A
Toothed forceps	Fine Science Tools	11043-08, 11042-08
Vevo 2100 Ultrasound	FUJIFILM Visualsonics	EDU00496
Visorb polyglycolic acid suture	CP Medical	397A
VWR Absorbents	VWR	95057-860