Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Acupotomie voor cervicale spondylose bij ratten: een gevisualiseerd protocol voor modelledeling en interventie

82 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/72132

⸱

3 september 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Acupuncture, Moxibustion and Tuina, Beijing University of Chinese Medicine, 2Department of Dermatology, Beijing Tsinghua Changgung Hospital, School of Clinical Medicine, Tsinghua Medicine, Tsinghua University, 3Acupuncture and Moxibustion Clinic, Hubei Provincial Hospital of Traditional Chinese Medicine

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Deze studie beschrijft uitgebreid een modelleringsmethode voor cervicale spondylose bij ratten en een acupotomie-interventiestrategie, waarbij een gevisualiseerd operationeel protocol wordt geboden voor relevant onderzoek.

Samenvatting

Cervicale spondylose (CS) is een chronische degeneratieve ziekte. Degeneratieve veranderingen in de intervertebrale schijven van de nekwervelkolom, samen met daaropvolgende pathologische veranderingen, beïnvloeden de omringende weefsels en structuren, wat leidt tot klinische manifestaties zoals nekpijn, stijfheid, beperkte mobiliteit en soms gevoelloosheid en uitstralende symptomen in de bovenste ledematen. Hiervan is zenuwwortelcompressie de meest voorkomende vorm. Daarom is in deze studie een ratmodel van CS vastgesteld dat is geïnduceerd door cervicale zenuwwortelcompressie. Acupotomiebehandeling heeft potentieel getoond bij de klinische behandeling van CS door lokale weke delen adhesies los te maken en zenuwcompressie te verlichten. Er is echter momenteel een gebrek aan gevisualiseerde procedurele protocollen in dierproeven. Deze studie biedt een gedetailleerde beschrijving van een betrouwbare methode voor het vestigen van een ratmodel van CS en het bijbehorende acupotomie-interventieprotocol. In deze procedure vatten we het inductieproces van het model, de stappen van de acupotomie-manipulatie, de therapeutische lokalisatie, technieken voor het fixeren van ratten en kritieke voorzorgsmaatregelen uit. Daarnaast is in deze studie elektromyografie (EMG) gebruikt om de succesvolle vestiging van het CS-model te bevestigen en is de interventie geëvalueerd via mechanische terugtrekdrempels, ganganalyse en histopathologie van de zenuwwortel. Dit onderzoek biedt niet alleen een referentie voor de vestiging van het CS-ratmodel en de acupotomie-interventie, maar biedt ook een systematisch en haalbaar experimenteel kader voor toekomstige studies naar de werkingsmechanismen.

Inleiding

Cervicale spondylose (CS) is een veelvoorkomende degeneratieve wervelkolomziekte. Het kernpathologische proces vindt zijn oorsprong in de degeneratie van de intervertebrale schijven, wat vervolgens een reeks secundaire pathologische veranderingen in gang zet, waaronder stenose van de intervertebrale ruimte, osteofytvorming en ligamenthypertrofie1,2. Deze pathologische veranderingen leiden tot uiteenlopende klinische symptomen, zoals stijfheid en pijn in de nek en schouders, en uitstralende gevoelloosheid in de bovenste extremiteiten. In ernstige gevallen kunnen neurologische uitvalverschijnselen optreden, waaronder motorische dysfunctie en zelfs tetraplegie2,3. Opvallend is dat de incidentie van cervicale spondylose de afgelopen jaren geleidelijk is toegenomen, met een steeds jongere leeftijd bij aanvang, wat een aanzienlijke sociaaleconomische last met zich meebrengt4. Degeneratie van de cervicale intervertebrale schijven en osteofytische proliferatie kunnen de aangrenzende bot- en weke delenstructuren betrekken, wat resulteert in stenose van het cervicale spinale kanaal of de intervertebrale foramina en een daaropvolgende compressie van nabijgelegen structuren, waaronder de cervicale zenuwwortels, het ruggenmerg en de vertebrale arteriën1,2,3,4. Hiervan komt compressie van de cervicale zenuwwortels het meest voor, waarbij dit ongeveer 60%–70% van alle gevallen van CS beslaat5,6,7. Hoewel er in de klinische praktijk meerdere therapeutische benaderingen beschikbaar zijn, waaronder fysio- en ergotherapie, farmacologische interventie en chirurgie, zijn niet-chirurgische behandelingen de voorkeursoptie geworden voor de meeste patiënten vanwege de hoge kosten, het aanzienlijke trauma en de onzekere postoperatieve resultaten van chirurgische ingrepen4. In de hedendaagse medische praktijk worden veelvuldig niet-steroïde anti-inflammatoire geneesmiddelen en neurotrofe middelen gebruikt. Hoewel deze medicatie de pijn kan verlichten en de ziekteprogressie tot op zekere hoogte kan vertragen, gaan ze gepaard met bijwerkingen zoals letsel aan het spijsverteringsstelsel en nierschade8,9.

Acupotomie-therapie is een kenmerkende therapeutische modaliteit die is ontwikkeld op basis van traditionele Chinese acupunctuurendotheorieën in combinatie met moderne minimaal invasieve chirurgische technieken. Het werkt door het opensnijden en losmaken van adhesies in zacht weefsel, het reguleren van lokale ontstekingsfactoren en het verbeteren van de regionale microcirculatie10,11,12. In recente jaren is de klinische effectiviteit van acupotomie bij cervicale spondylose breed erkend, waarbij veelbelovend potentieel is getoond bij het verlichten van zenuwcompressie, het verminderen van pijn en het verbeteren van de cervicale motorische functie13,14. Desondanks staan acupotomie-interventies bij toepassing in dierproeven voor uitdagingen, zoals een onnauwkeurige lokalisatie en moeilijkheden bij het beheersen van de manipulatiediepte. Tegelijkertijd is de vestiging van stabiele en reproduceerbare diermodellen een essentiële voorwaarde om deze klinische observaties te vertalen naar robuuste, op bewijs gebaseerde conclusies. De intravertebrale nylonhechtingsmethode induceert directe mechanische compressie door nylon hechtingen in het foramen intervertebrale in te brengen, waardoor het pathofysiologische proces van klinische wortelcompressie van de zenuw nauwkeurig wordt nagebootst15. Deze modelleringsaanpak biedt ook voordelen, zoals een korte modelleringscyclus en controleerbare compressiesegmenten15. De chirurgische procedure is echter grotendeels afhankelijk van persoonlijke ervaring, en gedetailleerde, gevisualiseerde operationele beschrijvingen ontbreken momenteel.

Deze studie presenteert een compleet, gedetailleerd en gevisualiseerd experimenteel protocol dat betrekking heeft op de vestiging van een ratmodel voor cervicale spondylose en de volledige procedure van de acupotomie-interventie. Aangezien anesthetica de meting van de mechanische terugtrekdrempel kunnen beïnvloeden en bijgevolg de experimentele resultaten kunnen verstoren16,17,18,19, is in deze studie een specifiek fixatieapparaat voor ratten gebruikt. Dit artikel biedt een gedetailleerde beschrijving van het proces voor de inductie van het ratmodel, de stapsgewijze acupotomie-manipulatie, de precieze lokalisatie van de behandelplaatsen, de methoden voor de fixatie en immobilisatie van de ratten en andere belangrijke experimentele voorzorgsmaatregelen. Er werden meerdere evaluatiedimensies gehanteerd, waaronder de meting van de mechanische terugtrekdrempel, elektrofysiologische registraties, ganganalyse en histopathologische observatie van de zenuwwortel. Deze studie beoogt een gevisualiseerd protocol te leveren voor modelinductie en acupotomie-interventie in een ratmodel van cervicale spondylose, om zo methodologische ondersteuning te bieden voor mechanistische onderzoeken en de evaluatie van de effectiviteit van acupotomietherapie bij de behandeling van CS.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimentele procedures zijn beoordeeld, goedgekeurd en strikt gemonitord door de Ethische Commissie voor Laboratoriumdieren van de Beijing MDKN Biotech Company (goedkeurings-ID: MDKN-2025-096). Alle protocollen zijn uitgevoerd in strikte overeenstemming met de Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, uitgegeven door de National Institutes of Health (NIH). De reagentia en apparatuur die in deze studie zijn gebruikt, staan vermeld in de Tabel met materialen.

1. Experimentele dieren en groepen

  1. Select volwassen mannelijke Sprague–Dawley (SD) ratten met een gewicht van 230,0 g ± 20 g voor opname in het experiment.
  2. Huis de dieren in een speciaal daarvoor bestemde laboratoriumfaciliteit voor proefdieren.
  3. Houd de omgevingstemperatuur op 24 °C ± 2 °C en de relatieve vochtigheid op 50%–60%, onder een licht/donkercyclus van 12 u. Zorg voor ad libitum toegang tot standaardvoer en water gedurende de gehele studie.
  4. Wijs na een acclimatisatieperiode van 7 dagen 24 ratten willekeurig toe aan vier groepen (n = 6 per groep): de normale controlegroep (Control), de sham-operatiegroep (Sham), de CS-modelgroep (Model) en de acupotomiegroep. De tijdlijn van het experimentele ontwerp is weergegeven in Figuur 1.

2. Vestiging van het CS-model

OPMERKING: Onthoud alle ratten 12 h vóór het modelleren voedsel en water. Weeg de dieren en noteer het lichaamsgewicht. Steriliseer alle chirurgische instrumenten via autoclaveren met hogedrukstoom (Figuur 2A).

  1. Bereid nylondraad 1 dag voor de operatie voor door deze in segmenten te snijden met een diameter van 0,5 mm en een lengte van ongeveer 1 cm. Dompel de filamenten 4 u in 75% ethanol, droog ze onder steriele omstandigheden en week ze vervolgens 8 u in een 0,1% poly-L-lysine-oplossing om de weefseladhesie te verbeteren.
  2. Plaats de rat in een inductiekamer. Induceer anesthesie met 4% isofluraan en handhaaf vervolgens de anesthesie op 1,5%–2,0% isofluraan via een gezichtsmasker. Fixeer het dier in buikligging (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen).
  3. Scheer de dorsale cervicale regio om het operatieveld volledig bloot te leggen. Desinfecteer het operatiegebied drie keer van binnen naar buiten met povidonjodium en herhaal de desinfectieprocedure met 75% ethanol.
  4. Palpeer en markeer het hoogste doornfortsatzing (T2) op de rug van de rat. Maak een mediane dorsale huidincisie van ongeveer 3 cm, die craniaal vanaf de top van de T2-doornfortsatzing loopt. Disseceer het subcutane weefsel en de posterieure cervicale musculatuur stomp (Figuur 2B).
  5. Leg de linker vertebrale boog van C5 tot T1 volledig bloot en schraap de bovenliggende spier- en bindweefsels grondig weg (Figuur 2C).
  6. Disseceer voorzichtig het ligamentum flavum en het bindweefsel bij de intervertebrale ruimtes C6–C7 en C7–T1 met micro-pincetten. Open de linker vertebrale boog van C7 met mosquito-pincetten om het ruggenmerg bloot te leggen.
  7. Retraheer het ruggenmerg voorzichtig naar de rechterkant met een oogzenuwdissector. Positioneer de gesteriliseerde nylondraad onder de zenuwwortels C6–C7 en C7–T1 langs de longitudinale as van het ruggenmerg met microsurgische pincetten; vermijd overmatige compressie om letsel aan de vertebrale venen te voorkomen.
    OPMERKING: Leg bij de sham-groep het ruggenmerg bloot op exact dezelfde anatomische plek, maar zonder de nylondraad in te brengen.
  8. Sluit en hecht de incisie laag voor laag na voltooiing van de procedure.
  9. Verplaats de ratten naar een thermostaatgestuurde warmtemat die op 37 °C wordt gehouden en monitor de vitale functies tot het volledige bewustzijn is teruggekeerd.
  10. Dien een intramusculaire injectie van 50.000 units penicilline-natriumoplossing toe in het achterpoot voor postoperatieve anti-infectieprofylaxe. Plaats de dieren terug in hun thuiskooien voor postoperatieve herstel.

3. Fixatieprocedure

  1. Zet de rat vast in een zwarte fixatiehouder van gaas.
  2. Bevestig twee nylon kabelbinders op een plastic frame. Bevestig de bovenste kabelbinder bij de okselregio en de onderste kabelbinder rond de bekkenregio (Figuur 3B).
    OPMERKING: Gebruik een plastic plaat van 200 mm × 300 mm × 5 mm, geperforeerd met sleuven van 20 mm × 4 mm met intervallen van 10 mm langs de lange randen en 3 mm intervallen langs de korte randen, en voorzien van vijf steunpoten in het midden en op de vier hoeken (Figuur 3A).
  3. Herhaal na inductie van het model de bovenstaande fixatieprocedure voor elke rat in alle groepen gedurende drie opeenvolgende dagen om adequate habituatie te waarborgen. Houd elke fixesessie gedurende minimaal 5 min per dag aan.

4. Acupotomiebehandeling

  1. Start de acupotomie-interventie op de 4eth dag na de vestiging van het model.
  2. Bereid steriele acupotomienaalden voor voor eenmalig gebruik (diameter: 0,40 mm; lengte: 40 mm).
  3. Verwijder de vacht over de cervicale regio om het operatieveld volledig vrij te leggen.
  4. Palpeer de weke delen aan beide zijden van de cervicale doornfortsussen om geïndureerde knobbels of koordachtige structuren te identificeren. Bepaal één punt op een doornfortsut op niveau C6 of C7 en lokaliseer vervolgens twee aanvullende punten op ongeveer 0,5 cm lateraal van elke zijde van deze doornfortsut.
  5. Wijs deze drie locaties aan als de acupotomie-insertiepunten en markeer deze (Figuur 3C).
  6. Desinfecteer de gemarkeerde insteekplaatsen met medische povidonjodium, gevolgd door 75% medicinale ethanol.
  7. Positioneer de snijkant van de acupotomienaald parallel aan de posterieure middenlijn en houd de naaldschacht loodrecht op het posterieure cervicale coronale vlak tijdens de insertie.
  8. Oefen met de linkerduim lichte druk uit op de insteekplaats, terwijl de acupotomienaald stevig tussen de rechterduim en wijsvinger wordt vastgehouden. Penetreer snel door het subcutane weefsel in een loodrechte richting en voer de naald vervolgens langzaam verder in tot het benoppervlak is bereikt.
  9. Voer drie keer een lokale longitudinale insnijding en twee keer een transversale release van het weke weefsel uit binnen het laesiegebied, waarbij het operatieve bereik wordt beperkt tot 1 mm. Trek de naald na voltooiing van de manipulatie terug (Figuur 3D).
  10. Oefen gedurende 3 minuten stevige druk uit op de insteekplaats om hemostase te bereiken. Voer de acupotomie-interventie eenmaal per 5 dagen uit, voor een totaal van drie sessies.
    OPMERKING: Behalve de acupotomiegroep krijgen de andere drie groepen geen therapeutische interventie. De dieren in deze groepen worden echter op dezelfde wijze en gedurende dezelfde periode geïmmobiliseerd als de dieren in de acupotomiegroep.

5. Test voor mechanische terugtrekkingdrempel (MWT)

OPMERKING: Voer de meting uit op de dag vóór de chirurgie voor modelvestiging, de 3rd dag, en de 14eth één dag na de operatie, met gebruik van een mechanische plantaire pijnprikkelset voor ratten en muizen.

  1. Plaats elke rat in een transparante testkamer die op een metalen gaasbodem is geplaatst in een rustige omgeving bij een temperatuur van 24 °C ± 2 °C.
  2. Laat de rat zich gedurende ten minste 5 min acclimatiseren in de kamer, of totdat exploratie- en verzorgingsgedrag grotendeels zijn afgenomen.
  3. Positioneer de punt van het von Frey-filament loodrecht op het plantaire oppervlak van de linker-voorpoot, tussen de derde en vierde metacarpalia. Breng de stimulus van onderaf door het metalen gaas aan totdat een snelle terugtrekking van de poot, likken of schudden wordt uitgelokt.
  4. Noteer de getoonde waarde op het moment van terugtrekking als de mechanische pijndrempel.
  5. Veeg na het testen van elke rat de metalen gaasbodem en de binnenwanden van de kamer grondig af met 75% medische alcohol en droog deze vervolgens af met schoon gaas om resterende geuren die volgende gedragstesten kunnen beïnvloeden te elimineren. Plaats de volgende rat pas nadat de apparatus volledig is opgedroogd.
    ​OPMERKING: Test alle ratten sequentieel in een roterende volgorde gedurende drie ronden. Houd een interval van ten minste 10 min aan tussen twee opeenvolgende MWT-metingen bij dezelfde rat. Gebruik het gemiddelde van de drie metingen als de uiteindelijke MWT-waarde voor elke rat.

6. Electromyografie (EMG)-registratie

OPMERKING: Voer op Dag 3 na het vestigen van het model een EMG in rusttoestand uit met gebruik van een systeem voor de acquisitie en analyse van biologische signalen.

  1. Anestheseer de rat door inhalatie van isofluraan (inductieconcentratie 3%–4%, onderhoudsconcentratie 1,5%–2,0%). Fixeer het dier in buikligging op het experimentele platform en leg de linker voorpoot volledig vrij.
  2. Sluit de aansluiddraden van de registratie-elektroden aan op de aangewezen acquisitiekanalen. Start de acquisitiesoftware en selecteer de EMG signaalmodus, en stel de bemonsteringsfrequentie in op 20 kHz met een banddoorlaatfilterbereik van 15 Hz–5 kHz.
  3. Desinfecteer de spieren van de linker voorpoot (musculus flexor carpi radialis, musculus flexor carpi ulnaris, musculus biceps brachii en musculus triceps brachii) met ontvette wattenbolletjes gedrenkt in 75% medische ethanol.
  4. Plaats de naaldregistratie-elektrode loodrecht in de muscle belly, orthogonaal georiënteerd ten opzichte van de richting van de spiervezels. Plaats een tweede naaldelektrode op 3–5 mm afstand als referentie-elektrode en plaats de grounding-elektrode in de basis van de staart.
  5. Observeer de insertieactiviteit direct na het inbrengen van de naald. Zodra de insertiepotentialen zijn verdwenen en de spier volledig ontspannen is, wordt het rust-EMG-signaal gedurende 1 minuut per rat geregistreerd.
    OPMERKING: Zorg gedurende de gehele opname voor een rustige omgeving en minimaliseer externe elektromagnetische interferentie. Veelvoorkomende interferenties zijn netfrequentie-interferentie door wisselstroom en hoogfrequente ruis van andere laboratoriumapparatuur, wat zich manifesteert als regelmatige sinusgolven die over de elektromyogrammen zijn gelegd. Deze interferenties kunnen worden verminderd door middel van aarding, filterinstellingen en omgevingsbeheer.
  6. Verwijder alle naaldelektroden voorzichtig en plaats de rat terug in de thuiskooi, zodat deze spontaan kan herstellen van de anesthesie.
  7. Nadat de EMG-registratie voor elke rat is voltooid, dienen de naaldelektroden te worden gereinigd met 75% medische ethanol met behulp van vetvrije wattenbolletjes en grondig te worden gedroogd met steriel gaas om kruiscontaminatie te voorkomen.

7. Ganganalyse bij ratten

OPMERKING: Voer de ganganalyse uit op de eerste dag na voltooiing van de acupotomie-interventie (postoperatieve dag 15 na de modeloperatie). Het ganganalysesysteem bestaat uit een loopband uitgerust met een transparante band, een hogesnelheidsdigitale camera die onder de band is geplaatst en een computerwerkstation.

  1. Plaats de rat op de loopband en laat deze 3 min vrij acclimatiseren.
  2. Activeer de loopband en verhoog de snelheid geleidelijk vanaf 5.0 cm/s totdat de rat een stabiele gang vertoont zonder exploratief gedrag.​
  3. Neem met de hogesnelheidscamera een video van 10 s op van de rat die loopt, vanuit ventraal perspectief (onderaanzicht).
  4. Veeg na afloop van de test voor elke rat de loopband en de testkamer grondig af met 75% ethanol om resterende geuren te verwijderen die volgende gedragsbeoordelingen kunnen beïnvloeden. Laat de band volledig drogen voordat de volgende rat wordt geplaatst.
  5. Importeer de opgenomen video's in de analysesoftware. Gebruik de software om de plaatsing van de poten van elke ledemaat te identificeren en een reeks gangparameters te extraheren.
  6. Exporteer na voltooiing van de geautomatiseerde analyse de gegevens van de gangparameters voor daaropvolgende statistische analyse.
  7. Neem de volgende gangparameters op in deze studie: het gemiddelde afdrukoppervlak van de linker voorpoot (het gemiddelde van de grootte van de voetafdruk over de gehele standfase), het maximale standoppervlak van de linker voorpoot (de maximale grootte van de voetafdruk over de gehele standfase), en de standdruk van de linker voorpoot (weerspiegelend de relatieve intensiteit van de pootdruk tijdens de standfase zoals geregistreerd door het ganganalysesysteem).
    ​OPMERKING: Verzamel drie geldige gangsequenties voor elke rat en gebruik het gemiddelde van deze drie metingen voor de analyse.

8. HE-kleuring van de zenuwwortelweefsels

OPMERKING: Verzamel na de gedragstesten op postoperatieve dag 15 na de modeloperatie weefselmonsters van de zenuwwortel voor HE-kleuring.

  1. Anestheseer de ratten door intraperitoneale injectie van 2% natriumpentobarbital (0,3 mL/100 g) en voer een transcardiale perfusie uit met paraformaldehyde.
  2. Disseceer de spinale zenuwwortels C6–T1 en dompel het weefsel 48 u gedurende de nabehandeling onder in 4% paraformaldehyde bij 4 °C.
    WAARSCHUWING: Behandel paraformaldehyde als een irriterende stof in een goed geventileerde omgeving of onder een chemische afzuigkap.
  3. Spoel het gefixeerde zenuwwortelweefsel 1 u onder stromend kraanwater om resterende fixatieve te verwijderen.
  4. Onderwerp het weefsel aan stapsgewijze ethanol-dehydratie, ontvet opeenvolgend in xyleen (I) en xyleen (II), bedrijf in paraffine en snijd in secties met een dikte van 3–5 µm. Bak de secties bij 65 °C.
  5. Ontwas de secties opeenvolgend in xyleen (I) en xyleen (II), telkens 8 min. Rehydrateer de secties via een gradiënt van ethanol (100% gedurende 15 min, 95% gedurende 5 min, 80% gedurende 5 min, 70% gedurende 3 min) en dompel ze vervolgens 2 min onder in gedistilleerd water.
  6. Kleur de secties 5 s met een hematoxiline-oplossing en spoel ze vervolgens 2 min onder stromend water om overtollige kleurstof te verwijderen.
  7. Differentieer de secties 30 s in gedistilleerd water. Dompel de secties 10 s onder in 70% ethanol, gevolgd door 10 s in 80% ethanol.
  8. Kleur de secties 4 min met een eosine-oplossing en spoel ze vervolgens onder stromend water om oppervlakkige kleurstof te verwijderen. Dehydrateer de secties via een gradiënt van ethanol (70% gedurende 10 s, 80% gedurende 10 s, 95% gedurende 10 s, 100% gedurende 160 s) en ontvet ze 4 min in xyleen.
  9. Monteer de coupes met neutrale hars.
  10. Onderzoek de pathologische en morfologische veranderingen van het spinale zenuwwortelweefsel onder een lichtmicroscoop bij een vergroting van 400× en leg microscopische beelden vast van representatieve doelgebieden.

9. Statistische analyse

  1. Voer statistische analyses uit met behulp van SPSS-software. Geef continue variabelen die voldoen aan een normale distributie weer als gemiddelde ± standaarddeviatie.
  2. Analyseer onder de aannames van normaliteit en homogeniteit van variantie de mechanische terugtrekkingdrempels met behulp van een analyse van variantie voor herhaalde metingen, en analyseer loopestparameters met behulp van een éénweg ANOVA. Voer post hoc paarsgewijze vergelijkingen tussen groepen uit met de Least Significant Difference (LSD)-toets.
  3. Pas niet-parametrische toetsen toe indien niet wordt voldaan aan de aannames van normale distributie of homogeniteit van variantie.
  4. Beschouw verschillen als statistisch significant bij p < 0,05.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Beoordelingen van de mechanische terugtrekdrempel (MWT) toonden vergelijkbare basiswaarden aan in alle groepen voorafgaand aan de modelinductie. Op de 3e dag na de modellering en de sham-operatie werd geen significant verschil waargenomen tussen de sham-groep en de controlegroep (p > 0,05). In tegenstelling hiermee vertoonden zowel de model- als de acupotomiegroep een duidelijke afname van de MWT ten opzichte van de sham-groep (p < 0,01, Figuur 4). Na voltooiing van d...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De selectie van een geschikt diermodel is een vereiste voor het ontrafelen van de pathogenese van cervicale spondylose (CS) en voor het rigoureus evalueren van therapeutische interventies. Momenteel wordt de intravertebrale nylonhechtingsmethode veelvuldig toegepast vanwege de voordelen van relatieve eenvoud, een korte modelleringscyclus en een hoge reproduceerbaarheid en betrouwbaarheid15,20. Bij deze benadering wordt een compressiemateriaal in het spinale kanaa...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Alle auteurs hebben verklaard dat er geen potentiële belangenverstrengeling is.

Dankbetuigingen

Deze studie werd ondersteund door het National Key Research and Development Program of China (subsidienummer 2023YFC3502703) en het Key Project of the Hubei Provincial Natural Science Foundation Innovation and Development Joint Fund (subsidienummer 2024AFD271).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
spuit van 0,5 mLHebei Yunsheng Biotechnology Co., LtdSN-04442
spuit van 1 mLShanghai Zhiyu Medical Equipment Co., LTDZSQ-1
4-0 hechtdraad met naald, enkelarmig (4×12)GLASJZZSX193
75% alcoholShandong Anjie Gaoke Disinfection Technology Co. LTD75-500 ml
AcupotomienaaldBeijing Huaxia Blue Chip Biotechnology Co., Ltd.HY0440
Adhesieve objectglasCITOTEST188105
Systeem voor de acquisitie en analyse van biologische signalenTechmanBL-420N
Systeem voor biologische signaalacquisitie en -analyse (software)TechmanBL-420N Versie 3.0.0.237
DekglasCitotest Labware Manufacturing Co.,Ltd10212432C
DehydratorDIAPATHDonatello
Elektronische balansMettler-ToledoME203E/02
Elektrothermische blast-droogovenLaboratoriumGEL-70
InbedmachineWuhan Junjie Electronics Co., LtdJB-P5
Milieuvriendelijke transparante vloeistof voor het verwijderen van wasServicebioG1128-1L
ESD-veilige zwarte roestvrijstalen pincet (gebogen punt)solomenESD-15
EthanolSCRC100092683
Vetvrij wattenbolletjeCaoxian Hualu Sanitary Material Co. LTDTZMQ-500
Hematoxylin-eosien (HE) HD constant kleurkit ServicebioG1076
Hemostatische klemmensolomenB0557
IBM SPSS StatisticsIBM CorporationVersie 22.0
BeeldvormingssysteemNikonNIKON DS-U3
IodofoorShandong Anjie Gaoke Disinfection Technology Co. LTDDF-500
IsofluraanRWD life scienceR510-22-10
Latex handschoenenBeijing Ruijing Latex Products Co. LTDRJJC-S
Mechanisch apparaat voor de pootpriktestKew-basisKW-CT-1
Medische pincettenAIZANCHENGAZN00008
Mosquito-hemostatische klemmenServicebioQX1310D
Neutraal gomSCRC10004160
Normale zoutoplossingSHIMENSLYS-500ml
Oogheelkundige scharensolomenB0754
vloeibare paraffineMacklin8012-95-1
Paraformaldehyde-fixeeroplossing (neutraal)ServicebioG1101
PathologiesnijderShanghai Leica Instrument Co., LtdRM2016
Penicilline G natrium voor injectieJilin Huamu Animal Health Product Co., Ltd.Veterinair Geneesmiddelengoedkeuringsnummer 070011248
Poly-L-lysine-oplossingShanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.R23126-50ml
Knipper voor knaagdierensolomenB1564
Beeldvormings- en analysesysteem voor de gangloop van knaagdierenSlimTreadScan; BCamCapture
Beeldvormings- en analysesysteem voor de gang van knaagdieren (software)SlimTreadScan Versie 4.00; BCamCapture Versie 3.00
SD-rattenBeijing Sibefei Biotechnology Co., LtdA102
Anesthesieapparaat voor kleine dieren YuYAN ABM
Stoomsterilisator (autoclaaf)YamatoSQ810C
Chirurgisch mesjesolomenB1177
Chirurgisch maskerwinnaarWJKZ-1
Chirurgische naaldhoudersolomenB0772
Chirurgische scharenGLASJZZSX-ZC544R
WeefselspreiderZhejiang Kehua Instrument Co., Ltd KD-P
Ultrapuur waterzuiveringssysteemAiken water ElAK-RO-C2
Universele weefselfixatievloeistof (neutraal)ServicebioG1101-15ML
Rechte optische microscoopNikonNIKON ECLIPSE E100
XyleenSCRC10023418

Referenties

  1. Theodore N. Degenerative cervical spondylosis. N Engl J Med. 2020;383(2):159-68.
  2. Yeshna, Singh M, Monika, Kumar A, Garg V, Jhawat V. Pathophysiology and emerging therapeutic strategies for cervical spondylosis: the role of pro-inflammatory mediators, kinase inhibitors, and organogel-based drug delivery systems. Int Immunopharmacol. 2025;151:114350.
  3. Nouri A, Tetreault L, Singh A, Karadimas SK, Fehlings MG. Degenerative cervical myelopathy: epidemiology, genetics, and pathogenesis. Spine (Phila Pa 1976). 2015;40(12):E675-93.
  4. Lakhapate SS, Devade OA, Redasani VK. A brief review on cervical spondylosis. J Drug Deliv Ther. 2025;15(7):144-149.
  5. Chen B, et al. Acupotomy versus acupuncture for cervical spondylotic radiculopathy: protocol of a systematic review and meta-analysis. BMJ Open. 2019;9(8):e029052.
  6. Yang F, Li WX, Liu Z, Liu L. Balance chiropractic therapy for cervical spondylotic radiculopathy: study protocol for a randomized controlled trial. Trials. 2016;17(1):513.
  7. Woods BI, Hilibrand AS. Cervical radiculopathy: epidemiology, etiology, diagnosis, and treatment. J Spinal Disord Tech. 2015;28(5):E251-259.
  8. Kartha S, Weisshaar CL, Philips BH, Winkelstein BA. Pre-treatment with meloxicam prevents the spinal inflammation and oxidative stress in DRG neurons that accompany painful cervical radiculopathy. Neuroscience. 2018;388:393-404.
  9. Harirforoosh S, Asghar W, Jamali F. Adverse effects of nonsteroidal anti-inflammatory drugs: an update of gastrointestinal, cardiovascular and renal complications. J Pharm Pharm Sci. 2013;16(5):821-847.
  10. Jiang G, Wan B, Huang W, Chen L, Duan B, Wang Y. Influence of acupotomy loosing on IL-6, IL-10 and TNF-α in synovial fluid of rheumatoid arthritis patients with elbow joint stiffness. World J Acupunct Moxibustion. 2018;28(2):91-96.
  11. Sun J, et al. Acupotomy therapy for knee osteoarthritis pain: systematic review and meta-analysis. Evid Based Complement Alternat Med. 2020;2020:2168283.
  12. Hu J, Tong H, Zhang J, Jiang L. Acupotomy for musculoskeletal pain: exploring therapeutic potential and future directions. J Pain Res. 2025;18:3027-3036.
  13. Kwon CY, Yoon SH, Lee B. Clinical effectiveness and safety of acupotomy: an overview of systematic reviews. Complement Ther Clin Pract. 2019;36:142-152.
  14. Lijian Z, Zhen Z, Yuan Y, Nachuan Z. Ultrasound-guided acupotomy for cervical spondylosis: a systematic review and meta-analysis based on GRADE quality assessment. Front Pain Res (Lausanne). 2025;6:1654265.
  15. Shi T, et al. Acupuncture relieves cervical spondylosis radiculopathy by regulating spinal microglia activation through MAPK signaling pathway in rats. J Pain Res. 2023;16:3945-3960.
  16. Mogil JS. Animal models of pain: progress and challenges. Nat Rev Neurosci. 2009;10(4):283-294.
  17. Yamauchi M, Sekiyama H, Shimada SG, Collins JG. Halothane suppression of spinal sensory neuronal responses to noxious peripheral stimuli is mediated, in part, by both GABA(A) and glycine receptor systems. Anesthesiology. 2002;97(2):412-417.
  18. Li Q, Mathena RP, Eregha ON, Mintz CD. Effects of early exposure of isoflurane on chronic pain via the mammalian target of rapamycin signal pathway. Int J Mol Sci. 2019;20(20):5102.
  19. Boegel K, Gyulai FE, Moore KK, Gold MS. Deleterious impact of a γ-aminobutyric acid type A receptor-preferring general anesthetic when used in the presence of persistent inflammation. Anesthesiology. 2011;115(4):782-790.
  20. Liguo Z, Bin T, Xu W, He Y. Research progression and evaluation of an animal model of cervical radiculopathy. Chin J Tissue Eng Res. 2018;22(35):5700-5705.
  21. Caridi JM, Pumberger M, Hughes AP. Cervical radiculopathy: a review. HSS J. 2011;7(3):265-272.
  22. Liu DL, et al. Chronic cervical radiculopathic pain is associated with increased excitability and hyperpolarization-activated current (Ih) in large-diameter dorsal root ganglion neurons. Mol Pain. 2017;13:1744806917707127.
  23. Rothman SM, Winkelstein BA. Chemical and mechanical nerve root insults induce differential behavioral sensitivity and glial activation that are enhanced in combination. Brain Res. 2007;1181:31-43.
  24. Rothman SM, Huang Z, Lee KE, Weisshaar CL, Winkelstein BA. Cytokine mRNA expression in painful radiculopathy. J Pain. 2009;10(1):90-99.
  25. Hubbard RD, Winkelstein BA. Transient cervical nerve root compression in the rat induces bilateral forepaw allodynia and spinal glial activation: mechanical factors in painful neck injuries. Spine (Phila Pa 1976). 2005;30(17):1924-1932.
  26. Costigan M, Scholz J, Woolf CJ. Neuropathic pain: a maladaptive response of the nervous system to damage. Annu Rev Neurosci. 2009;32:1-32.
  27. Vrinten DH, Hamers FFT. "CatWalk" automated quantitative gait analysis as a novel method to assess mechanical allodynia in the rat: a comparison with von Frey testing. Pain. 2003;102(1-2):203-209.
  28. Gonçalves LI, Oliveira Junior PH, Baima JPS. Cervical radiculopathy for neurologists: the role of electrodiagnosis. Arq Neuropsiquiatr. 2025;83(10):s00451812893.
  29. Tong HC. Incremental ability of needle electromyography to detect radiculopathy in patients with radiating low back pain using different diagnostic criteria. Arch Phys Med Rehabil. 2012;93(6):990-992.
  30. Lee SJ, Han TR, Hyun JK, Jeon JY, Myong NH. Electromyographic findings in nucleus pulposus-induced radiculopathy in the rat. Spine (Phila Pa 1976). 2006;31(18):2053-2058.
  31. Fisher MA. Electrophysiology of radiculopathies. Clin Neurophysiol. 2002;113(3):317-35.
  32. Miller AL, Golledge HDR, Leach MC. The influence of isoflurane anaesthesia on the rat grimace scale. PLoS One. 2016;11(11):e0166652.
  33. Medeiros MA, Canteras NS, Suchecki D, Mello LEAM. c-fos expression induced by electroacupuncture at the Zusanli point in rats submitted to repeated immobilization. Braz J Med Biol Res. 2003;36(12):1673-1684.
  34. Grissom N, Kerr W, Bhatnagar S. Struggling behavior during restraint is regulated by stress experience. Behav Brain Res. 2008;191(2):219-226.
  35. Grissom N, Bhatnagar S. Habituation to repeated stress: get used to it. Neurobiol Learn Mem. 2009;92(2):215-224.
  36. Gray M, Bingham B, Viau V. A comparison of two repeated restraint stress paradigms on hypothalamic-pituitary-adrenal axis habituation, gonadal status and central neuropeptide expression in adult male rats. J Neuroendocrinol. 2010;22:92-101.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

AcupotomiebehandelingRatmodelZenuwwortelcompressieElektromyografieanalyseGanganalyseMechanische TerugtrekdrempelZenuwwortelhistopathologie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.