Methodenartikel

Beeldvorming van het transport van cerebrospinaal vocht door contrastversterkte magnetische resonantie-imaging via intraventriculaire infusie bij knaagdieren

55 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/72175

⸱

28 augustus 2026

 ,  , 
1Department of Electrical, Computer, and Systems Engineering, Case Western Reserve University, 2Department of Biomedical Engineering, Case Western Reserve University, 3Department of Radiology, Case Western Reserve University, 4Department of Physiology and Biophysics, Case Western Reserve University

In dit artikel

Samenvatting

Dit artikel presenteert een protocol voor intraventriculaire canulatie en tracer-infusie, specifiek ontwikkeld voor dynamische contrastversterkte MRI (DCE-MRI) studies bij knaagdieren. Het protocol maakt een continue toediening van de tracer mogelijk tijdens de beeldacquisitie, waardoor mapping van het transport van de tracer in de gehele hersenen en de klaring daaruit kan plaatsvinden binnen één enkele, ononderbroken imagingsessie.

Samenvatting

Intraventriculaire (ICV) canulatie maakt de toediening van exogene tracers of therapeutische middelen rechtstreeks in het laterale ventrikel mogelijk, de oorsprong van het circulatiepad van het cerebrospinaal vocht (CSF). Geinfuseerde moleculen worden door de bulkstroom van het CSF via de ventriculaire compartimenten naar de subarachnoïdale ruimte getransporteerd en dringen vervolgens het hersenparenchym binnen via de perivasculaire ruimte. Conventionele ICV-canulatiemethoden maken echter doorgaans gebruik van ferromagnetische canules, die incompatibel zijn met MRI-onderzoeken en daarom vereisen dat de infusie buiten de scanner wordt uitgevoerd en de canule vóór de beeldvorming wordt verwijderd. De tijd die nodig is voor het transport van dieren en de configuratie van de beeldvorming leidt vaak tot het verlies van de initiële, en waarschijnlijk meest kritische, fase van het transport van de tracer. Hier beschrijven we een MRI-compatibel ICV-canulatie- en infusieprotocol voor knaagdieren dat continue toediening van tracers in de scanner ondersteunt tijdens dynamische MRI-acquisitie. De infusielijn is volledig opgebouwd uit niet-magnetische materialen, waardoor ononderbroken beeldacquisitie binnen één sessie mogelijk is. Deze benadering is zeer geschikt voor dynamische contrast-enhanced MRI-studies naar CSF-dynamiek, glymfatisch transport, solute-klaring en intrathecale geneesmiddelentoediening.

Inleiding

De hersenen behoren tot de meest metabolisch actieve en dynamische organen in het lichaam, waarbij voortdurend afvalproducten worden gegenereerd die efficiënt moeten worden afgevoerd om een normale neurale functie te handhaven1. De ophoping van metabolisch afval is kenmerkend voor neurodegeneratie en hersenveroudering2. Het glymfatische systeem speelt een centrale rol in dit afvoerproces en faciliteert de verwijdering van metabolische bijproducten en toxisch afval via bulkstroom van het cerebrospinale vocht (CSF) en de uitwisseling van CSF met de interstitiële vloeistof (ISF)3,4,5, een proces dat wordt gefaciliteerd door de aquaporine-4 (AQP4) waterkanalen die zich op de astrocytaire eindvoetjes bevinden6. Een aanzienlijk begrip van de CSF-dynamiek is verkregen door het bestuderen van het transport van diverse CSF-tracers. Dynamische contrastversterkte MRI (DCE-MRI) met behulp van gadoliniumgebaseerde contrastmiddelen (GBCAs) is bijzonder geschikt voor de evaluatie van tracer-transport in de gehele hersenen7,8. De klinische relevantie van deze benadering is aangetoond door translationeel werk bij mensen. Intrathecale toediening van GBCAs gevolgd door seriële MRI werd gebruikt om de CSF-dynamiek in de menselijke hersenen te beoordelen9. Vervolgonderzoek demonstreerde tracer-transport door de gehele hersenen gevolgd door klaring gedurende de nacht10. Deze benadering is onlangs toegepast om een verminderd periarterieel tracer-transport aan te tonen bij proefpersonen met een verminderde reservecapaciteit voor de intracraniële druk-volumerelatie, alsook bij patiënten met idiopathische hydrocephalus bij normale druk11. Deze studies vestigen DCE-MRI van CSF tracer-transport als een klinisch transleerbare methode en motiveren de ontwikkeling van rigoureuze, reproduceerbare preklinische methoden voor mechanistisch onderzoek naar de regulatie van CSF-dynamiek en afvalklaring.

Intra-cisterna magna (ICM)-cannulatie wordt veelvuldig gebruikt in glymfatische studies voor de toediening van tracers12Echter wordt slechts ongeveer 20% van de toegediende GBCA's via deze route wordt getransporteerd naar het hersenparenchym, waarbij het grootste deel direct in de ruggenmerg- of lymfestelsels uitstroomt8Deze aanpak brengt bovendien het risico met zich mee dat het cerebellum of de hersenstam wordt beschadigd, en het fixeren van de canule voor longitudinale studies blijft technisch uitdagend. Intraventriculaire (ICV) canulatie is ontstaan als een robuuster alternatief.13,14,15Een recente studie demonstreerde de reproduceerbaarheid en de belangrijkste voordelen ervan bij het toedienen van fluorescente tracers, waaronder een stabiele fixatie van de canule die vrije beweging van het dier mogelijk maakt en herhaalde injecties van tracers in longitudinale studies ondersteunt.13.

Ondanks deze voordelen zijn bestaande protocollen voor ICV-cannulatie niet direct compatibel met MRI-studies16. Omdat ICV-cannulatie penetratie van het hersenparenchym vereist, worden doorgaans ferromagnetische canules gebruikt die ernstige susceptibiliteitsartefacten in MRI-beelden veroorzaken. Bijgevolge moet de infusie van de tracer buiten de scanner plaatsvinden, waarbij de canule wordt verwijderd voordat het dier voor beeldvorming wordt overgeplaatst. Een typische workflow omvat het verkrijgen van een basisscan, het weghalen van het dier voor cannulatie en tracerinfusie, en vervolgens het opnieuw positioneren van het dier voor opeenvolgende dynamische scans. Deze onderbroken workflow verhindert een continue, op de basislijn refererende acquisitie en introduceert fouten door herpositionering die de voxel-gewijze kinetische analyse kunnen beïnvloeden. Belangrijker nog is dat de vroege opnamefase doorgaans het meest dynamische maar kortstondige deel van de tracerkinetiek is; het overplaatsen van het dier en het instellen van de scanner tijdens dit tijdvenster leidt tot het verlies van de meest informatieve gegevens.

Hier presenteren wij een protocol dat deze beperkingen aanpakt door een MRI-compatibele ICV-infusielijn te integreren met de mogelijkheid om contrastmiddelen in de scanner toe te dienen, waardoor continue dynamische MRI-acquisitie bij knaagdieren mogelijk is. Deze aanpak maakt kwantitatieve mapping van het transport van CSF-tracers in de gehele hersenen mogelijk binnen één enkele, ononderbroken imagingsessie. Dit protocol is zeer geschikt voor het bestuderen van CSF-dynamiek in de gehele hersenen, glymfatisch transport en de kinetiek van opgeloste stoffen bij de klaring. Hoewel hier beschreven voor volwassen ratten, kan het protocol worden aangepast voor muizen met passende correcties van de canulatiecoördinaten en infusieparameters15.

Protocol

Het onderstaande protocol is goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van Case Western Reserve University (A-3145-01-2023-0015), in overeenstemming met de Guide for the Care and Use of Laboratory Animals en het Public Health Service Policy on Humane Care and Use of Laboratory Animals. De gebruikte reagentia en apparatuur zijn vermeld in de Tabel met materialen.

1. Voorbereiding van de infusielijn

  1. Knip met gekartelde scharen een segment van 30 mm van de koperen canule en een stuk polyethyleen (PE) slang van 2 m af.
  2. Vezel onder een microscoop voorzichtig één uiteinde van de PE slang uit met een 30 G naald, voer vervolgens de koperen canule in het uitgezette uiteinde in en bevestig de verbinding met cyanoacrylaatlijm. Verbind het andere uiteinde van de PE slang met een 30 G naald.
    OPMERKING: Koper is zeer ductiel; zorg ervoor dat het lumen tijdens het knippen niet inklapt. Voorkom dat de canule vervormt of dat de slang wordt doorboord tijdens de assemblage. De lengte van de PE slang moet voldoende zijn om de spuitpomp buiten het randveld van de scanner te kunnen plaatsen.
  3. Vul de canule-slangassemblage met ontgaste traceroplossing en verbind deze met een 50 µL Hamilton-spuit. Wikkel polytetrafluoretheen (PTFE) afdichtingstape om de spuitpunt om lekkage te voorkomen. Wees voorzichtig om tijdens dit proces geen luchtbellen te introduceren.
  4. Bevestig de Hamilton-spuit op de spuitpomp en trek nog eens 30 µL traceroplossing in de spuit.

2. Cannulatieprocedure

  1. Weeg de rat en anesthetiseer deze met een intraperitonele injectie van ketamine (90 mg/kg) en xylazine (10 mg/kg). Bevestig een adequate anesthesiediepte middels de teenknijpreflex. Vul indien nodig aan met een derde van de initiële dosis en controleer opnieuw voordat u verdergaat.
  2. Scheer het hoofd en de nek, verwijder losse haren en steriliseer de blootgestelde huid met 70% ethanol-pads.
  3. Fixeer de rat in een stereotaxisch frame en plaats een warmtemat bedekt met absorberend papier onder het dier. Breng oogsalf aan in beide ogen om uitdroging van het hoornvlies te voorkomen.
  4. Stel de neusklem in om de schedel te nivelleren. Maak een midline-incisie en trek de huid terug met vier hemostatclips om het bregma en lambda bloot te leggen. Breng 3% waterstofperoxide aan op de schedel om resterend periosteum te verwijderen en de zichtbaarheid van de referentiepunten te verbeteren.
    OPMERKING: Een nauwkeurige nivellering van de schedel is essentieel voor een reproduceerbare plaatsing van de canule. Als praktische kwaliteitscontrole worden de mediolaterale (ML) en dorsoventrale (DV) coördinaten bij bregma en lambda vergeleken: als de schedel correct is genivelleerd, mag het verschil tussen de twee referentiepunten 0,2 mm niet overschrijden in zowel de ML- als de DV-as.
  5. Bevestig de elektrische boor met een fijne boorkop aan de stereotaxische arm en zorg dat de arm stevig is vergrendeld.
  6. Positioneer de boorkop bij bregma en beweeg vervolgens 0,7 mm posterieur en 1,4 mm lateraal naar rechts. Laat de boorkop zakken tot deze het schedeloppervlak raakt en noteer de DV-coördinaat.
  7. Voer de boor onder microscoopobservatie in stappen van 0,1 mm verder naar beneden. Stop onmiddellijk zodra de schedel is doorboord (de typische schedeldikte bij volwassen ratten is 0,3–0,4 mm).
  8. Vervang de boor door de vooraf geladen canule op de stereotaxische arm. Bedien de infusiepomp kort totdat er net vloeistof uit de canuletip komt, ter bevestiging van een onbelemmerde vloeistofstroom.
  9. Zorg dat de canule loodrecht op het schedeloppervlak is gemonteerd en richt deze vervolgens uit boven het boorgat. Voer de canule met 0,1 mm/s in tot een uiteindelijke doeldiepte van 3,5 mm onder het dura-oppervlak.
  10. Breng een druppel weefsellijm aan op de interface tussen de canule en de schedel. Nadat dit is uitgehard, wordt de incisie van de hoofdhuid met hechtingen gesloten en wordt de koperen canule voorzichtig parallel aan het schedeloppervlak gebogen om contact met de MRI-spoel te voorkomen.

3. MRI-opstelling en dynamische acquisitie

  1. Plaats de volumezender-spoel in het isocentrum van de scanner.
  2. Verplaats het dier in buikligging naar een MRI-compatibele houder. Sluit het fysiologische monitoringsysteem aan, inclusief de ademhalingssensor en de rectale temperatuursonde. Schakel het circulerende warme waterbad in om de lichaamstemperatuur op ~37 °C te houden.
  3. Houd gedurende de scansessie een adequate anesthesie in stand met aanvullend isofluraan toegediend via een neusmasker. Pas de isofluraanconcentratie aan tussen 0,25% en 1,0% om een ademhalingsfrequentie van 50–70 ademhalingen/min te behouden.
    OPMERKING: Ketamine-xylazine anesthesie, toegediend vóór de canulatiechirurgie, zorgt voor residuele sedatie tijdens de initiële overplaatsing naar de MRI-houder. Introduceer isofluraan geleidelijk en monitor de ademhalingsfrequentie continu tijdens de scan.
    WAARSCHUWING: Isofluraan is een vluchtig middel dat een inhalatiegevaar vormt; gebruik actieve afzuiging en minimaliseer de blootstelling van personeel.
  4. Plaats de infusiepomp buiten het randveld van de magneet, stel de infusiesnelheid in op 1 µL/min en de infusieduur op 20 min, wat overeenkomt met een totaal infusievolume van 20 µL. Arrangeer en bevestig de infusielijn zorgvuldig langs de houder om spanning en verschuiving te voorkomen.
    WAARSCHUWING: Ferromagnetische objecten kunnen gevaarlijke projectielen worden wanneer ze dicht bij een MRI-scanner worden geplaatst. Houd alle MRI-incompatibele apparatuur buiten het randveld.
  5. Monteer de surface array-spoel direct over de dorsale schedel, gecentreerd op de hersenen. Plaats een klein stukje absorberend papier tussen de spoel en de incisielocatie om eventuele wondexsudatie op te vangen.
  6. Schuif de houder in de magneet totdat de hersenen zich in het isocentrum bevinden. Verifieer dat de infusielijn en de fysiologische monitoringsleads onbelemmerd blijven.
  7. Voer de initiële scanner-instellingen uit en neem anatomische beelden op om de succesvolle plaatsing van de canule te bevestigen.
  8. Start na het verkrijgen van de basisbeelden gelijktijdig de infusiepomp en de dynamische scan, en ga door met de acquisitie gedurende in totaal 3 u (zie Tabel 1 voor acquisitiedetails).

Resultaten

Het chirurgische werkstation is zo geconfigureerd dat een nauwkeurige positionering van de boor mogelijk is om het laterale ventrikel te targeten (0,7 mm posterieur en 1,4 mm lateraal ten opzichte van bregma; Figuur 1A,D). De infusielijn bestaat uit een koperen canule van 30 mm, een segment PE-tubing van 2 m en een naald van 30 G, verbonden met een Hamilton-spuit (Figuur 1B). De verlengde lengte van de tubing maakt het mogelijk om de spuitpomp buiten het randveld van de scanner te plaatsen. Na het boren van het boorgat wordt de vooraf gevulde infusielijn op de stereotaxische arm gemonteerd en wordt de canule tot op een diepte van 3,5 mm onder het duraaloppervlak in het laterale ventrikel gebracht (Figuur 1C). Zodra deze is vastgezet, wordt de canule parallel aan het schedeloppervlak gebogen om contact met de MRI-spoel te voorkomen (Figuur 1E).

Een succesvolle ICV-cannulatie kan worden bevestigd aan de hand van anatomische beelden die het ventriculaire systeem en het traject van de canule duidelijk laten zien, waardoor de punt van de canule direct gevisualiseerd kan worden binnen het lumen van het ventrikel in zowel sagittale (Figuur 2A) als axiale (Figuur 2B) weergaven. Deze beelden maken het ook mogelijk om dieren met een onjuiste plaatsing van de canule uit te sluiten van de DCE-MRI-scans, waaronder onder-insertie, waarbij de punt eindigt in het corpus callosum, en over-insertie, waarbij de punt doorloopt tot in de thalamus. De ruimtelijk-temporele distributie van de tracer in de DCE-MRI-scans kan een aanvullende bevestiging bieden van de juiste plaatsing van de canule, aangezien onjuiste plaatsingen de tracer in het hersenparenchym afleveren, wat leidt tot kinetiek die inconsistent is met de propagatie van de tracer in het ventrikel.

Voor DCE-MRI-scans wordt de ICV-infusie van contrastmiddelen gestart na de baseline-acquisitie, en de dynamische beeldacquisitie kan tot 3 u of langer duren (Figuur 2C). Figuur 2D toont representatieve 3D T1-gewogen beelden die zijn verkregen op verschillende tijdstippen na infusie van het contrastmiddel. Aan het einde van de 20-minuten durende infusie is contrastversterking al duidelijk zichtbaar in het geïnfuseerde (ipsilaterale) zijventrikel, het derde en vierde ventrikel en de cisterna magna, wat wijst op een snelle bulk-flow-propagatie van de tracer via het ventriculo-subarachnoïdale pad. Signaalversterking wordt ook waargenomen in het parenchym rondom het ipsilaterale zijventrikel, wat suggereert dat de tracer via het ependymale membraan naar het periventriculaire weefsel wordt getransporteerd.

Een meer kwantitatieve evaluatie van het transport van het contrastmiddel kan worden verkregen met parametrische mappingtechnieken, zoals T1 en T2 mapping met behulp van magnetic resonance fingerprinting (MRF; Figuur 3). In de intrathecale compartimenten neemt de T1 snel af tijdens de infusie, waarbij de verspreiding plaatsvindt van het ipsilaterale laterale ventrikel naar het derde en vierde ventrikel, waarbij de cisterna magna een lichte vertraging vertoont in het begin van de T1-verkorting. ICV-toegediende contrastmiddelen vertonen ook een uitgebreide penetratie in het hersenparenchym, waarbij periventriculaire regio's (proximaal) een earlier en meer uitgesproken T1-reductie laten zien, terwijl meer distale regio's een vertraagde en verminderde T1-reductie vertonen. Met een scanprotocol van 3 u kan de klaring van het contrastmiddel uit het hersenparenchym ook worden geëvalueerd aan de hand van de kinetiek van het T1-herstel. Samen ondersteunt dit protocol de dynamische monitoring van de belangrijkste fasen van het CSF-tracer transport, waaronder snelle ventriculaire distributie, intrathecale propagatie, parenchymale opname en daaropvolgende klaring, binnen één enkele continue MRI-sessie.

figure-results-1
Figuur 1: Chirurgische opstelling en assemblage van de infusielijn voor MRI-compatibele ICV-cannulatie. (A) Chirurgisch werkstation. Een elektrische boor is boven het operatieveld geplaatst voor het boren van het boorgat. (B) Geassembleerde infusielijn, bestaande uit een 30 G naald (rode pijl), een polyethyleen slangsegment van 2 m (groene pijl) en een koperen canule van 30 mm (blauwe pijl). (C) Vooraf geladen infusielijn gemonteerd op de stereotaxische arm voor implantatie van de canule. (D) Coördinaten voor implantatie van de canule. (E) Definitieve weergave vóór sluiting; de koperen canule is parallel aan het schedeloppervlak gebogen om contact met de MRI-spoel te vermijden. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2Plaatsing van de canule en dynamische monitoring van het transport van het contrastmiddel na ICV-infusie. (A,B) Visualisatie van de plaatsing van de canule (rode pijlen) in anatomische beelden in respectievelijk het sagittale en axiale vlak. (C) Schema van het beeldvormingsprotocol. (D) Representatieve 3D T1-gewogen beelden op geselecteerde tijdstippen in de sagittale (boven), axiale (midden) en coronale (onder) weergaven. Schaalbalken, 5 mm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 3: Kwantitatieve beoordeling van tracer-transport via magnetic resonance fingerprinting (MRF). (A) T1 (boven) en T2 (beneden) kaarten gereconstrueerd uit 3D MRF-gegevens op geselecteerde tijdstippen na ICV-infusie. Schaalbalk, 5 mm. (B) Gemiddelde T1 tijdsklassen in intrathecale compartimenten, inclusief het ipsilaterale laterale ventrikel (LV), derde ventrikel (V3), vierde ventrikel (V4) en cisterna magna (CM). Het grijze gearceerde gebied geeft de infusieperiode van 20 min aan. (C) Gemiddelde T1 tijdsklassen in parenchymaal weefsel proximaal en distaal van V4 en het ipsilaterale LV. De locaties van de ROI's voor de tijdsklassen zijn weergegeven in (A). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-4
Figuur 4: Schema's van het transport van CSF-tracers na ICV-infusie. (A) Sagittaal aanzicht waarop de infusie van de tracer via een ICV-canule en de daaropvolgende bulkstroomverdeling door het ventrikelsysteem naar de subarachnoïdale ruimte (rode pijlen) wordt weergegeven, evenals het transport over het ependymale membraan naar het aangrenzende hersenparenchym (blauwe pijlen). LV: laterale ventrikel; V3: derde ventrikel; V3v: ventrale derde ventrikel; V4: vierde ventrikel; CM: cisterna magna. (B) Uitvergroot schema van het omkaderde gebied in (A) waarop de uitwisselingsroute tussen CSF en ISF wordt weergegeven. CSF komt het parenchym binnen langs de para-arteriële ruimte, gefaciliteerd door aquaporine-4 waterkanalen (AQP4) die tot expressie komen op astrocytaire voetjes, beweegt door convectiestroom door de interstitiële ruimte en verlaat deze via de para-veneuze ruimte naar de drainageader. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

ParametersDCE-MRI (3D FLASH)3D MRF
SequentietypeT1-gewogen 3D FLASH3D MRF (stack-of-spirals)
TR / TE (ms)20.0 / 2.710.0 / 2.0
Fliphoek10°Variabel (variabel-fliphoek schema)
MagnetisatiepreparatieU heeft geen brontekst opgegeven om te vertalen. Voeg alstublieft de Engelse tekst toe die u naar het Nederlands vertaald wilt hebben.Inversie- of T2-voorbereiding (6 van 8 segmenten)
Gezichtsveld36 × 24 × 24 mm³60 × 60 mm² (in-vlak); 15 mm (door-vlak)
Matrixgrootte144 × 96 × 96300 × 300 (in-plane); 30 (door het vlak)
Ruimtelijke resolutie0,25 mm isotroop0.2 × 0,2 mm² (in-vlak); 0,5 mm (door-vlak)
Temporele resolutie3 min/frame7 min/frame
k-ruimtetrajectCartesiaansStack-of-spirals-trajecten; 48 interleaves voor volledige bemonstering
VersnellingGeen (enkelvoudig gemiddelde)48-voudig (24× in-plane, 2× door het vlak)
OpmerkingAlle beeldvormingsexperimenten werden uitgevoerd op een 9,4 T Bruker BioSpin-systeem dat werkt op het ParaVision 360 v3.4-platform. Een 86-mm kwadratuur-volumespoel werd gebruikt als zender en een 4-kanaals surface array-spoel werd gebruikt als ontvanger. 

Tabel 1: MRI-acquisitieparameters.

Discussie

Het hier beschreven protocol integreert ICV-cannulatie met infusie tijdens het scannen en dynamische MRI-acquisitie, waardoor een kwantitatieve beoordeling van het transport van CSF-tracers in de gehele hersenen mogelijk is binnen één beeldsessie. De waarde, evenals de beperkingen, van ICV-infusie worden het best geëvalueerd in vergelijking met ICM-infusie. ICM-infusie vermijdt trans-parenchymale cannulatie en is daarom minder invasief. Echter, omdat de cisterna magna zich midden in het stroompad van de CSF-circulatie bevindt, kan ICM-infusie, vooral bij hogere infusiesnelheden, een tijdelijke omkering veroorzaken van de drukgradiënt die de CSF-circulatie aanstuurt17. Belangrijker is dat via ICM toegediende tracers snel worden verspreid naar de stroomafwaartse subarachnoïdale ruimte en vervolgens naar de perivasculaire ruimte. Hoewel AQP4-kanalen bij de eindvoetjes van astrocyten de CSF-ISF-uitwisseling faciliteren, zijn deze kanalen niet permeabel voor GBCA's vanwege hun grote moleculaire omvang. Als gevolg hiervan vertonen via ICM toegediende tracers een significant verminderde contrastverbetering in het parenchym vergeleken met ICV-infusie15, waardoor ICM-infusie minder geschikt is voor het bestuderen van de klaring van opgeloste stoffen uit de hersenen. ICV-infusie pakt deze beperkingen aan door tracers af te leveren nabij de endogene CSF-productieplaatsen13,14. Bovendien bevorderen de druk- en concentratiegradiënten tijdens ICV-infusie het directe transport van tracers over de ependymlaag13,14,15, waardoor deze tracers kunnen worden gebruikt als markers voor afvalklaring (Figuur 4).

Verschillende technische details zijn cruciaal voor reproduceerbare resultaten. Een nauwkeurige waterpassing van de schedel is essentieel voor een consistente targeting van het laterale ventrikel, aangezien de foutmarge voor de plaatsing van de canule zeer klein is vanwege de geringe omvang van het ventrikel. De assemblage van een verstoppingvrije en lekvrije infusielijn is even belangrijk. Luchtbellen of gedeeltelijke occlusies kunnen het infusieprofiel beïnvloeden en de interpretatie van de kinetiek in de vroege fase compromitteren; in het ergste geval kan een grote bel de lijn volledig blokkeren, wat leidt tot het mislukken van het experiment. Veelvoorkomende problemen tijdens de MRI-opstelling omvatten lekkage bij de verbinding tussen spuit en naald, wat kan worden verminderd met PTFE-afdichtingstape, en spanning op de infusielijn tijdens het plaatsen in de houder, wat kan worden voorkomen door de slang langs de houder te bevestigen om trekken of knikken te voorkomen.

De hier gepresenteerde doelcoördinaten en insertiediepte zijn geoptimaliseerd voor 12 weken oude Wistar-ratten en kunnen aanpassingen vereisen voor andere leeftijden en stammen. ICV-infusie kan worden uitgevoerd bij muizen met passende modificaties om rekening te houden met het lagere lichaamsgewicht en de kleinere ventrikelgrootte15. De infusiesnelheid en het totale volume kunnen worden aangepast op basis van de fysisch-chemische eigenschappen van de tracer, waaronder de moleculaire grootte en relaxiviteit; gezien het kleine volume van de ventriculaire compartimenten kunnen hogere infusiesnelheden de ventriculaire druk echter aanzienlijk verhogen en moeten ze daarom met voorzichtigheid worden gebruikt. Daarnaast biedt de koperen canule die in de huidige studie is gebruikt de kolomsterkte die nodig is om de dura te penetreren en het parenchym in één enkele, rechte beweging te doorkruisen. De ductiele eigenschappen maken het bovendien gemakkelijk te buigen, wat voordelig is bij spoelconfiguraties met beperkte ruimte18. RF-geïnduceerde opwarming is minimaal gezien de korte ingebedde lengte van de canule. Overmatige degradatie van koper kan echter vrije koperionen vrijgeven die neurotoxiciteit veroorzaken; daarom is een koperen canule waarschijnlijk ongeschikt voor chronische implantatie. Voor spoelconfiguraties die een uitstekende canule kunnen accommoderen, bieden silica- of PEEK-katheters voldoende mechanische sterkte voor insertie, terwijl deze toxiciteitsrisico's worden vermeden14,19,20.

Het hier gebruikte contrastmiddel (Gd-DOTA) heeft een molecuulgewicht van 558,65 Da, wat meerdere malen groter is dan endogene metabole opgeloste stoffen zoals lactaat (90 Da) en glucose (180 Da), maar veel kleiner is dan de grotere eiwitgebaseerde aggregaten die relevant zijn bij neurodegeneratie, zoals amyloïd-β monomeren (~4,5 kDa) of tau (~45–65 kDa). Dit maakt GBCA's geschikte surrogaten voor de klaringkinetiek van kleine moleculaire opgeloste stoffen, maar de bevindingen mogen niet direct worden geëxtrapoleerd naar de klaring van grotere macromoleculaire opgeloste stoffen. Bovendien kunnen de resultaten, aangezien AQP4-waterkanalen niet permeabel zijn voor GBCA's, niet direct worden geëxtrapoleerd naar de CSF-ISF-uitwisseling die door AQP4's wordt gefaciliteerd.

In de huidige studie volgde onmiddellijk na de canulatieprocedure een beeldsessie om de haalbaarheid aan te tonen. Het is vermeldenswaard dat de implantatie van een canule een ontstekingsreactie kan opwekken die de glymfatische functie kan onderdrukken13, en dat een wachttijd van 24 u het herstel van de glymfatische functie naar basiswaarden mogelijk zou maken21. Onderzoekers dienen deze factor in overweging te nemen bij het ontwerpen van studies die gericht zijn op het onderzoeken van de glymfatische functie. Bovendien rapporteerde een eerdere studie dat de instroom van CSF hoger is onder ketamine/xylazine dan onder isofluraan-anesthesie18. Bijgevolg maakt het huidige protocol gebruik van ketamine/xylazine voor de initiële inductie. Een enkele dosis ketamine/xylazine is echter onvoldoende om een stabiele anesthesie te handhaven gedurende de volledige duur van het gecombineerde canulatie- en beeldsessieprotocol. Het hier gebruikte anesthesieschema is aangepast van een eerdere studie waarin dexmedetomidine met een lage dosis isofluraan werd gebruikt22. Dit vormt een compromis tussen het handhaven van de fysiologische stabiliteit tijdens een langdurig protocol en het minimaliseren van de anesthesiegerelateerde onderdrukking van de glymfatische functie.

Ondanks de voordelen kent ICV-infusie enkele beperkingen. Gezien het kleine volume van het craniale CSF (~300 µL)23, kan slechts een beperkt volume tracers worden geïnfundeerd. Bovendien is de infusiesnelheid (1 µL/min) vergelijkbaar met de CSF-productiesnelheid (~1,6 µL/min)23,24; daarom wordt tijdens de infusie een voorbijgaande toename van de ventriculaire druk verwacht. Het verminderen van het infusievolume of de snelheid kan dit probleem gedeeltelijk verlichten; echter kan een kleiner tracer-volume de detectiegevoeligheid in gevaar brengen, terwijl een lagere infusiesnelheid de totale infusietijd verlengt zonder de druktoename volledig te verminderen. Daarom is voorzichtigheid geboden bij de interpretatie van de transportdynamiek van de tracer tijdens de infusieperiode, hoewel deze beperking een betrouwbare karakterisering van de daaropvolgende distributie- en klaringfasen niet in de weg staat. Samen biedt dit MRI-compatibele ICV-infusieprotocol een praktisch en aanpasbaar platform voor het vastleggen van het volledige tijdverloop van CSF-tracer-transport in vivo, wat nieuwe mogelijkheden opent voor het bestuderen van CSF-dynamiek, de klaring van opgeloste stoffen en de verstoring hiervan bij ziekte.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten om te melden.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de National Institutes of Health onder toekenningsnummers R01NS124206 en RF1AG094791. De inhoud is uitsluitend de verantwoordelijkheid van de auteurs en vertegenwoordigt niet noodzakelijkerwijs de officiële standpunten van de National Institutes of Health. Figuur 4 is gemaakt met BioRender.com.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
30 G x 1 inch hypodermische naald met plastic hubExel26439
50 µL, gasdichte spuit, Luer-tip (LT)Hamilton80901
Anatomische smalle pincetFine Science Tools11003-12
Kunstmatig CSFTOCRIS3525
Attane Isofluraan 1000 mg/gScanVet55226
Koperen capillaire buis 0,32 mm OD × 0,16 mm binnendiameterNippon Tokushukan Mfg. Co., Ltd.C1220-11-109
Koperen clipIEUYOFEBA 1801
WattenstaafjePuritan868-WCS
Dotarem (gadoterate meglumine) injectie, 0,5 mmol/mlGuerbetNDC 67684-2001-1
BoorVoorwoordModel SR
BoorbeitelFine Science Tools19007-05
BoorhouderStoelting51630
Dumont medische pincettenFine Science Tools11252-00, 11253-20
OogzalfRugbyNDC 0536
E-Z Anesthesia EZ-7000 Classic SysteemE-Z SystemsEZ-7000
Graefe-pincettenFine Science Tools11052-10,11152-10
VerwarmingsmatBraintree Scientific5381
Hoge Temperatuur CauterisatiesetFine Science Tools18010-00
Ketaminol Vet 100 mg/mL (ketamine)Intervet International BV511519
KWIK-SIL siliconenlijm, lage toxiciteit, kitWorld Precision InstrumentsKWIK-SIL
Naald 5/8 inch eenmalig gebruik, steriel, 26 GBD305115
Polyethyleen buisje 0,61 mm OD × 0,28 mm binnendiameterScandidactSKU252
Rompin Vet 20 mg/mL (xylazine)KVP Pharma + Veterinär Produkte GmbH148999
ScalpelbladenFine Science Tools10023-00
SchaarFine Science Tools91460-11, 14007-14
SpatelFine Science Tools10090-13
Stereotaxisch frameStoelting51600U
Chirurgische naaldhouderAgnTho’s12502-12
SpuitenpompNew Era pompsysteemNE-4000
Xylocain 20 mg/mL (lidocaïne)AstraZeneca158543

Referenties

  1. Balasubramanian V. Brain power. Proc Natl Acad Sci U S A. 2021;118:e2107022118.
  2. Mattson MP, Arumugam TV. Hallmarks of brain aging: adaptive and pathological modification by metabolic states. Cell Metab. 2018;27:1176-1199.
  3. Iliff JJ, Wang M, Liao Y, Plogg BA, Peng W, Gundersen GA, et al. A paravascular pathway facilitates CSF flow through the brain parenchyma and the clearance of interstitial solutes, including amyloid β. Sci Transl Med. 2012;4. doi:10.1126/scitranslmed.3003748.
  4. Nedergaard M. Garbage truck of the brain. Science. 2013;340:1529-1530.
  5. Benveniste H, Lee H, Volkow ND. The glymphatic pathway: waste removal from the CNS via. cerebrospinal fluid transport. Neuroscientist. 2017;23:454-465.
  6. Mestre H, Hablitz LM, Xavier AL, Feng W, Zou W, Pu T, et al. Aquaporin-4-dependent glymphatic solute transport in the rodent brain. eLife. 2018;7:e40070.
  7. Iliff JJ, Lee H, Yu M, Feng T, Logan J, Nedergaard M, et al. Brain-wide pathway for waste clearance captured by contrast-enhanced MRI. J Clin Invest. 2013;123:1299-1309.
  8. Benveniste H, Lee H, Ozturk B, Chen X, Koundal S, Vaska P, et al. Glymphatic cerebrospinal fluid and solute transport quantified by MRI and PET imaging. Neuroscience. 2021;474:63-79.
  9. Eide PK, Ringstad G. MRI with intrathecal MRI gadolinium contrast medium administration: a possible method to assess glymphatic function in human brain. Acta Radiol Open. 2015;4:2058460115609635.
  10. Ringstad G, Valnes LM, Dale AM, Pripp AH, Vatnehol SAS, Emblem KE, et al. Brain-wide glymphatic enhancement and clearance in humans assessed with MRI. JCI Insight. 2018;3:e121537.
  11. Eide PK, Ringstad G. Functional analysis of the human perivascular subarachnoid space. Nat Commun. 2024;15:2001.
  12. Xavier ALR, Hauglund NL, von Holstein-Rathlou S, Li Q, Sanggaard S, Lou N, et al. Cannula implantation into the cisterna magna of rodents. J Vis Exp. 2018;(135):57378.
  13. Gahn-Martinez D, Giannetto MJ, Chang E, Beam N, Tobin P, Plá V, et al. Chronic intraventricular cannulation for the study of glymphatic transport. eNeuro. 2025;12:ENEURO.0537-24.2025.
  14. Decker Y, Müller A, Proulx ST. Contrast agent clearance dynamics and diffusion in the mouse brain after ventricular administration. Adv Sci (Weinh). 2025;12:2501502.
  15. Zhu Y, Zhu J, Ni C, Chen A, Li L, Gao Y, et al. Impact of infusion conditions and anesthesia on CSF tracer dynamics in mouse brain. Fluids Barriers CNS. 2026;23:23.
  16. DeVos SL, Miller TM. Direct intraventricular delivery of drugs to the rodent central nervous system. J Vis Exp. 2013;(75):50326.
  17. Ding G, Chopp M, Li L, Zhang L, Davoodi-Bojd E, Li Q, et al. MRI investigation of glymphatic responses to Gd-DTPA infusion rates. J Neurosci Res. 2018;96:1876-1886.
  18. Stanton EH, Persson NDÅ, Gomolka RS, Lilius T, Sigurðsson B, Lee H, et al. Mapping of CSF transport using high spatiotemporal resolution dynamic contrast-enhanced MRI in mice: effect of anesthesia. Magn Reson Med. 2021;85:3326-3342.
  19. Berger ML, Reither H, Schmid RW, Lassmann H. Manufacture and use of fused silica cannulas for intracerebral injections in freely moving rats. J Neurosci Methods. 1989;27:225-234.
  20. Zhang J, Tian W, Chen J, Yu J, Zhang J, Chen J. The application of polyetheretherketone (PEEK) implants in cranioplasty. Brain Res Bull. 2019;153:143-149.
  21. Plá V, Bork P, Harnpramukkul A, Olveda G, Ladrón-de-Guevara A, Giannetto MJ, et al. A real-time in vivo. clearance assay for quantification of glymphatic efflux. Cell Rep. 2022;40:111320.
  22. Benveniste H, Lee H, Ding F, Sun Q, Al-Bizri E, Makaryus R, et al. Anesthesia with dexmedetomidine and low-dose isoflurane increases solute transport via. the glymphatic pathway in rat brain when compared with high-dose isoflurane. Anesthesiology. 2017;127:976-988.
  23. Chiu C, Miller MC, Caralopoulos IN, Worden MS, Brinker T, Gordon ZN, et al. Temporal course of cerebrospinal fluid dynamics and amyloid accumulation in the aging rat brain from three to thirty months. Fluids Barriers CNS. 2012;9:3.
  24. Karimy JK, Kahle KT, Kurland DB, Yu E, Gerzanich V, Simard JM. A novel method to study cerebrospinal fluid dynamics in rats. J Neurosci Methods. 2015;241:78-84.

Herprints en machtigingen

Tags

Contrast-versterkte MRIbeeldvorming van het knaagdierenbreinCSF-transportMRI-compatibele cannulatieglymfatisch transportklaring van opgeloste stoffendynamische MRI-acquisitieintrathecale geneesmiddelentoediening

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.