Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Beeldvorming van het transport van cerebrospinaal vocht door contrastversterkte magnetische resonantie-imaging via intraventriculaire infusie bij knaagdieren

79 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/72175

⸱

28 augustus 2026

 ,  , 
1Department of Electrical, Computer, and Systems Engineering, Case Western Reserve University, 2Department of Biomedical Engineering, Case Western Reserve University, 3Department of Radiology, Case Western Reserve University, 4Department of Physiology and Biophysics, Case Western Reserve University

In dit artikel

Samenvatting

Dit artikel presenteert een protocol voor intraventriculaire canulatie en tracer-infusie, specifiek ontwikkeld voor dynamische contrastversterkte MRI (DCE-MRI) studies bij knaagdieren. Het protocol maakt een continue toediening van de tracer mogelijk tijdens de beeldacquisitie, waardoor mapping van het transport van de tracer in de gehele hersenen en de klaring daaruit kan plaatsvinden binnen één enkele, ononderbroken imagingsessie.

Samenvatting

Intraventriculaire (ICV) canulatie maakt de toediening van exogene tracers of therapeutische middelen rechtstreeks in het laterale ventrikel mogelijk, de oorsprong van het circulatiepad van het cerebrospinaal vocht (CSF). Geinfuseerde moleculen worden door de bulkstroom van het CSF via de ventriculaire compartimenten naar de subarachnoïdale ruimte getransporteerd en dringen vervolgens het hersenparenchym binnen via de perivasculaire ruimte. Conventionele ICV-canulatiemethoden maken echter doorgaans gebruik van ferromagnetische canules, die incompatibel zijn met MRI-onderzoeken en daarom vereisen dat de infusie buiten de scanner wordt uitgevoerd en de canule vóór de beeldvorming wordt verwijderd. De tijd die nodig is voor het transport van dieren en de configuratie van de beeldvorming leidt vaak tot het verlies van de initiële, en waarschijnlijk meest kritische, fase van het transport van de tracer. Hier beschrijven we een MRI-compatibel ICV-canulatie- en infusieprotocol voor knaagdieren dat continue toediening van tracers in de scanner ondersteunt tijdens dynamische MRI-acquisitie. De infusielijn is volledig opgebouwd uit niet-magnetische materialen, waardoor ononderbroken beeldacquisitie binnen één sessie mogelijk is. Deze benadering is zeer geschikt voor dynamische contrast-enhanced MRI-studies naar CSF-dynamiek, glymfatisch transport, solute-klaring en intrathecale geneesmiddelentoediening.

Inleiding

De hersenen behoren tot de meest metabolisch actieve en dynamische organen in het lichaam, waarbij voortdurend afvalproducten worden gegenereerd die efficiënt moeten worden afgevoerd om een normale neurale functie te handhaven1. De ophoping van metabolisch afval is kenmerkend voor neurodegeneratie en hersenveroudering2. Het glymfatische systeem speelt een centrale rol in dit afvoerproces en faciliteert de verwijdering van metabolische bijproducten en toxisch afval via bulkstroom van het cerebrospinale vocht (CSF) en de uitwisseling van CSF met de interstitiële vloeistof (ISF)3,4,5, een proces dat wordt gefaciliteerd door de aquaporine-4 (AQP4) waterkanalen die zich op de astrocytaire eindvoetjes bevinden6. Een aanzienlijk begrip van de CSF-dynamiek is verkregen door het bestuderen van het transport van diverse CSF-tracers. Dynamische contrastversterkte MRI (DCE-MRI) met behulp van gadoliniumgebaseerde contrastmiddelen (GBCAs) is bijzonder geschikt voor de evaluatie van tracer-transport in de gehele hersenen7,8. De klinische relevantie van deze benadering is aangetoond door translationeel werk bij mensen. Intrathecale toediening van GBCAs gevolgd door seriële MRI werd gebruikt om de CSF-dynamiek in de menselijke hersenen te beoordelen9. Vervolgonderzoek demonstreerde tracer-transport door de gehele hersenen gevolgd door klaring gedurende de nacht10. Deze benadering is onlangs toegepast om een verminderd periarterieel tracer-transport aan te tonen bij proefpersonen met een verminderde reservecapaciteit voor de intracraniële druk-volumerelatie, alsook bij patiënten met idiopathische hydrocephalus bij normale druk11. Deze studies vestigen DCE-MRI van CSF tracer-transport als een klinisch transleerbare methode en motiveren de ontwikkeling van rigoureuze, reproduceerbare preklinische methoden voor mechanistisch onderzoek naar de regulatie van CSF-dynamiek en afvalklaring.

Intra-cisterna magna (ICM)-cannulatie wordt veelvuldig gebruikt in glymfatische studies voor de toediening van tracers12Echter wordt slechts ongeveer 20% van de toegediende GBCA's via deze route wordt getransporteerd naar het hersenparenchym, waarbij het grootste deel direct in de ruggenmerg- of lymfestelsels uitstroomt8Deze aanpak brengt bovendien het risico met zich mee dat het cerebellum of de hersenstam wordt beschadigd, en het fixeren van de canule voor longitudinale studies blijft technisch uitdagend. Intraventriculaire (ICV) canulatie is ontstaan als een robuuster alternatief.13,14,15Een recente studie demonstreerde de reproduceerbaarheid en de belangrijkste voordelen ervan bij het toedienen van fluorescente tracers, waaronder een stabiele fixatie van de canule die vrije beweging van het dier mogelijk maakt en herhaalde injecties van tracers in longitudinale studies ondersteunt.13.

Ondanks deze voordelen zijn bestaande protocollen voor ICV-cannulatie niet direct compatibel met MRI-studies16. Omdat ICV-cannulatie penetratie van het hersenparenchym vereist, worden doorgaans ferromagnetische canules gebruikt die ernstige susceptibiliteitsartefacten in MRI-beelden veroorzaken. Bijgevolge moet de infusie van de tracer buiten de scanner plaatsvinden, waarbij de canule wordt verwijderd voordat het dier voor beeldvorming wordt overgeplaatst. Een typische workflow omvat het verkrijgen van een basisscan, het weghalen van het dier voor cannulatie en tracerinfusie, en vervolgens het opnieuw positioneren van het dier voor opeenvolgende dynamische scans. Deze onderbroken workflow verhindert een continue, op de basislijn refererende acquisitie en introduceert fouten door herpositionering die de voxel-gewijze kinetische analyse kunnen beïnvloeden. Belangrijker nog is dat de vroege opnamefase doorgaans het meest dynamische maar kortstondige deel van de tracerkinetiek is; het overplaatsen van het dier en het instellen van de scanner tijdens dit tijdvenster leidt tot het verlies van de meest informatieve gegevens.

Hier presenteren wij een protocol dat deze beperkingen aanpakt door een MRI-compatibele ICV-infusielijn te integreren met de mogelijkheid om contrastmiddelen in de scanner toe te dienen, waardoor continue dynamische MRI-acquisitie bij knaagdieren mogelijk is. Deze aanpak maakt kwantitatieve mapping van het transport van CSF-tracers in de gehele hersenen mogelijk binnen één enkele, ononderbroken imagingsessie. Dit protocol is zeer geschikt voor het bestuderen van CSF-dynamiek in de gehele hersenen, glymfatisch transport en de kinetiek van opgeloste stoffen bij de klaring. Hoewel hier beschreven voor volwassen ratten, kan het protocol worden aangepast voor muizen met passende correcties van de canulatiecoördinaten en infusieparameters15.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Het onderstaande protocol is goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van Case Western Reserve University (A-3145-01-2023-0015), in overeenstemming met de Guide for the Care and Use of Laboratory Animals en het Public Health Service Policy on Humane Care and Use of Laboratory Animals. De gebruikte reagentia en apparatuur zijn vermeld in de Tabel met materialen.

1. Voorbereiding van de infusielijn

  1. Knip met gekartelde scharen een segment van 30 mm van de koperen canule en een stuk polyethyleen (PE) slang van 2 m af.
  2. Vezel onder een microscoop voorzichtig één uiteinde van de PE slang uit met een 30 G naald, voer vervolgens de koperen canule in het uitgezette uiteinde in en bevestig de verbinding met cyanoacrylaatlijm. Verbind het andere uiteinde van de PE slang met een 30 G naald.
    OPMERKING: Koper is zeer ductiel; zorg ervoor dat het lumen tijdens het knippen niet inklapt. Voorkom dat de canule vervormt of dat de slang wordt doorboord tijdens de assemblage. De lengte van de PE slang moet voldoende zijn om de spuitpomp buiten het randveld van de scanner te kunnen plaatsen.
  3. Vul de canule-slangassemblage met ontgaste traceroplossing en verbind deze met een 50 µL Hamilton-spuit. Wikkel polytetrafluoretheen (PTFE) afdichtingstape om de spuitpunt om lekkage te voorkomen. Wees voorzichtig om tijdens dit proces geen luchtbellen te introduceren.
  4. Bevestig de Hamilton-spuit op de spuitpomp en trek nog eens 30 µL traceroplossing in de spuit.

2. Cannulatieprocedure

  1. Weeg de rat en anesthetiseer deze met een intraperitonele injectie van ketamine (90 mg/kg) en xylazine (10 mg/kg). Bevestig een adequate anesthesiediepte middels de teenknijpreflex. Vul indien nodig aan met een derde van de initiële dosis en controleer opnieuw voordat u verdergaat.
  2. Scheer het hoofd en de nek, verwijder losse haren en steriliseer de blootgestelde huid met 70% ethanol-pads.
  3. Fixeer de rat in een stereotaxisch frame en plaats een warmtemat bedekt met absorberend papier onder het dier. Breng oogsalf aan in beide ogen om uitdroging van het hoornvlies te voorkomen.
  4. Stel de neusklem in om de schedel te nivelleren. Maak een midline-incisie en trek de huid terug met vier hemostatclips om het bregma en lambda bloot te leggen. Breng 3% waterstofperoxide aan op de schedel om resterend periosteum te verwijderen en de zichtbaarheid van de referentiepunten te verbeteren.
    OPMERKING: Een nauwkeurige nivellering van de schedel is essentieel voor een reproduceerbare plaatsing van de canule. Als praktische kwaliteitscontrole worden de mediolaterale (ML) en dorsoventrale (DV) coördinaten bij bregma en lambda vergeleken: als de schedel correct is genivelleerd, mag het verschil tussen de twee referentiepunten 0,2 mm niet overschrijden in zowel de ML- als de DV-as.
  5. Bevestig de elektrische boor met een fijne boorkop aan de stereotaxische arm en zorg dat de arm stevig is vergrendeld.
  6. Positioneer de boorkop bij bregma en beweeg vervolgens 0,7 mm posterieur en 1,4 mm lateraal naar rechts. Laat de boorkop zakken tot deze het schedeloppervlak raakt en noteer de DV-coördinaat.
  7. Voer de boor onder microscoopobservatie in stappen van 0,1 mm verder naar beneden. Stop onmiddellijk zodra de schedel is doorboord (de typische schedeldikte bij volwassen ratten is 0,3–0,4 mm).
  8. Vervang de boor door de vooraf geladen canule op de stereotaxische arm. Bedien de infusiepomp kort totdat er net vloeistof uit de canuletip komt, ter bevestiging van een onbelemmerde vloeistofstroom.
  9. Zorg dat de canule loodrecht op het schedeloppervlak is gemonteerd en richt deze vervolgens uit boven het boorgat. Voer de canule met 0,1 mm/s in tot een uiteindelijke doeldiepte van 3,5 mm onder het dura-oppervlak.
  10. Breng een druppel weefsellijm aan op de interface tussen de canule en de schedel. Nadat dit is uitgehard, wordt de incisie van de hoofdhuid met hechtingen gesloten en wordt de koperen canule voorzichtig parallel aan het schedeloppervlak gebogen om contact met de MRI-spoel te voorkomen.

3. MRI-opstelling en dynamische acquisitie

  1. Plaats de volumezender-spoel in het isocentrum van de scanner.
  2. Verplaats het dier in buikligging naar een MRI-compatibele houder. Sluit het fysiologische monitoringsysteem aan, inclusief de ademhalingssensor en de rectale temperatuursonde. Schakel het circulerende warme waterbad in om de lichaamstemperatuur op ~37 °C te houden.
  3. Houd gedurende de scansessie een adequate anesthesie in stand met aanvullend isofluraan toegediend via een neusmasker. Pas de isofluraanconcentratie aan tussen 0,25% en 1,0% om een ademhalingsfrequentie van 50–70 ademhalingen/min te behouden.
    OPMERKING: Ketamine-xylazine anesthesie, toegediend vóór de canulatiechirurgie, zorgt voor residuele sedatie tijdens de initiële overplaatsing naar de MRI-houder. Introduceer isofluraan geleidelijk en monitor de ademhalingsfrequentie continu tijdens de scan.
    WAARSCHUWING: Isofluraan is een vluchtig middel dat een inhalatiegevaar vormt; gebruik actieve afzuiging en minimaliseer de blootstelling van personeel.
  4. Plaats de infusiepomp buiten het randveld van de magneet, stel de infusiesnelheid in op 1 µL/min en de infusieduur op 20 min, wat overeenkomt met een totaal infusievolume van 20 µL. Arrangeer en bevestig de infusielijn zorgvuldig langs de houder om spanning en verschuiving te voorkomen.
    WAARSCHUWING: Ferromagnetische objecten kunnen gevaarlijke projectielen worden wanneer ze dicht bij een MRI-scanner worden geplaatst. Houd alle MRI-incompatibele apparatuur buiten het randveld.
  5. Monteer de surface array-spoel direct over de dorsale schedel, gecentreerd op de hersenen. Plaats een klein stukje absorberend papier tussen de spoel en de incisielocatie om eventuele wondexsudatie op te vangen.
  6. Schuif de houder in de magneet totdat de hersenen zich in het isocentrum bevinden. Verifieer dat de infusielijn en de fysiologische monitoringsleads onbelemmerd blijven.
  7. Voer de initiële scanner-instellingen uit en neem anatomische beelden op om de succesvolle plaatsing van de canule te bevestigen.
  8. Start na het verkrijgen van de basisbeelden gelijktijdig de infusiepomp en de dynamische scan, en ga door met de acquisitie gedurende in totaal 3 u (zie Tabel 1 voor acquisitiedetails).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het chirurgische werkstation is zo geconfigureerd dat een nauwkeurige positionering van de boor mogelijk is om het laterale ventrikel te targeten (0,7 mm posterieur en 1,4 mm lateraal ten opzichte van bregma; Figuur 1A,D). De infusielijn bestaat uit een koperen canule van 30 mm, een segment PE-tubing van 2 m en een naald van 30 G, verbonden met een Hamilton-spuit (Figuur 1B). De verlengde lengte van de tubing maakt het mogelijk om de spuitpomp b...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het hier beschreven protocol integreert ICV-cannulatie met infusie tijdens het scannen en dynamische MRI-acquisitie, waardoor een kwantitatieve beoordeling van het transport van CSF-tracers in de gehele hersenen mogelijk is binnen één beeldsessie. De waarde, evenals de beperkingen, van ICV-infusie worden het best geëvalueerd in vergelijking met ICM-infusie. ICM-infusie vermijdt trans-parenchymale cannulatie en is daarom minder invasief. Echter, omdat de cisterna magna zich midden in het stroompad van de CSF-circulatie be...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten om te melden.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de National Institutes of Health onder toekenningsnummers R01NS124206 en RF1AG094791. De inhoud is uitsluitend de verantwoordelijkheid van de auteurs en vertegenwoordigt niet noodzakelijkerwijs de officiële standpunten van de National Institutes of Health. Figuur 4 is gemaakt met BioRender.com.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
30 G x 1 inch hypodermische naald met plastic hubExel26439
50 µL, gasdichte spuit, Luer-tip (LT)Hamilton80901
Anatomische smalle pincetFine Science Tools11003-12
Kunstmatig CSFTOCRIS3525
Attane Isofluraan 1000 mg/gScanVet55226
Koperen capillaire buis 0,32 mm OD × 0,16 mm binnendiameterNippon Tokushukan Mfg. Co., Ltd.C1220-11-109
Koperen clipIEUYOFEBA 1801
WattenstaafjePuritan868-WCS
Dotarem (gadoterate meglumine) injectie, 0,5 mmol/mlGuerbetNDC 67684-2001-1
BoorVoorwoordModel SR
BoorbeitelFine Science Tools19007-05
BoorhouderStoelting51630
Dumont medische pincettenFine Science Tools11252-00, 11253-20
OogzalfRugbyNDC 0536
E-Z Anesthesia EZ-7000 Classic SysteemE-Z SystemsEZ-7000
Graefe-pincettenFine Science Tools11052-10,11152-10
VerwarmingsmatBraintree Scientific5381
Hoge Temperatuur CauterisatiesetFine Science Tools18010-00
Ketaminol Vet 100 mg/mL (ketamine)Intervet International BV511519
KWIK-SIL siliconenlijm, lage toxiciteit, kitWorld Precision InstrumentsKWIK-SIL
Naald 5/8 inch eenmalig gebruik, steriel, 26 GBD305115
Polyethyleen buisje 0,61 mm OD × 0,28 mm binnendiameterScandidactSKU252
Rompin Vet 20 mg/mL (xylazine)KVP Pharma + Veterinär Produkte GmbH148999
ScalpelbladenFine Science Tools10023-00
SchaarFine Science Tools91460-11, 14007-14
SpatelFine Science Tools10090-13
Stereotaxisch frameStoelting51600U
Chirurgische naaldhouderAgnTho’s12502-12
SpuitenpompNew Era pompsysteemNE-4000
Xylocain 20 mg/mL (lidocaïne)AstraZeneca158543

Referenties

  1. Balasubramanian V. Brain power. Proc Natl Acad Sci U S A. 2021;118:e2107022118.
  2. Mattson MP, Arumugam TV. Hallmarks of brain aging: adaptive and pathological modification by metabolic states. Cell Metab. 2018;27:1176-1199.
  3. Iliff JJ, Wang M, Liao Y, Plogg BA, Peng W, Gundersen GA, et al. A paravascular pathway facilitates CSF flow through the brain parenchyma and the clearance of interstitial solutes, including amyloid β. Sci Transl Med. 2012;4. doi:10.1126/scitranslmed.3003748.
  4. Nedergaard M. Garbage truck of the brain. Science. 2013;340:1529-1530.
  5. Benveniste H, Lee H, Volkow ND. The glymphatic pathway: waste removal from the CNS via. cerebrospinal fluid transport. Neuroscientist. 2017;23:454-465.
  6. Mestre H, Hablitz LM, Xavier AL, Feng W, Zou W, Pu T, et al. Aquaporin-4-dependent glymphatic solute transport in the rodent brain. eLife. 2018;7:e40070.
  7. Iliff JJ, Lee H, Yu M, Feng T, Logan J, Nedergaard M, et al. Brain-wide pathway for waste clearance captured by contrast-enhanced MRI. J Clin Invest. 2013;123:1299-1309.
  8. Benveniste H, Lee H, Ozturk B, Chen X, Koundal S, Vaska P, et al. Glymphatic cerebrospinal fluid and solute transport quantified by MRI and PET imaging. Neuroscience. 2021;474:63-79.
  9. Eide PK, Ringstad G. MRI with intrathecal MRI gadolinium contrast medium administration: a possible method to assess glymphatic function in human brain. Acta Radiol Open. 2015;4:2058460115609635.
  10. Ringstad G, Valnes LM, Dale AM, Pripp AH, Vatnehol SAS, Emblem KE, et al. Brain-wide glymphatic enhancement and clearance in humans assessed with MRI. JCI Insight. 2018;3:e121537.
  11. Eide PK, Ringstad G. Functional analysis of the human perivascular subarachnoid space. Nat Commun. 2024;15:2001.
  12. Xavier ALR, Hauglund NL, von Holstein-Rathlou S, Li Q, Sanggaard S, Lou N, et al. Cannula implantation into the cisterna magna of rodents. J Vis Exp. 2018;(135):57378.
  13. Gahn-Martinez D, Giannetto MJ, Chang E, Beam N, Tobin P, Plá V, et al. Chronic intraventricular cannulation for the study of glymphatic transport. eNeuro. 2025;12:ENEURO.0537-24.2025.
  14. Decker Y, Müller A, Proulx ST. Contrast agent clearance dynamics and diffusion in the mouse brain after ventricular administration. Adv Sci (Weinh). 2025;12:2501502.
  15. Zhu Y, Zhu J, Ni C, Chen A, Li L, Gao Y, et al. Impact of infusion conditions and anesthesia on CSF tracer dynamics in mouse brain. Fluids Barriers CNS. 2026;23:23.
  16. DeVos SL, Miller TM. Direct intraventricular delivery of drugs to the rodent central nervous system. J Vis Exp. 2013;(75):50326.
  17. Ding G, Chopp M, Li L, Zhang L, Davoodi-Bojd E, Li Q, et al. MRI investigation of glymphatic responses to Gd-DTPA infusion rates. J Neurosci Res. 2018;96:1876-1886.
  18. Stanton EH, Persson NDÅ, Gomolka RS, Lilius T, Sigurðsson B, Lee H, et al. Mapping of CSF transport using high spatiotemporal resolution dynamic contrast-enhanced MRI in mice: effect of anesthesia. Magn Reson Med. 2021;85:3326-3342.
  19. Berger ML, Reither H, Schmid RW, Lassmann H. Manufacture and use of fused silica cannulas for intracerebral injections in freely moving rats. J Neurosci Methods. 1989;27:225-234.
  20. Zhang J, Tian W, Chen J, Yu J, Zhang J, Chen J. The application of polyetheretherketone (PEEK) implants in cranioplasty. Brain Res Bull. 2019;153:143-149.
  21. Plá V, Bork P, Harnpramukkul A, Olveda G, Ladrón-de-Guevara A, Giannetto MJ, et al. A real-time in vivo. clearance assay for quantification of glymphatic efflux. Cell Rep. 2022;40:111320.
  22. Benveniste H, Lee H, Ding F, Sun Q, Al-Bizri E, Makaryus R, et al. Anesthesia with dexmedetomidine and low-dose isoflurane increases solute transport via. the glymphatic pathway in rat brain when compared with high-dose isoflurane. Anesthesiology. 2017;127:976-988.
  23. Chiu C, Miller MC, Caralopoulos IN, Worden MS, Brinker T, Gordon ZN, et al. Temporal course of cerebrospinal fluid dynamics and amyloid accumulation in the aging rat brain from three to thirty months. Fluids Barriers CNS. 2012;9:3.
  24. Karimy JK, Kahle KT, Kurland DB, Yu E, Gerzanich V, Simard JM. A novel method to study cerebrospinal fluid dynamics in rats. J Neurosci Methods. 2015;241:78-84.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Contrast-versterkte MRIbeeldvorming van het knaagdierenbreinCSF-transportMRI-compatibele cannulatieglymfatisch transportklaring van opgeloste stoffendynamische MRI-acquisitieintrathecale geneesmiddelentoediening

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.