Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een geoptimaliseerd protocol voor een guidewire-geïnduceerd model van aortaklepstenose bij muizen

222 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/72218

⸱

21 augustus 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratory of Cardiac Structure and Function, Institute of Cardiovascular Diseases, West China Hospital, Sichuan University, 2Department of Cardiology, West China Hospital, Sichuan University, 3Cardiac Structure and Function Research Key Laboratory of Sichuan Province, West China Hospital, Sichuan University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft een geoptimaliseerd model voor aortaklepstenoze geïnduceerd door een geleidedraad in C57BL/6-muizen. Een op maat gemaakte, 3D-geprinte vasculaire ondersteuningsplatform maakt nauwkeurige bloedingscontrole mogelijk, wat resulteert in een overleving van 95% na 24 uur (19/20) en een algeheel succespercentage van het model van 90% na 4 weken (18/20).

Samenvatting

Aortaklepstenose (AVS) is een belangrijke cardiovasculaire aandoening met een toenemende prevalentie bij verouderende populaties, maar de schaarste aan zieke klepweefsels beperkt mechanistische studies en therapeutische ontwikkeling ernstig. Dit protocol stelt een reproduceerbaar muismodel voor AVS vast en optimaliseert dit door de methode van Honda voor door geleidedraad geïnduceerd klepslijtage te verbeteren via gecontroleerd bloedingsbeheer. Mannelijke en vrouwelijke C57BL/6 muizen ondergaan door geleidedraad geïnduceerde aortaklepbeschadiging; de procedure is verfijnd met een op maat gemaakt, 3D-geprint vasculair ondersteuningsplatform dat een precieze controle van de bloedingen mogelijk maakt tijdens de insertie en het terugtrekken van de geleidedraad. De uitkomstmaten omvatten de overleving na 24 h, echocardiografische beoordeling na 4 weken en histopathologische validatie. Het geoptimaliseerde protocol behaalt een overlevingspercentage van 95% na 24 h (19 van de 20 dieren); onder de overlevers voldoet 94,7% (18 van de 19) na 4 weken aan het vooraf gedefinieerde hemodynamische succescriterion, wat resulteert in een algeheel succespercentage van het model van 90% (18 van de 20 dieren), bevestigd door echocardiografie en histologische analyse. Dit gestandaardiseerde model biedt een betrouwbaar, reproduceerbaar platform voor het onderzoeken van mechanismen van klepdegeneratie en het evalueren van potentiële therapeutische interventies.

Inleiding

Hartklepaandoeningen blijven een aanzienlijke zorglast in zowel ontwikkelde als ontwikkelingslanden, waarbij de prevalentie parallel aan de vergrijzing van de bevolking toeneemt1. Hoewel transcatheter aortaklepimplantatie (TAVI) de behandeling van ernstige aortastenose heeft getransformeerd2,3, zijn de cellulaire en moleculaire mechanismen die klepdegeneratie aansturen nog onvolledig begrepen, en bestaat er geen goedgekeurde farmacologische therapie om de progressie van de ziekte te vertragen of om te keren4,5. Een centraal obstakel in het onderzoek naar klepaandoeningen is de beperkte beschikbaarheid van ziek weefsel voor onderzoek6,7. Menselijke aortakleppreparaten zijn moeilijk in voldoende hoeveelheid te verkrijgen, en diermodellen die pathologische klepveranderingen betrouwbaar nabootsen zijn even schaars geweest8. Deze leemte heeft geleid tot aanhoudende inspanningen om diermodellen te ontwikkelen die de hemodynamische en histologische kenmerken van aortaklepstenose (AVS) reproduceren.

Conventionele dieetbenaderingen, zoals langdurige voeding met een hoog vetgehalte bij ApoE⁻/⁻ muizen, vereisen 20–24 weken en hebben lage succespercentages, waarbij slechts een minderheid van de dieren een definitief stenotisch fenotype ontwikkelt9,10,11,12. Het door een geleidedraad geïnduceerde klepbeschadigingsmodel beschreven door Honda et al. loste veel van deze tekortkomingen op door de klepbladen mechanisch te beschadigen via toegang via de arteria carotis13. De oorspronkelijke techniek omvat dissectie van de arteria carotis, retrograde passage van de geleidedraad naar de aortaklep, herhaaldelijk krassen van de klepbladen en rotatie van de draad—waardoor binnen enkele dagen snelle hemodynamische veranderingen optreden en er na 4 weken een stabiel stenotisch fenotype ontstaat13,14,15,16. Vanwege de relatieve snelheid en directheid is de Honda-methode op grote schaal overgenomen in recent kleponderzoek. Er blijven echter enkele belangrijke hiaten bestaan. Volledige procedurele details zijn niet volledig gedocumenteerd in de literatuur, standaardisatie tussen laboratoria ontbreekt en de rol van bloedingscontrole—een belangrijke determinant van perioperatieve morbiditeit in dit model—is nooit systematisch behandeld. Deze inconsistenties verminderen de reproduceerbaarheid en beperken de klinische translatie.

Er werd gehypothetiseerd dat een systematische optimalisatie van de bloedingscontrole de perioperatieve overleving en de betrouwbaarheid van het model aanzienlijk zou kunnen verbeteren. Dit protocol presenteert een verfijnde en gestandaardiseerde aanpak die voortbouwt op de Honda-methode door de introductie van een op maat gemaakt, 3D-geprint vasculair ondersteuningsplatform. Het apparaat maakt instelbare longitudinale spanning op de arteria carotis mogelijk, waardoor volledige tijdelijke hemostase wordt bereikt tijdens het inbrengen en terugtrekken van de geleidedraad zonder het vat te pletten. Met deze aanpak bereikt het geoptimaliseerde protocol een overleving percentage van 95% na 24 u (19 van de 20 dieren); onder de overlevers voldoet 94,7% (18 van de 19) na 4 weken aan het vooraf gedefinieerde hemodynamische succes criterium, wat resulteert in een algemeen succes percentage van het model van 90% (18 van de 20 dieren). Stapsgewijze procedurele documentatie wordt verstrekt om de reproduceerbaarheid tussen laboratoria te vergemakkelijken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

OPMERKING: Alle dierprocedures die in dit protocol worden beschreven, zijn uitgevoerd in overeenstemming met de Guide for the Care and Use of Laboratory Animals en zijn goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van het West China Hospital (Protocol nr. 20240311055). Gedurende het gehele proces werden mannelijke C57BL/6 muizen (8–10 weken; ongeveer 22–25 g) en vrouwelijke C57BL/6 muizen (8–10 weken; ongeveer 18–20 g) gebruikt. Alle materialen, reagentia, instrumenten, software en aangepaste apparaten die in dit protocol worden gebruikt, inclusief het aangepaste 3D-geprinte vasculaire ondersteuningsplatform, staan vermeld in de Tabel met materialen.

1. Preoperatieve voorbereiding en chirurgische incisie

  1. Anestheseer de muis met isofluraan (3% voor inductie, 1,5–2% voor instandhouding) verdampt in 100% zuurstof. Bevestig dat de anesthesiediepte adequaat is door te controleren op de afwezigheid van de pedicure withdrawreflex (teenknijptest).
    WAARSCHUWING: Isofluraan is een vluchtig anestheticum. Gebruik dit met actieve afzuiging of in een goed geventileerde ruimte, draag geschikte PBM en volg de institutionele veiligheidsprocedures.
  2. Breng oogzalf aan in beide ogen. Plaats de muis in rugligging op een temperatuurgecontroleerd chirurgisch platform dat op 37 °C wordt gehouden.
  3. Bereid het operatieveld voor door de anterieure cervicale regio te ontharen met een chemische ontharingscrème.
  4. Desinfecteer de huid met drie opeenvolgende cycli van povidonjodium (of chloorhexidine) en 70% alcohol (of warme steriele zoutoplossing), waarbij wordt afgesloten met het antisepticum.
  5. Infiltreer 0,5% lidocaïne subcutaan langs de geplande incisielijn voor preventieve lokale analgesie.
  6. Maak vervolgens met microschaar een longitudinale mediane huidincisie (ongeveer 1,0–1,5 cm) in de voorzijde van de nek, net rechts van de tracheale middellijn.
    WAARSCHUWING: Microscharen, naalden, geleiders en andere scherpe voorwerpen kunnen letsel veroorzaken. Hanteer deze zorgvuldig en gooi gebruikte scherpe voorwerpen weg in goedgekeurde naaldencontainers.

2. Isolatie van het vat en plaatsen van de hechting

  1. Leg onder een chirurgische stereomicroscoop de rechter gemeenschappelijke halsslagader (RCCA) vrij door middel van botte dissectie door de bovenliggende fascia en spierlagen. Scheid de RCCA voorzichtig van de aangrenzende nervus vagus en het omringende bindweefsel, waarbij zorgvuldig wordt vermeden dat de nervus vagus mechanisch geïrriteerd raakt.
    OPMERKING: Houd de speekselklieren en blootgestelde weefsels gedurende de gehele procedure vochtig met warme steriele zoutoplossing om uitdroging te voorkomen.
  2. Ligeer het distale uiteinde van de RCCA permanent met een 6-0 zijden hechtdraad, vastgezet met een stevige, slipvrije knoop.
  3. Plaats een losse schuifknoop van 6-0 zijden hechtdraad rond het proximale segment van de RCCA en laat deze ongespannen voor later gebruik tijdens de inbreng van de geleidingsdraad.

3. Toepassing van het platform en arteriotomie

OPMERKING: Steriliseer vóór de operatie het 3D-geprinte platform met ethyleenoxidegas (EtO), gevolgd door adequate beluchting, en steriliseer alle metalen chirurgische instrumenten door middel van autoclavering.

WAARSCHUWING: Ethyleenoxide is toxisch, ontvlambaar en carcinogeen. Gebruik EtO-sterilisatie alleen in goedgekeurde faciliteiten, zorg voor adequate beluchting en volg de institutionele procedures voor afvalverwerking.

  1. Plaats het 3D-geprinte vasculaire ondersteuningsplatform voorzichtig onder het geïsoleerde segment van de RCCA, waarbij de omgekeerde V-vormige apex direct onder het vat wordt gepositioneerd.
  2. Pas het platform langzaam aan om de longitudinale spanning op de RCCA te verhogen door de vooraf geplaatste hechtingen in opeenvolgend hogere zijinkepingen te haken.
    OPMERKING: De omgekeerde V-vormige apex is ontworpen met een hoek van 120° om zich aan de kromming van het vat aan te passen zonder de wand te pletten. Stop met het verhogen van de spanning op het exacte moment dat de arteriële pulsatie visueel niet meer waarneembaar is. Dit kritieke visuele eindpunt waarborgt tijdelijke hemostase zonder overmatige beschadiging van het vat.
  3. Maak met microschaartjes een kleine transversale arteriotomie (ongeveer de helft van de omtrek van het vat) in het gestabiliseerde RCCA-segment. Er mag minimale of geen bloeding optreden als de spanning correct is ingesteld.

4. Inbrengen van de geleidedraad en klepbeschadiging

  1. Voer onder microscopische visualisatie de geleidedraad (0,014 inch / 0,36 mm diameter) in retrograde richting naar de aortawortel in het arteriële lumen in via de transversale arteriotomie.
    OPMERKING: Dit kaliber is standaard voor gepubliceerde modellen van geleidedraadletsel en benadert de luminale diameter van de murine RCCA (~0,4–0,5 mm), wat resulteert in een verhouding tussen geleidedraad en vat van ongeveer 0,7–0,9.
    WAARSCHUWING: De geleidedraad kan vaten of omliggende weefsels doorboren. Voer de draad langzaam voort onder visualisatie en voer gebruikte geleidedraden af als scherpe voorwerpen of gecontamineerd chirurgisch afval.
  2. Trek de vooraf geplaatste proximale schuifknoop rond zowel het vat als de geleidedraad aan om volledige hemostase op de insteekplaats te bereiken. Zodra de schuifknoop is vastgezet, wordt het 3D-geprinte platform voorzichtig onder het vat vandaan verwijderd.
    OPMERKING: Als er onverwachte bloedingen optreden tijdens de insertie, of als de diameter van de geleidedraad overmatige wrijving veroorzaakt, positioneer het platform dan tijdelijk opnieuw om de hemostase te ondersteunen, of verminder de spanning op het platform licht om het lumen van het vat te laten uitzetten voordat de insertie opnieuw wordt geprobeerd.
  3. Voer de geleidedraad voorzichtig in retrograde richting voort door de RCCA, voorbij de aortaboog en richting de aortaklep. Bevestig onder real-time echocardiografische begeleiding dat de tip van de geleidedraad de aortaklep is gepasseerd en het linker ventrikel is binnengegaan.
  4. Voer, terwijl de proximale schuifknoop volledig is aangetrokken om de hemostase te behouden, het mechanische klepletsel uit door 100 push-pull-bewegingen (heen en weer) over de aortaklep uit te voeren, gevolgd door 100 rotatiebewegingen van de geleidedraad tegen de klepbladen.
    OPMERKING: De 100 push-pull- en 100 rotatiebewegingen zijn via uitgebreide interne optimalisatie vastgesteld als de aantallen die de proceduretijd het beste balanceren met een betrouwbare inductie van hemodynamisch significante stenose.

5. Terugtrekken van de geleidingsdraad en wondsluiting

  1. Trek na voltooiing van de klepbeschadiging de geleidingsdraad langzaam uit het vat.
  2. Zet de proximale schuifknoop onmiddellijk om in een permanente, niet-glijdende knoop om de proximale RCCA af te binden en postprocedurele bloedingen te voorkomen.
  3. Sluit de huidincisie met onderbroken 5-0 nylon hechtingen of chirurgische wondclips.
  4. Dien postoperatief geen niet-steroïde anti-inflammatoire geneesmiddelen (NSAID's) toe. Dien perioperatief geen antibiotica toe, aangezien de procedure onder aseptische omstandigheden wordt uitgevoerd.
  5. Plaats het dier in een schone, verwarmde herstelkooi en monitor het continu totdat de volledige mobiliteit is hersteld.

6. Echocardiografische evaluatie van de transvalvulaire hemodynamiek

  1. Voer 4 weken na de operatie echocardiografische beoordelingen uit bij alle overlevende muizen om de ernst van de aortaklepstenose te evalueren.
  2. Induceer anesthesie door het dier in een inductiekamer te plaatsen met 3% isofluraan in 100% zuurstof. Bevestig de anesthesiediepte door het verlies van de pedale terugtrekkreflexen te verifiëren. Depileer de voorste borstwand met een chemische ontharingscrème. Breng oogzalf aan in beide ogen om uitdroging van het hoornvlies te voorkomen.
  3. Verplaats de geanestheseerde muis in rugligging naar een temperatuurgecontroleerd beeldplatform.
  4. Bevestig de poten aan oppervlakte-elektroden voor het elektrocardiogram (ECG) voor continue hartslagmonitoring. Titreer de isofluraanconcentratie (typisch 1,0–1,5%) om een stabiele fysiologische hartslag van 450–550 slagen per min te handhaven.
  5. Reinig de voorste borstwand en breng een royale laag voorverwarmde akoestische koppelingsgel aan.
  6. B-mode beeldacquisitie
    1. Druk met een Vevo 3100 echografiesysteem met een MX550D transducer (40 MHz) op de B-Mode bediening om te beginnen met live tweedimensionale beeldvorming.
    2. Positioneer de transducer in de linker parasternale positie om een parasternaal long-as beeld van het linker ventrikel, de aortaklep en de aorta ascendens te verkrijgen. Optimaliseer de diepte, breedte en 2D gain.
  7. M-mode acquisitie en meting van het linker ventrikel
    1. Druk vanuit het parasternale long-as beeld op de M-Mode bediening. Positioneer de bemonsteringslijn over het linker ventrikel op het niveau van de papillaire spieren.
    2. Druk op Start om de acquisitie te beginnen. Zodra er een stabiele curve is verkregen die over minstens drie hartcycli loopt, drukt u op Save.
    3. Gebruik in Vevo LAB de LV Trace-tool om het endocard te traceren bij de eind-diastole en eind-systole, en registreer de interne afmetingen van het linker ventrikel, de dikte van de voor- en achterwand (LVAWd, LVPWd) en de massa van het linker ventrikel.
  8. Herpositioneer en kantel de transducer om een specifiek beeld van de aortaboog te verkrijgen.
    ​OPMERKING: Het verkrijgen van dit specifieke beeld van de aortaboog is essentieel voor nauwkeurige transvalvulaire snelheidsmetingen, omdat dit een optimale uitlijning van de echostraal met de richting van de bloedstroom over de aortaklep garandeert.
  9. Color Doppler beoordeling
    1. Druk vanuit het beeld van de aortaboog op de Color bediening. Positioneer het kleurvenster over de aortaklep en de proximale aorta ascendens.
    2. Pas de kleurschaal en gain aan zodat de systolische jet duidelijk zichtbaar is zonder aliasing. Druk op Start en vervolgens op Save.
  10. Pulsed-wave Doppler snelheidsmeting
    1. Druk op de PW Doppler bediening. Positioneer de sample-volume gate op het smalste punt van de jet (vena contracta) en pas hoekcorrectie toe (<60°).
    2. Druk op Start om de spectrale curve te beginnen; zodra er minstens drie hartcycli zijn geregistreerd, drukt u op Save. Meet in Vevo LAB de piek transvalvulaire snelheid met de Peak Velocity-tool, waarbij het gemiddelde van minstens drie cycli wordt berekend.

7. Histologische verwerking en kleuring van de aortawortel

  1. Bevestig na de echocardiografische evaluatie de diepe anesthesie door de volledige afwezigheid van de pedaalreflex te verifiëren. Voer cervicale dislocatie uit als secundaire methode van euthanasie, in overeenstemming met de AVMA-richtlijnen voor de euthanasie van dieren (editie 2020) en institutioneel goedgekeurde protocollen.
    WAARSCHUWING: Dierlijke karkassen, weggesneden weefsels en met bloed besmette materialen zijn biologisch/dierlijk afval. Voer de verwijdering uit volgens de institutionele biosafety- en dierfaciliteitsvoorschriften.
  2. Voer een thoracotomie uit met chirurgische microschaaren om het hart bloot te leggen.
  3. Plaats een perfusienaald in de apex van de linker ventrikel en spoel de systemische circulatie met koud steriel fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS). Een succesvolle perfusie wordt aangegeven door het bleek worden van de lever en de longen.
  4. Snijd het intacte hart uit en dompel het gedurende minimaal 24 h bij kamertemperatuur onder in 4% paraformaldehyde (PFA) om volledige fixatie te waarborgen.
    WAARSCHUWING: Paraformaldehyde is toxisch en irriterend. Hanteer 4% PFA in een chemische zuurkast met geschikte PBM en voer PFA-afval af als gevaarlijk chemisch afval.
  5. Breng het gefixeerde weefsel over naar een automatische weefselprocessor voor sequentiële dehydratatie via een gradiënt van ethanolseries, gevolgd door klaring met xyleen en infiltratie met paraffine bij 65 °C.
    WAARSCHUWING: Xyleen is brandbaar en toxisch, en hete paraffine kan brandwonden veroorzaken. Hanteer xyleen in een zuurkast of goedgekeurde processor en voer xyleenhoudend afval af als gevaarlijk chemisch afval.
  6. Bed het verwerkte hart in paraffineblokken.
    OPMERKING: De juiste oriëntatie van het hart bij het embedden is cruciaal. Positioneer het hart zodanig dat transversale doorsneden door de aortawortel op het niveau van de drie klepbladen mogelijk zijn.
  7. Maak met een rotatiemicrotoom seriële dwarsdoorsneden met een dikte van 4–5 µm door het vlak van de aortaklep, waarbij wordt gewaarborgd dat alle drie de klepbladen worden meegenomen. Monteer de coupes op glazen objectglazen en bewaar deze bij kamertemperatuur.
  8. Voer Hematoxyline en Eosine (H&E) kleuring uit op geselecteerde coupes om de weefselmorfologie, structurele remodellering en de dikte van de klepbladen te beoordelen.
  9. Voer Von Kossa-kleuring uit op aangrenzende seriële coupes om dystrofische calcificatie te detecteren en te kwantificeren, wat identificeerbaar is als donkerbruine tot zwarte mineraalafzettingen in de klepbladen.

8. Sham-operatie

OPMERKING: Deze sectie beschrijft de procedure voor de sham-controle. Sham-muizen ondergaan dezelfde anesthesie, huidpreparatie, bloedvatblootstelling, arteriotomie en retrograde invoering van de geleidedraad als de groep met aortadraadlezie (AWI); de geleidedraad wordt tot op supravalvulair niveau gevorderd maar wordt niet door de aortaklep gevoerd, en er wordt geen mechanische kleplezie veroorzaakt.

  1. Anestheseer de muis en bereid het operatieveld voor zoals beschreven in stappen 1.1 tot en met 1.5.
  2. Leg de RCCA bloot via botte dissectie onder stereomicroscopische visualisatie, zoals beschreven in stap 2.1.
  3. Ligeer het distale uiteinde van de RCCA permanent met een 6-0 zijden hechtdraad en plaats een losse proximale schuifknoop (zoals in stappen 2.2–2.3).
  4. Voer de transversale arteriotomie uit en voer de geleidedraad in zoals beschreven in stappen 3.1–4.2.
  5. Voer de geleidedraad onder echocardiografische begeleiding in retrograde richting voort tot het supravalvulaire niveau van de aorta ascendens, waarbij moet worden bevestigd dat de punt van de geleidedraad de aortaklep NIET passeert.
    OPMERKING: Voer de push-pull of roterende bewegingen die de klep kunnen beschadigen, zoals beschreven in stap 4.4, NIET uit. Trek de geleidedraad terug en ligeer onmiddellijk de proximale RCCA zoals beschreven in stappen 5.1–5.2.
  6. Sluit de huidincisie met onderbroken 5-0 nylon hechtingen of wondclips.
    OPMERKING: Net als bij de AWI-groep wordt de intraoperatieve analgesie verzorgd door lokale infiltratie van lidocaïne (stap 1.5). Plaats het dier in een verwarmde herstelkooi en monitor het dier totdat het volledig mobiel is.
  7. Onderwerp de Sham-muizen aan dezelfde postoperatieve monitoring, echocardiografische evaluatie na 4 weken en histologische verwerking als de AWI-groep.

9. Statistische analyse en studieopzet

  1. Gedurende de studie werden 20 muizen (10 mannelijk, 10 vrouwelijk) onderworpen aan de AWI-procedure, en 6 C57BL/6-muizen (3 mannelijk, 3 vrouwelijk) aan de Sham-procedure.
  2. Meet de piektransvalvulaire snelheid (het criterium dat het succes van het model definieert) bij alle overlevende dieren (19 AWI, 6 Sham).
  3. Analyseer gedetailleerde echocardiografische en histologische indices in een vooraf vastgestelde, op geslacht gebalanceerde subgroep van 6 AWI-muizen (3 mannelijk, 3 vrouwelijk).
  4. Zorg ervoor dat alle echocardiografische en histologische metingen worden uitgevoerd door onderzoekers die geblindeerd zijn voor de groepsindeling.
  5. Beoordeel de data op normaliteit met de Shapiro-Wilk-test voorafgaand aan parametrische toetsing. Vergelijk twee onafhankelijke groepen (AWI vs. Sham) met behulp van een ongepaarde tweezijdige Student's t-test.
  6. Analyseer en presenteer overlevingsdata met de Kaplan-Meier-methode.
  7. Voer alle analyses uit in GraphPad Prism. Presenteer data als gemiddelde ± SEM, waarbij p < 0,05 als statistisch significant wordt beschouwd.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Ontwikkeling van een 3D-geprint platform voor bloedstelpuntbeheersing

Om perioperatieve bloedingen aan te pakken — de belangrijkste bron van morbiditeit en mortaliteit in het conventionele guidewire-geïnduceerde AVS-model — is een 3D-geprint vasculair ondersteuningsplatform ontworpen (Figuur 1). Het platform is gefabriceerd via stereolithografie (SLA)-printen met een biocompatibele (USP Class VI / ISO 1093-conforme) fotopolymeerhars, met een struc...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dit protocol biedt een gedetailleerde beschrijving van een stabiel en veilig diermodel voor aortastenose. Een kenmerk van deze aanpak is een hulpplatform dat de inbreng van een geleidedraad in de arteria carotis communis vergemakkelijkt. Het platform is gefabriceerd via stereolithografie (SLA)-printen met een biocompatibele fotopolymeerhars (structurele dikte 1,07 mm) en bevat een omgekeerd V-vormig apicaal oppervlak met een apexhoek van 120°; het volledige ontwerpbestand is vrij beschikbaar als een aanvullend .stp-besta...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat er geen concurrerende financiële belangen of belangenverstrengelingen zijn.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door het Noncommunicable Chronic Diseases-National Science and Technology Major Project (2026ZD0554300); de National Natural Science Foundation of China (U23A20395, 82170375, 82500455); de Sichuan Provincial Natural Science Foundation (2026NSFSC0552); de Fundamental Research Funds for the Central Universities; Science and Technology Projects of Xizang Autonomous Region, China (XZ202501ZY0120); en het ‘1.3·5’ Project van het West China Hospital, Sichuan University (ZYGD23021, 23HXFH009). De auteurs danken Qipu Feng (Animal Experiment Center, West China Hospital, Sichuan University) voor de hulp bij de echografie van kleine dieren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
3D-geprint vasculair ondersteuningsplatformOp maat gemaaktN/AOp maat gemaakt 3D-geprint vasculair ondersteuningsplatform; aanvullend CAD-bestand geleverd in .stp-formaat.
4% ParaformaldehydeServicebioG1101-3MLWeefselfixatie
5-0 nylonhechtdraadJinhuan MedicalF503Huidsluiting middels onderbroken hechtingen
6-0 zijdehechtdraadJinhuan MedicalRC411Permanente ligatie van de distale RCCA en proximale slipknoop
Akoestische koppelingsgel (voorverwarmd)KepplerKL-250Echocardiografie
Biocompatibele fotopolymeerharsFormlabsRS-F2-BMCL-01SLA-printmateriaal gebruikt voor de fabricage van het op maat gemaakte 3D-geprinte vasculaire ondersteuningsplatform.
C57BL/6 muizen (8–10 weken; mannetjes 22–25 g, vrouwtjes 18–20 g)GemPharmatechC57BL/6Beide geslachten gebruikt; gehuisvest onder standaardcondities
EthyleenoxidegasInstitutionele sterilisatiefaciliteitN/ASterilisatie van het op maat gemaakte 3D-geprinte vasculaire ondersteuningsplatform.
FreeCADFreeCAD Project Association1.1.1CAD-visualisatie en generatie van de 3D-structuurtekening vanuit het .stp-bestand.
GraphPad PrismGraphPad Software9.0Statistische analyse en grafieken
Geleidedraad, 0,014-inch diameterBoston ScientificH749393071900Mechanische aortaklepbeschadiging
Hematoxyline en eosine (H&E) kleuringskitBeyotimeC0105SMorfologie en dikte van de klepbladen
IsofluraanRWD Life ScienceR510-22-23% inductie; 1,5–2% onderhoud in 100% O2
LidocaïneShijiazhuang Pharmaceutical GroupH14024045Preventieve lokale infiltratie op de incisieplaats (0,5%, stap 1.5)
Microsurgical schaarRWD Life ScienceF11022-11Huidincisie, arteriotomie, thoracotomie
MX550D transducer (40 MHz)FUJIFILM VisualSonicsMX550DEchocardiografie
Nair ontharingscrèmeNair255 gVoor depilatie van de anterior cervicale regio en de borstwand
Fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS)ServicebioG4202-100MLPerfusie
RotatiemicrotoomLeica BiosystemsRM2125 RTSSeriële coupes van 4–5 µm
Stereomicroscoop (chirurgisch)OlympusSZX7Vatisolatie en microschirurgie
Vevo 3100 high-resolution ultrasoonsysteemFUJIFILM VisualSonicsVevo 3100Echocardiografie
Von Kossa kleuringskitServicebioG1043-20MLDetectie van dystrofe calcificatie
XyleenNanjing Chemical Reagent Co., Ltd.C0430530209Weefselklaring tijdens paraffineverwerking.

Referenties

  1. Otto CM, Newby DE, Hillis GS. Calcific aortic stenosis: a review. JAMA. 2024;332(23):2014–2026.
  2. Vincent F, et al. Transcatheter aortic valve replacement in bicuspid aortic valve stenosis. Circulation. 2021;143(10):1043–1061.
  3. Kraler S, et al. Calcific aortic valve disease: from molecular and cellular mechanisms to medical therapy. Eur Heart J. 2021;43(7):683–697.
  4. Blaser MC, Bäck M, Lüscher TF, Aikawa E. Calcific aortic stenosis: omics-based target discovery and therapy development. Eur Heart J. 2025;46(7):620–634.
  5. Lindman BR, et al. Calcific aortic stenosis. Nat Rev Dis Primers. 2016;2(1):16006.
  6. Yu Chen H, et al. Dyslipidemia, inflammation, calcification, and adiposity in aortic stenosis: a genome-wide study. Eur Heart J. 2023;44(21):1927–1939.
  7. Peeters FECM, et al. Calcific aortic valve stenosis: hard disease in the heart: a biomolecular approach towards diagnosis and treatment. Eur Heart J. 2018;39(28):2618–2624.
  8. Cai D, Saint L, Markley J, Chen SY. Novel humanized aortic valve calcification model. Circ Res. 2025;136(12):1632–1635.
  9. Rattazzi M, et al. Calcification of advanced atherosclerotic lesions in the innominate arteries of ApoE-deficient mice: potential role of chondrocyte-like cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2005;25(7):1420–1425.
  10. Aikawa E, et al. Arterial and aortic valve calcification is abolished by elastolytic cathepsin S deficiency in chronic renal disease. Circulation. 2009;119(13):1785–1794.
  11. Hjortnaes J, et al. Arterial and aortic valve calcification inversely correlates with osteoporotic bone remodeling: a role for inflammation. Eur Heart J. 2010;31(16):1975–1984.
  12. Aikawa E, et al. Osteogenesis associates with inflammation in early-stage atherosclerosis evaluated by molecular imaging in vivo. Circulation. 2007;116(24):2841–2850.
  13. Honda S, et al. A novel mouse model of aortic valve stenosis induced by direct wire injury. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2014;34(2):270-278. doi:10.1161/ATVBAHA.113.302610.
  14. Zhu Z, et al. Models for calcific aortic valve disease in vivo and in vitro. Cell Regen. 2024;13:6.
  15. Zhong G, et al. Activation of Piezo1 promotes osteogenic differentiation of aortic valve interstitial cells through YAP-dependent glutaminolysis. Sci Adv. 2023;9(22):eadg0478.
  16. Li S, et al. Targeted inhibition of PTPN22 is a novel approach to alleviate osteogenic responses in aortic valve interstitial cells and aortic valve lesions in mice. BMC Med. 2023;21(1):252.
  17. Niepmann ST, et al. The graded murine wire-induced aortic valve stenosis model mimics the human functional and morphological disease phenotype. Clin Res Cardiol. 2019;108(8):847–856.
  18. Qian N, et al. A novel mouse model of calcific aortic valve stenosis. Anim Models Exp Med. 2024;7(4):523–532.
  19. Iqbal F, et al. Sortilin enhances fibrosis and calcification in aortic valve disease by inducing interstitial cell heterogeneity. Eur Heart J. 2023;44(10):885–898.
  20. Billig H, et al. Aortic valve stenosis and osteoporosis: insights from a mouse model. BMC Cardiovasc Disord. 2025;25(1):562.
  21. Artiach G, et al. Omega-3 polyunsaturated fatty acids reduce aortic valve disease via the resolvin E1-ChemR23 axis. Circulation. 2020;142(8):776–789.
  22. Clayton JA, Collins FS. NIH to balance sex in cell and animal studies. Nature. 2014;509(7500):282–283.
  23. Li B, et al. IGF1-mediated mesenchymal-endothelial transition as a potential regulatory target in calcific aortic valve disease. BMC Med. 2025;23(1):600.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Guidewire-beschadigingsmodelMuis-AVS-modelBloedingsbeheersingVasculaire OndersteuningsplatformEchocardiografische BeoordelingHistopathologische ValidatieKlepdegeneratieTherapeutische InterventiesModeloptimalisatie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.