Fabricage en implantatie van geraffineerde siliconen rekmeters voor langdurige monitoring van gastrische motiliteit bij vrij bewegende muizen

Samenvatting

Dit protocol beschrijft de fabricage en chirurgische implantatie van flexibele, biocompatibele siliconenrekmanometers voor continue monitoring van de maagmotiliteit in vrij bewegende C57BL/6J-muizen. De methode biedt stabiele langetermijnopnames door verfijnde siliconen-inkapseling en een veilige kopbevestiging van de connector.

Samenvatting

Dit protocol beschrijft de fabricage en chirurgische implantatie van flexibele, biocompatibele siliconen rekmanometers voor langdurige monitoring van de maagmotiliteit in vrij bewegende C57BL/6J-muizen. Continue beoordeling van maagmotorische activiteit bij bewuste dieren blijft technisch uitdagend, omdat anesthesie en invasieve procedures de normale maag-darmfysiologie kunnen veranderen. Om deze uitdagingen aan te pakken, combineert dit protocol verfijnde siliconen-inkapseling van de rekmeter met een veilige kopgemonteerde connectorfixatie om de stabiliteit van het apparaat tijdens langdurige opnames te verbeteren, terwijl de elektrische schakelingen worden beschermd tegen mechanische schade die gepaard gaat met normale dierlijke activiteit. De procedure maakt betrouwbare implantatie en continue registratie van maagcontractiele activiteit mogelijk gedurende een postoperatieve periode van 15 dagen. Representatieve opnames tonen duidelijke maagmotiliteitspatronen tijdens anesthesie, wakkere basislijn, postoperatief herstel en voeder-geïnduceerde accommodatie. Histologische evaluatie wijst slechts op milde lokale weefselresponsen rond de implantatieplaats, wat de biocompatibiliteit van het apparaat onder de onderzochte omstandigheden ondersteunt. Dit protocol biedt een reproduceerbare methode om stabiele langetermijnregistraties van maagmotiliteit bij bewuste muizen te verkrijgen en kan onderzoeken naar gastro-intestinale fysiologie en ziekte vergemakkelijken, inclusief studies met genetisch gemodificeerde muismodellen.

Inleiding

De nauwkeurige monitoring van fysiologische activiteit in biomedisch onderzoek, met name in studies naar gastro-intestinale motiliteit, is cruciaal voor het begrijpen van spijsverteringsmechanismen en ziektepathologieën ^1,2. Huidige methoden voor het monitoren van maagmotiliteit bij vrij bewegende dieren hebben echter aanzienlijke beperkingen. Beeldvormingstechnieken worden vaak beperkt door operationele complexiteit, hoge apparatuurvereisten en potentiële stralingsblootstelling ^3,4. Ballongebaseerde methoden zijn weliswaar nuttig, maar kunnen over het algemeen de maagmotiliteit bij vrij bewegende dieren over langere tijd niet monitoren en zijn vaak beperkt tot verdoofde toestanden⁵. Minimaal invasieve benaderingen, zoals sonomicrometrie, zijn niet in staat om maagmotiliteit bij bewuste dieren te registreren⁶. Evenzo zijn manometrische methoden voornamelijk toepasbaar op verdoofde muizen ^7,8,9. Alternatief is elektrofysiologische registratie van gastrische langzame golven met behulp van serosale elektroden ontwikkeld als een directe benadering om de onderliggende pacemaker-myo-elektrische activiteit die maagcontracties aandrijft vast te leggen^10,11. Hoewel serosale elektroden zeer effectief zijn voor het detecteren van elektrische ritmes en disritmieën, meten ze de resulterende mechanische kracht niet direct. Bovendien weerspiegelen extracellulair opgenomen langzame golven die in vivo zijn verkregen mogelijk niet altijd de echte intracellulaire langzame golven¹², en elektrische signalen die zijn opgenomen van oppervlakte- of serosale elektroden kunnen aanzienlijk worden beïnvloed door gelokaliseerde neurale activiteit, wat betekent dat ze niet noodzakelijkerwijs daadwerkelijke fasische mechanische contracties^{vertegenwoordigen 13,14}.

Daarentegen zetten siliconen-rekmeters veranderingen in mechanische beweging om in elektrische signalen, waardoor langdurige registratie van motiliteitspatronen in holle viscerale organen zoals de maag en darmen mogelijk is, zowel onder fysiologische als pathologische omstandigheden 15,16,17. Het algemene doel van dit protocol is het beschrijven van de fabricage en chirurgische implantatie van geraffineerde siliconen rekmaten voor langdurige monitoring van maagmotiliteit in vrij bewegende C57BL/6J-muizen, de meest gebruikte genetische achtergrond voor transgene modellen in de gastro-enterologie. Voortbouwend op eerder beschreven rekingsmeetmethoden¹⁸, bevat dit protocol een ultradun (0,2 mm) sensorprofiel met een lichtgewicht, biocompatibele 704 siliconenkapsel om de mechanische belasting op de muriene maagwand te verminderen ten opzichte van eerdere ontwerpen. Daarnaast minimaliseert een modulaire kopgemonteerde connector-routeringsstrategie postoperatieve kabelspanning en schade door kauwen, waardoor de stabiliteit van het apparaat tijdens langdurige opnames verbetert. Het protocol is bedoeld voor onderzoekers die langdurige, directe metingen van de gastrische mechanische activiteit zoeken bij bewuste muizen tijdens verschillende fysiologische toestanden, waaronder postoperatief herstel en voeding. De gerapporteerde verminderingen in weefseladhesie en minimale functionele verstoring moeten worden geïnterpreteerd binnen de context van de gepresenteerde validatiegegevens, en verdere kwantitatieve evaluatie van deze parameters blijft een belangrijke richting voor toekomstige studies.

Protocol

Deze studie werd uitgevoerd in overeenstemming met de Richtlijnen over de Behandeling van Proefdieren uitgegeven door het Ministerie van Wetenschap en Technologie. Alle experimenten werden goedgekeurd door de Commissie voor de Ethiek van Dierproeven van de China Academy of Chinese Medical Sciences (nr. D2024-01-26-07).

1. Diervoorbereiding

1. Neem gezonde wildtype C57BL/6J mannelijke muizen die 8 weken oud zijn en 25 ± 3 g wegen.
2. Houd de muizen onder specifieke ziekteverwekkervrije (SPF) omstandigheden bij 22°C ± 1°C, 55% ± 5% relatieve luchtvochtigheid en een licht/donker cyclus van 12 uur. Groepshuis niet meer dan vijf muizen per kooi.
3. Bied standaard voedsel en water ad libitum. Laat de muizen vrij toegang tot voedsel en water tot de narcose-inleiding om de juiste maagwandspanning tijdens de operatie te behouden.
4. Laat de dieren 7 dagen aan het laboratorium wennen voordat de experimenten op dag 8 worden gestart.
5. Wijs de geaccliceerde muizen willekeurig toe aan de experimentele groepen om mogelijke selectiebias te minimaliseren.
6. Voer 24 uur voor de operatie een klinische gezondheidsbeoordeling uit voor elke muis door het fysieke uiterlijk, gedrag en lichaamsgewicht te evalueren. Sluit dieren uit die tekenen van ziekte, letsel of gewichtsverlies van meer dan 10% vertonen.
7. Meet het lichaamsgewicht van elke muis direct vóór de narcose. Bereken het injectievolume op 20 mL/kg, wat overeenkomt met een tribromoethanoldosis van 250 mg/kg.

2. Rekstrookvoorbereiding¹⁸

1. Verkrijg een rekstrookmeter van 350 Ω met een basismaat van 3,6 mm × 3,0 mm, een roostergrootte van 2,0 mm × 1,0 mm en een dikte van 0,06 mm. Gebruik een rekstrookmeter met een gevoeligheidscoëfficiënt van 2,0% ± 1% (nauwkeurigheidsklasse A), vooraf bevestigd aan dubbel geëmailleerde draden (0,15 mm diameter, 100 mm lengte).
2. Breng een uniforme laag siliconenrubber aan aan beide zijden van de rekmeter totdat het volledig ingekapselde apparaat ongeveer 0,2 mm dik is. Zorg ervoor dat alle oppervlakken volledig bedekt zijn zonder blootgestelde gebieden.
3. Breng een extra druppel siliconenrubber aan op het soldeerpunt en verdeel dit gelijkmatig met een wattenstaafje totdat de rekmeter volledig is ingekapseld. Controleer dat de uiteindelijke afmetingen van het apparaat ongeveer 6,0 mm × 8,0 mm zijn.
4. Bevestig volledige inkapseling door ervoor te zorgen dat de siliconencoating glad is en vrij van luchtbellen of kieren, en dat het uiteindelijke apparaat overeenkomt met de doelafmetingen.
5. Hard de ingekapselde rekmeter minstens 48 uur uit bij kamertemperatuur (22°C ± 1°C) en 60%–70% relatieve luchtvochtigheid in een goed geventileerde, stofvrije omgeving.
6. Las de kopgemonteerde connector aan de geëmailleerde draad met een soldeerbout, soldeer en zuurvrije soldeerflux.
7. Controleer de integriteit van de soldeerverbindingen door de geëmailleerde draden voorzichtig met een irisdissectiepincet te trekken. Controleer of de verbindingen veilig blijven zonder draadloskoppeling.
8. Verbind de gemonteerde rekstrookmeter met een brugversterker via een nulsteldoos met een rekstrooksensor.
9. Balanceer het circuit door de gemonteerde rekmeter aan te sluiten op een aangepaste 350 Ω nulinstelling box en de brugversterker om baseline-offset veroorzaakt door draadweerstand te elimineren en het beschikbare signaalbereik te maximaliseren. Na het voltooien van alle verbindingen buig je de ingekapselde rekstrookmeter voorzichtig met een tang in zowel lucht als 0,9% zoutoplossing terwijl je de uitgangsgolfvorm in de acquisitiesoftware monitort. Controleer de juiste werking van het apparaat door een duidelijke golfvormafbuiging te controleren, wat aangeeft dat er voldoende elektrische connectiviteit, waterdichtheid en sensorgevoeligheid zijn.

3. Chirurgische procedure voor de implantatie van een rekmeter

1. Steriliseer alle chirurgische instrumenten met 75% ethanol. Laat de voorbereide rekstrookcomponenten 15 minuten weken in 75% ethanol, gevolgd door onderdompeling in 0,9% natriumchlorideoplossing gedurende 15 minuten.
2. Verwijder de onderdelen van de rekmeter uit de 0,9% natriumchlorideoplossing en begin direct met chirurgische implantatie zonder extra luchtdrogen of spoelen.
3. Verdoof de muis door intraperitoneale injectie van 1,25% tribromoethanoloplossing (20 mL/kg).
4. Gebruik een commercieel bereide oplossing van 1,25% tribromoethanol zonder verdere verdunning. Bewaar de oplossing op 4°C in een amberkleurige fles die beschermd is tegen licht en gebruik deze binnen de houdbaarheidsdatum van de fabrikant.
5. Controleer het dier elke 10 minuten tijdens de operatie om regelmatige ademhaling en afwezigheid van beweging als reactie op tactiele stimulatie te waarborgen. Bevestig een adequate chirurgische anesthesievlakte door het verlies van de rechtstaande reflex en het ontbreken van de teenpinch terugtrekkingsreflex te controleren.
6. Er was geen aanvullende anesthesie nodig omdat de initiële dosis gedurende de procedure een voldoende chirurgisch niveau bood.
7. Houd de kerntemperatuur van het dier op 37,0°C ± 0,5°C met behulp van een door feedback geregelde verwarmingsdeken. Breng tijdens de operatie petrolatum oogzalf aan om uitdroging van het hoornvlies te voorkomen.
8. Verwijder het haar van de buik en schedel met een kleine haarknipper. Desinfecteer de blootgestelde huid met 1% povidon-jodiumoplossing, gevolgd door 75% ethanol (Figuur 1A–C).
9. Bedek de buik met een steriel chirurgisch doek (Figuur 1D).
10. Bedek het operatieveld met een steriele chirurgische gaasdoek. Maak een ventrale middenlijnincisie van ongeveer 1,5–3,0 cm lang, die caudaal loopt vanaf het uitsteeksel xiphoïd via de huid en buikspieren. Maak een tweede longitudinale incisie van ongeveer 5,0–8,0 mm lang langs de sagittale hechting aan de top van de schedel (Figuur 1E,J).
11. Selecteer de lengte van de incisie op basis van de lichaamsgrootte van het dier, zodat het maagantrum voldoende blootgesteld wordt voor het hechten, terwijl weefseltrauma wordt geminimaliseerd en wondsluiting wordt vergemakkelijkt.
12. Voorzichtig de buik naar buiten brengen met een wattenstaafje. Scheid het grotere omentum en zorg voor de hydratatie van het weefsel gedurende de procedure met wattenbolletjes doordrenkt met 0,9% fysiologische zoutoplossing (Figuur 1F).
13. Scheid het grote omentum van de maagwand door een zachte botte dissectie met een vochtig wattenstaafje of stompe tang, waarbij je let op schade aan aangrenzende bloedvaten en omliggende weefsels.
14. Breng elke 3–5 minuten warme (37,0°C± 0,5°C) steriele 0,9% zoutoplossing aan op de blootgestelde maag, of wanneer het weefseloppervlak begint te drogen, om de hydratatie van het weefsel te behouden.
15. Scheid voorzichtig de huid van de onderliggende spieren met een wattenstaafje en een dissecteer pincet om een continue subcutane tunnel te creëren tussen de schedel- en buikincisie. Steek de rekstrookconstructie door de tunnel, plaats de kopgemonteerde connector op het voorhoofd en plaats de rekstrookkast boven het buikgebied (Figuur 1G,J).
16. Leid de draad door de subcutane tunnel van de buikincisie langs de linker laterale lichaamswand, onder de linker voorpoot en over de dorsale nek naar de schedelincisie.
17. Naai de rekmeter aan het serosale oppervlak van het maagantrum met 7-0 niet-absorberbare hechtingen (Figuur 1H). Herplaats het grotere omentum over de rekstrookstrook en beperk het functionele hechtingsoppervlak tot ongeveer 5,0 mm × 5,0 mm.
18. Plaats de rekmeter op het serosale oppervlak van het maagantrum met zijn lange as en bevestigde draden parallel aan de longitudinale spiervezels die van de cardia tot de pylorus lopen. Oriënteer de soldeerverbindingen naar de buikwand, met het gesoldeerde uiteinde naar de kop en het andere uiteinde naar de pylorus (Figuur 1H).
19. Bevestig de rekmeter aan de maagserosa met een continue hechting met drie fixatiepunten. Plaats één steek aan het caudale (pyloriese) uiteinde en twee opeenvolgende steken aan het schedeluiteinde (hart), en sluit de samenstelling vast met een enkele knoop aan de bovenste middenlijn (Figuur 1H).
20. Breng de maag en alle andere buikorganen terug naar hun normale anatomische positie. Bevestig de geëmailleerde draad aan de buikspieren om beweging van de voorste en achterste beweging te minimaliseren.
21. Bevestig de geëmailleerde draden aan de buikspieren door een eerste knoop in de spier met de hechting te plaatsen, de hechting meerdere keren om beide draden te wikkelen en een laatste knoop te maken om de draden stevig te verankeren.
22. Sluit de buikspieren gevolgd door de huid met 6-0 absorberbare hechtingen (Figuur 1I).
23. Verwijder het periost met 3% waterstofperoxide om het voorste fontanel bloot te leggen (Figuur 1J).
    VOORZICHTIG: Waterstofperoxide is een irriterende stof. Draag geschikte persoonlijke beschermingsmiddelen en vermijd contact met de ogen en huid.
24. Breng ongeveer 10 seconden 3% waterstofperoxide aan op de blootgestelde schedel om het periost te verwijderen en lichte bloedingen te beheersen. Verwijder de oplossing onmiddellijk met een steriel wattenstaafje, spoel grondig af met steriele zoutoplossing en droog het oppervlak volledig voordat je de basinghars aanbrengt.
25. Meng en breng de basinghars aan op de schedel. Druk de kopgemonteerde connector op de hars totdat deze natuurlijk verstijft. Naai de hoofdhuid rond de beveiligde connector terwijl de ronde opening van de kopgemonteerde connector bloot blijft (Figuur 1K).
26. Laat de baserhars ongeveer 5 minuten ongestoord polymeriseren. Controleer de volledige uitharding door voorzichtig met de punt van een tang het harsoppervlak aan te raken.
27. Stabiliseer de kopgemonteerde connector met een tang tijdens de initiële uithardingsfase totdat de hars voldoende is uitgehard om de connector zonder ondersteuning op zijn plaats te houden.
28. Breng povidon-jodiumoplossing aan rond de operatiewond. Dien meloxicam toe (0,2 mg/kg, subcutaan) voor postoperatieve pijnstillers en ontstekingsremmende behandeling.
29. Na herstel van de narcose brengt u de muis terug naar zijn thuiskooi. Dien meloxicam (0,2 mg/kg, intraperitoneaal) eenmaal daags toe gedurende twee opeenvolgende dagen.
30. Breng de muis pas terug naar zijn thuiskooi nadat hij de rechtstaande reflex heeft teruggekregen, regelmatige en stabiele ademhaling vertoont en normaal kan bewegen.
31. Houd de muizen dagelijks in de gaten gedurende minstens de eerste twee postoperatieve dagen en daarna minstens twee keer per week. Dieren die dierlijk, liet aanhoudend lichaamsgewicht vallen en verminderde locomotorische activiteit vertonen op humane wijze, volgens de vooraf gedefinieerde criteria voor humane eindpunten.

Figuur 1. Chirurgische implantatieworkflow en opname van maagmotiliteit. (A) Haarverwijdering uit de buik. (B) Desinfectie met povidon-jodiumoplossing. (C) Schoonmaken met 75% ethanol. (D) Plaatsing van een steriel chirurgisch gordijn over de buik. (E) Middenlijn buikincisie en hoofdhuidincisie. (V) Blootstelling van de maag. (G) Subcutane passage van de rekstrookassemblage en plaatsing van de sensor op het maagantrum. (H) Hechting van de rekmeter aan de serosale laag van het maagantrum, anatomisch gelegen tussen de incisura angularis en de pylorus. (I) Sequentiële sluiting van de buikspieren en huid. (J) Blootstelling van de voorste fontanel na verwijdering van het periost met 3% waterstofperoxide. (K) Fixatie van de kopgemonteerde connector en sluiting van de hoofdhuid rond de opening van de connector. (L) Speciaal rekstrookapparaat naast een liniaal. (M) Schema van de vrij bewegende maagmotiliteitsopname-opstelling, inclusief de opnamekamer, roterende commutator, verbonden kopbevestigde connector, brugversterker, dataverzamelingssysteem, computer en signaalanalysesoftware. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

4. Opname van maagbeweging

1. Plaats de op maat gemaakte vrij bewegende ronde opnamekamer onder een 2K-autofocuscamera om continue gesynchroniseerde gedragsmonitoring van de muis mogelijk te maken.
2. Bouw de opnamekamer met behulp van een transparante cilindrische plexiglascontainer (35 cm diameter × 45 cm hoogte).
   1. Bevestig een op maat gemaakte hangplaat (39,5 cm × 10,0 cm) boven de kamer om de op het hoofd gemonteerde connectorkabel te ondersteunen.
   2. Ondersteun de hangplaat met twee verticale standaards die aan tegenovergestelde zijden van de kamer zijn geplaatst. Stel de hoogte aan (tot 15,5 cm) om de juiste kabelspanning tijdens het opnemen te behouden.
3. Plaats de muis in de opnamekamer. Verbind de op het hoofd gemonteerde vrouwelijke socket met de multikanaals flexibele opnamekabel die aan de roterende commutator hangt. Zorg ervoor dat de kabel onbeperkte beweging, draaien en voeding mogelijk maakt.
4. Acklimatiseer muizen dagelijks 60 minuten aan de opnamekamer, gedurende 3 opeenvolgende dagen voor de operatie. Na implantatie plaats je de verdoofde muis 30 minuten in de kamer om fysiologische stabilisatie mogelijk te maken voordat je met continue opname begint.
5. Verbind het andere uiteinde van de flexibele kabel met de brugversterker en sluit de versterker aan op het PowerLab 8/35 data-acquisitiesysteem.
6. Controleer de balans van de brugversterker en het nulstellen van de rekstrookmeter zoals beschreven in stap 2.9. Monitor het live-signaal minstens 2 minuten en begin pas met opnemen nadat je een stabiele basislijn met verwaarloosbare drift hebt bevestigd.
7. Configureer de hardware-instellingen in LabChart data-acquisitiesoftware (versie 8.0) met een bemonsteringsfrequentie van 10 kHz en een versterkingsversterking van 10× voor het ruwe gastric signaalkanaal.
8. Configureer het acquisitiesysteem met een ingangsspanningsbereik van ±5 V, een brugexcitatiespanning van 5 V en een hardwarematig laagdoorlaatfilter ingesteld op 100 Hz om hoogfrequente ruis te minimaliseren en de signaalkwaliteit te behouden.
9. Zet de 2K autofocuscamera aan en start tegelijkertijd de data-acquisitiesoftware op de opnamecomputer.
10. Verkrijg data met behulp van de dataverzamelingssoftware met een speciale acquisitietemplate. Configureer één analoog kanaal voor het ruwe gastrische rekmeterssignaal en één gesynchroniseerd videokanaal van de 2K autofocuscamera. Sla alle opnames op in het native acquisitiesoftware-bestandsformaat (*.adicht).
11. Voer opnamesessies uit tijdens het postoperatieve herstel, de overgang van anesthesie naar de wakkere toestand, en een gedragstest van 6 minuten met voedingsgedrag bestaande uit een 2 minuten pre-prandiale basislijn, een 2 minuten voedingsfase en een 2 minuten postprandiale fase.
12. Opnames maken tussen 09:00 en 15:00 op postoperatieve dagen (POD's) 1, 3, 5, 7, 10 en 15. Begin direct met het opnemen van het dier in de kamer en gebruik gegevens die vanaf 10 minuten zijn verzameld voor analyse om fysiologische stabilisatie te waarborgen.
13. Snelle muizen 12 uur voor het voederexperiment. Registreer de maagmotiliteit continu gedurende 6 minuten, bestaande uit een pre-prandiale basislijn van 2 minuten, een voedingsperiode van 2 minuten die begint met het voeden, en een periode van 2 minuten na het eten.
14. Opnames uitsluiten van analyse als ze aan een van de volgende criteria voldoen: (i) signaalverlies veroorzaakt door connectorstoring of draadbreuk; (ii) ernstige bewegingsartefacten als gevolg van grooming of gebruik die het ingangsbereik van de versterker overschrijden; of (iii) onstabiele signalen of baseline-drift groter dan 20% van de baseline-amplitude tijdens een enkele opnamesessie.

5. Signaalverwerking en statistische analyse

1. Leg de volledige hardwareverbinding tot stand en pas de hardware- en softwarefilterworkflow toe om de ruwe biologische signalen te verwerken en gastrische motiliteitsgolven te isoleren van bewegingsartefacten.
   1. Leid de biologische signalen door het ingebouwde analoge laagdoorlaatfilter van de brugversterker en het dataverzamelsysteem. Stel de analoge laagdoorlaatfilter snijfrequentie in op 100 Hz om hoogfrequente elektromagnetische ruis en storingen via hoogspanningslijnen te verminderen en het basiskanaal voor ruwe data te genereren (Figuur S1).
   2. Pas geen extra hardwarefilters toe, zoals high-pass, notch- of anti-aliasingfilters, tijdens gegevensverzameling.
   3. Genereer een gesmoothed analysekanaal met behulp van de Smoothing-module in de acquisitiesoftware (Figuur S2). Selecteer Gladmaking in het kanaalkeuzemenu, kies Triangular (Bartlett) als gladmaaktype, en stel de vensterbreedte in op 10 s (Figuur S3).
      OPMERKING: Het 10 s driehoekige venster functioneert als een adaptief digitaal laagdoorlaatfilter dat ademhalings- en bewegingsartefacten dempt terwijl het de amplitude en het ritme van de basale muisachtige maag-langzame golf (~5 cycli/min; ~0,083 Hz) behoudt.
   4. Pas geen extra digitale preprocessing-stappen toe, waaronder baselinecorrectie, detrending, resampling, kanaalverschuiving of signaalnormalisatie.
   5. Sla de gladde golfvorm op als een nieuw analysekanaal (Kanaal 2) samen met het ruwe signaal (Kanaal 1) in hetzelfde native acquisitiesoftwarebestand (*.adicht) zonder externe conversie (Figuren S3 en S4).
2. Haal de gladde gastric motiliteitssignalen uit voor analyse. Selecteer stabiele, representatieve continue opnamevensters van 2 minuten voor elke experimentele conditie, terwijl bewegings- en gedragsgerelateerde artefacten worden geminimaliseerd (Figuur S4).
   1. Selecteer willekeurig een continu opnamevenster van 2 minuten met de gesynchroniseerde video-opname. Neem alleen segmenten met een stabiele basislijn en geen bewegingsartefacten, verzorgingsgedrag of bewegingsactiviteit.
   2. Haal één aaneengesloten opnamesegment van 2 minuten uit elk aangewezen POD 1–15. Vergelijk maagmotiliteitsgolfvormen die onder diepe narcose zijn opgenomen met golfvormen van maagmotiliteit in volledig bewuste toestand.
   3. Standaardiseer alle opnames tussen 09:00 en 15:00, zoals beschreven in Stap 4.12, om de invloed van circadiane variatie op de maagmotiliteit te minimaliseren.
   4. Analyseer één continue opname van 6 minuten uit het voedingsexperiment door de opname op te delen in drie opeenvolgende periodes van 2 minuten die de pre-prandiale baseline, actieve voeding en post-prandiale fasen vertegenwoordigen.
   5. Identificeer het voederbegin aan de hand van de gesynchroniseerde video-opname wanneer het dier begint met aanhoudend kauwen. Definieer de voedingsfase als het daaropvolgende interval van 2 minuten en sluit opnames uit waarin het voeden slechts enkele seconden duurt.
3. Kwantificeer de gemiddelde cyclische frequentie (cycli/min), cyclische amplitude (μV) en oppervlakte onder de curve (AUC; mV·s·min⁻¹) vanuit de gladde golfvormen. Bepaal de contractiele frequentie door piek-tot-piek intervalanalyse en bereken de AUC door het gelijkgetrokken contractiele signaal te integreren over het geselecteerde opnameinterval (Figuur S5).
   1. Voer piekdetectie automatisch uit met behulp van de module Cyclic Measurements in de Data Pad van de dataverzamelingssoftware om de gemiddelde cyclische frequentie voor elk geselecteerd opnamesegment te berekenen (Figuur S5).
   2. Definieer de basislijn als de minimale signaalspanning binnen het geselecteerde opnameinterval. Bereken de AUC automatisch met behulp van de integrale relatie-tot-minimumfunctie in de Data Pad-module (Figuur S5).
   3. Meet de contractiele amplitude automatisch als de Gemiddelde Cyclische Hoogte met behulp van de Data Pad-module, die de gemiddelde piek-til-dalhoogte berekent voor elk 2-minuten opnamesegment (Figuur S5).
4. Vat grafisch samen en analyseer de frequentie-, amplitude- en AUC-gegevens over alle experimentele omstandigheden.
   1. Vergelijk de maagmotiliteitsparameters tussen diepe anesthesie en volledig bewuste toestanden.
   2. Evalueer longitudinale veranderingen in maagmotiliteit van POD 1 tot en met POD 15.
   3. Vergelijk maagmotiliteitsparameters tijdens de actieve voedingsfase met die tijdens de pre-prandiale en post-prandiale fasen.
   4. Neem alle gegevens die voldoen aan de vooraf gedefinieerde opnamekwaliteitscriteria op in de statistische analyse. Voer geen statistische uitschieters uit en sluit geen waarnemingen uit op basis van statistische criteria.
5. Beoordeel de normaliteit van de data en de homogeniteit van de variantie voordat statistische analyse wordt uitgevoerd. Analyseer normaal verdeelde gegevens met behulp van een gewone eenrichtingsvariantieanalyse (ANOVA) of een ongepaarde t-test. Analyseer niet-normaal verdeelde gegevens met behulp van de Kruskal–Wallis-test of de Mann–Whitney U-test .
   1. Beoordeel de normaliteit van gegevens met de Shapiro–Wilk-test en de homogeniteit van variantie met de Brown–Forsythe-test. Normaal verdeelde data met gelijke varianties analyseren met eenrichtings-ANOVA en niet-normaal verdeelde data of data met ongelijke varianties analyseren met behulp van de Kruskal–Wallis-test.
   2. Voer post-hoc meervoudige vergelijkingstests uit met behulp van Tukey's test na eenrichtings-ANOVA of Dunn's test na de Kruskal–Wallis-test, afhankelijk van toepassing.
6. Analyseer alle data met GraphPad Prism versie 10.0. Rapporteer gegevens als het gemiddelde ± standaardfout (SE). Beschouw p < 0,05 als statistisch significant.
   1. Voer alle statistische analyses uit als tweevoudige tests. Beschouw p < 0,05 als statistisch significant.
   2. Blind de onderzoeker die verantwoordelijk is voor datafiltering en parameterextractie voor de experimentele groepen en behandelingen. Anonimisiseer en codeer alle datasets vóór analyse.
   3. Archiveer alle ruwe golfvormen, verwerkte signalen en bijbehorende metadata in het native acquisitiesoftwarebestandsformaat (*.adicht). Sla deze bestanden en geëxporteerde spreadsheets op in een gecentraliseerde repository om onafhankelijke verificatie mogelijk te maken. Maak de relevante datasets en statistische analysebestanden beschikbaar op redelijk academisch verzoek.

Resultaten

Gastrische motiliteit onder anesthesie en wakkere toestanden

Om de potentiële impact van anesthesie op de maagmotiliteit te evalueren, werden de maagmotiliteitsparameters vergeleken tussen verdoofde en bewuste muizen (n = 6; Figuur 2A,B). Er werd geen significant verschil in frequentie waargenomen tussen de verdoofde en bewuste toestand (respectievelijk 5,38 ± 0,13 vs. 5,48 ± 0,10 cycli min⁻¹ [cpm]; ongepaarde t-test: t = 0,4053, p = 0,6874). Evenzo geldt dat noch de amplitude (73,88 ± 10,79 vs. 60,79 ± 3,96 μV; Mann–Whitney U-test: U = 68,5, p = 0,1620) noch het oppervlak onder de kromme (AUC) (6,83 ± 1,26 vs. 7,47 ± 0,84 mV·s·min⁻¹; Mann–Whitney U-test: U = 102, p = 0,8437) verschilde significant tussen de twee omstandigheden. Deze representatieve opnames tonen vergelijkbare maagmotiliteitsparameters aan onder de onderzochte verdoofde en bewuste omstandigheden.

Figuur 2. Representatieve opnames van maagmotiliteit, kwantitatieve analyse en maaghistologie na de implantatie van de rekmeter. (A,B) Vertegenwoordigende sporen van maagmotiliteit worden direct na de operatie onder narcose (A) en in de wakkere bewuste toestand (B) (n = 6 muizen) geregistreerd. (C–H) Vertegenwoordigende sporen van maagmotiliteit geregistreerd tijdens het postoperatieve herstel op postoperatieve dag (POD) 1 (C), POD 3 (D), POD 5 (E), POD 7 (F), POD 10 (G) en POD 15 (H). De schaalbalk in H geldt voor panelen A–H: 50 μV, 15 s. (I–K) Kwantificering van maagmotiliteitsfrequentie (I; Brown-Forsythe en Welch-analyse van variantie met meervoudige vergelijkingen, F = 0,3898, p = 0,8762), amplitude (J; Kruskal–Wallis H-test, H = 3,989, p = 0,6782), en oppervlakte onder de kromme (AUC) (K; Kruskal–Wallis H-test, H = 0,8218, p = 0,9915) over longitudinale tijdspunten (n = 6 muizen). (L) Vertegenwoordigende spoor van maagmotiliteit geregistreerd voor, tijdens en na vrijwillige voeding. Het schaduwrijke gebied geeft de voedingsperiode van 2 minuten aan. Schaalbalk: 100 μV, 30 s. (M–O) Kwantificering van maagmotiliteitsfrequentie (M; gewone eenrichtingsanalyse van variantie, F = 5,490, p = 0,0138), amplitude (N; Kruskal–Wallis H-test, H = 0,3639, p = 0,8451), en AUC (O; gewone eenrichtingsanalyse van variantie, F = 4,954, p = 0,0193) voor, tijdens en na het voeden (n = 7 muizen). (P–S) Hematoxyline- en eosine-gekleurde maagsecties van normale controlemuizen (P) en geïmplanteerde muizen op POD 7 (Q), POD 10 (R) en POD 15 (S). In paneel P geeft a de muscularis aan, b de submucosa en c de mucosa. De 100 μm schaalbalk die in paneel S wordt getoond, geldt voor alle histologiepanelen (P–S). De gegevens worden gepresenteerd als gemiddelde ± standaardfout. *p < 0,05. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Postoperatieve gastrische motiliteit verandert in de loop van de tijd

Gastrische motiliteit werd gemonitord bij vrij bewegende muizen van POD 1 tot POD 15 om de postoperatieve stabiliteit te evalueren (n = 6; Figuur 2C–K). Tijdens de vroege postoperatieve fase (POD 1–3) verschilde de frequentie niet significant van de basislijnmeting (5,76 ± 0,27 versus 5,38 ± 0,14 cpm; Brown-Forsythe en Welch variantieanalyse [ANOVA] met meervoudige vergelijkingen, p = 0,9670). Evenzo werden er geen significante verschillen in amplitude waargenomen (60,41 ± 3,41 versus 56,43 ± 4,78 μV; Kruskal–Wallis-test met meervoudige vergelijkingen, p > 0,9999) of AUC (6,34 ± 0,79 vs. 6,42 ± 0,92 mV·s·min⁻¹; Kruskal–Wallis-toets met meervoudige vergelijkingen, p> 0,9999).

Tijdens de intermediaire postoperatieve fase (POD 5–7) bleven de gemeten parameters stabiel, zonder significante verschillen in frequentie (5,49 ± 0,23 vs. 5,31 ± 0,22 cpm; p > 0,9999), amplitude (58,96 ± 5,40 versus 63,29 ± 8,01 μV; p > 0,9999), of AUC (7,52 ± 1,59 versus 5,78 ± 0,69 mV·s·min⁻¹; p > 0,9999) ten opzichte van de overeenkomstige basislijnwaarden.

Tijdens de latere postoperatieve fase (POD's 10–15) werden geen significante veranderingen in frequentie waargenomen (5,55 ± 0,42 vs. 5,41 ± 0,10 cycli/min; p > 0,9999), amplitude (69,33 ± 21,04 versus 56,33 ± 7,95 μV; p > 0,9999), of oppervlakte onder de kromme (AUC; 9,74 ± 3,87 versus 9,00 ± 2,71 mV·s·min⁻¹; p > 0,9999) vergeleken met de overeenkomstige basiswaardes. Gezamenlijk tonen deze representatieve gegevens aan dat de gemeten maagmotiliteitsparameters stabiel bleven gedurende de postoperatieve observatieperiode onder de onderzochte omstandigheden.

Gastrische motiliteit tijdens voedselinname

Er werden representatieve opnames van maagmotiliteit verkregen tijdens vrijwillige inname van vast voedsel om faseafhankelijke veranderingen in maagmotiliteit te karakteriseren (n = 7; Figuur 2L–O). Tijdens actief voeden daalde de frequentie aanzienlijk ten opzichte van de pre-prandiale uitgangslijn (5,78 ± 0,30 naar 4,44 ± 0,42 cpm; gewone eenrichtings-ANOVA met meervoudige vergelijkingen, p = 0,0301). Daarentegen verschilde de amplitude niet significant tussen de pre-prandiale en voedingsfasen (62,73 ± 3,31 versus 77,33 ± 15,32 μV; Kruskal–Wallis-test met meervoudige vergelijkingen, p > 0,9999). Hoewel de AUC daalde van 7,50 ± 0,61 naar 4,92 ± 0,78 mV·s·min⁻¹ tijdens het voeden, bereikte het verschil geen statistische significantie (gewone eenrichtings-ANOVA met meervoudige vergelijkingen, p = 0,0611).

Na het stoppen van het voeden nam de frequentie significant toe vergeleken met de voedingsfase (5,84 ± 0,27 cpm; p = 0,0230). Evenzo steeg de AUC significant van 4,92 ± 0,78 naar 8,01 ± 0,82 mV·s·min⁻¹ (p = 0,0228). Er werd geen significant verschil in amplitude waargenomen tussen de voedings- en post-prandiale fase (77,33 ± 15,32 vs. 64,17 ± 5,65 μV; p> 0,9999). Wanneer de post-prandiale fase werd vergeleken met de pre-prandiale baseline, werden er geen significante verschillen gedetecteerd in frequentie (p = 0,9908), amplitude (p > 0,9999) of AUC (p = 0,8784), wat aangeeft dat de gemeten motiliteitsparameters tijdens de observatieperiode terugkeerden naar het basisniveau.

Gastrische histologische veranderingen

Histologisch onderzoek van maagweefsel verzameld op PODs 7–15 toonde gelokaliseerde ontstekingsveranderingen naast de geïmplanteerde spanningsmeter, waaronder milde inflammatoire celinfiltratie, gedesorganiseerde cellulaire architectuur en nucleaire afwijkingen (Figuur 2P–S). In de onderzochte secties werd geen ernstige ontsteking of uitgebreide weefselschade waargenomen. Deze representatieve histologische bevindingen wijzen op gelokaliseerde weefselresponsen op de implantatieplaats onder de onderzochte omstandigheden.

Figuur S1. Vaststelling van het basiskanaal voor het opnemen van ruwe maagmotiliteit. Representatieve screenshot van het ruwe maagmotiliteitssignaal dat is verkregen in de data-acquisitiesoftware na analoge hardwarefiltering met een 100 Hz laagdoorlaatfilter. Dit baseline-opnamekanaal dient als ingang voor de daaropvolgende digitale signaalverwerking en analyse. Klik hier om dit bestand te downloaden.

Figuur S2. Generatie van het gladde analysekanaal in de data-acquisitiesoftware. Representatieve screenshot die het creëren van een nieuw gesmoothed analysekanaal illustreert met behulp van de Smoothing-functie in de data-acquisitiesoftware. Het gladde kanaal werd gegenereerd uit de ruwe maagmotiliteitsregistratie voor latere kwantitatieve analyse. Klik hier om dit bestand te downloaden.

Figuur S3. Configuratie van smoothingparameters in de data-acquisitiesoftware. Representatieve screenshots die de instellingen voor het gladstrijken van de dataverzamelingssoftware tonen die wordt gebruikt voor digitale signaalverwerking. Het driehoekige (Bartlett) gladstrijkvenster werd gekozen met een vensterbreedte van 10 seconden om ademhalings- en bewegingsartefacten te verzwakken, terwijl het fysiologische maag-langzame golfritme behouden bleef. Klik hier om dit bestand te downloaden.

Figuur S4. Selectie van representatieve opnamevensters voor kwantitatieve analyse. Representatief voorbeeld dat de selectie demonstreert van een stabiel 2 minuten durend continu opnamesegment (grijs gearceerd gebied) uit de gladde maagmotiliteitstrace voor kwantitatieve analyse. Opnamevensters werden geselecteerd om bewegings- en gedragsgerelateerde artefacten te minimaliseren voordat maagmotiliteitsparameters werden berekend. Klik hier om dit bestand te downloaden.

Figuur S5. Kwantificering van maagmotiliteitsparameters uit de gladde golfvorm. Representatieve screenshots van de dataverzamelingssoftware, Data Pad en analyse-interface die worden gebruikt om de primaire maagmotiliteitsparameters te kwantificeren. De gemiddelde cyclische frequentie (cycli/min), de gemiddelde cyclische amplitude (μV) en het geïntegreerde oppervlak onder de curve (AUC; mV·s·min⁻¹) werden berekend uit de geselecteerde gladde opnamesegmenten. Klik hier om dit bestand te downloaden.

Discussie

Dit verfijnde protocol biedt een stabiele, biocompatibele en reproduceerbare aanpak voor langdurige opname van maagmotiliteit bij vrij bewegende muizen. Een cruciale stap is de fabricage van de siliconen rekmeter¹⁸, die een geoptimaliseerd apparaat oplevert (totale afmetingen: ~6,0 mm × 8,0 mm; functioneel oppervlak: ~5,0 mm × 5,0 mm) dat past bij het muriene maagantrum terwijl interferentie met de pylorus en fundus¹⁹ wordt geminimaliseerd. In vergelijking met conventionele stijve apparaten biedt inkapseling met 704 siliconenrubber superieure mechanische volging en elasticiteit (verlenging bij breuk ≥ 140%), waardoor de sensor gastrische uitzetting tijdens fysiologische voeding kan accommoderen en de kans op een breuk of bewegingsbeperking van het apparaat vermindert. Bovendien wordt verwacht dat de gladde siliconeninkapseling de weefseladhesie rond het implantaat vermindert, waardoor de signaalkwaliteit tijdens longitudinale opnames behouden blijft. Hoewel een systematische kwantitatieve beoordeling van postoperatieve adhesievorming en langdurige mechanische prestaties buiten het bereik van deze studie viel, toonden de chronische opnames een stabiele signaalkwaliteit en een aanhoudende sensorgevoeligheid tot 15 dagen na implantatie. De dunne, gladde siliconencoating dient ook als beschermende barrière die kan helpen om overmatige weefseladhesie te verminderen. Desalniettemin zal verdere langetermijnvalidatie met behulp van kwantitatieve adhesie-scoring en speciale mechanische prestatietests belangrijk zijn om de prestaties van chronische apparaten volledig te karakteriseren. Ten slotte minimaliseert het integreren van een kopgemonteerde connector met de siliconen rekmeter kabelverdraaiing en schade door kauwen, waardoor langdurige opname van maagmotiliteit bij vrij bewegende dieren mogelijk wordt.

Een belangrijke wijziging van dit protocol is dat muizen ad libitum toegang tot voedsel behouden tot de inleiding van de anesthesie. In tegenstelling tot conventionele gastro-intestinale chirurgische protocollen wordt preoperatief vasten weggelaten omdat maagopzetting als gevolg van normale voedselinname het zichtbaar maken van het maagserosale oppervlak en het risico op onbedoelde slijmvliespenetratie tijdens het plaatsen van de 7-0 serosale hechtingen^16,19 kan verminderen. Daarentegen verhoogt maaginzakking, veroorzaakt door langdurig vasten, de weefselredundantie, wat het nauwkeurige plaatsen van hechtingen kan bemoeilijken. Voor latere motiliteitsopnamesessies wordt echter een gestandaardiseerde vastenperiode van 12 uur ingevoerd vóór de basisopnames om de postprandiale variabiliteit te minimaliseren^16,19.

Een andere belangrijke procedurele wijziging is de keuze van het anesthesieregime. Hoewel inhalatie-anesthesie veel wordt gebruikt in de knaagdierchirurgie^20,21, vereist de hier beschreven dubbelplaatsingsprocedure herhaalde herpositionering van het dier en onbelemmerde toegang tot het craniële chirurgische veld voor het plaatsen van een kopgemonteerde connector. Dataverzameling is ook afhankelijk van een lichtgewicht kabel die is verbonden met een aangepaste opnamekamer (Figuur 1M), wat de beweging van dieren kan beperken in vergelijking met een onbeperkte thuiskooiomgeving. Meile et al. ontwikkelden een draadloos rekmanometer-telemetriesysteem dat in staat is gastro-intestinale motiliteit te registreren bij vrij bewegende ratten²². De afmetingen en het gewicht van dat telemetrieapparaat zijn echter niet gemakkelijk compatibel met volwassen C57BL/6J-muizen, waardoor de directe toepassing in dit model beperkt wordt. Daarom vertegenwoordigt de hier beschreven bedrade configuratie een praktische benadering voor langdurige opname van maagmotiliteit bij muizen, terwijl continue signaalacquisitie behouden blijft. Onder deze omstandigheden biedt intraperitoneale toediening van 1,25% tribromoethanol onbelemmerde chirurgische toegang gedurende de procedure. Het gebruik van 1,25% tribromoethanol wordt ondersteund door de snelle inductie, betrouwbare chirurgische anesthesie en uitstekende spierontspanning die nodig zijn voor microhechtingen. Om chemische stabiliteit te waarborgen en degradatie te minimaliseren, werd een commercieel bereide werkoplossing gebruikt en opgeslagen bij 4°C, beschermd tegen licht. Hoewel tribromoethanol tijdelijke gastro-intestinale remming of weefselirritatie kan veroorzaken als het verkeerd wordt voorbereid of behandeld, hebben recente studies aangetoond dat het effectief en veilig is wanneer het wordt gebruikt onder passende kwaliteitscontroleprocedures²³. In overeenstemming met deze rapporten werden tijdens de huidige studie geen bijwerkingen waargenomen, waaronder postoperatieve ileus of peritonitis.

Het huidige protocol kent verschillende beperkingen. Ten eerste, hoewel representatieve histologische evaluatie gelokaliseerde postoperatieve weefselveranderingen aantoonde, bevatte de huidige studie geen kwantitatieve beoordeling van inflammatoire reacties of postoperatieve adhesies. Dit protocol is voornamelijk ontwikkeld als een methodologische gids voor reproduceerbare apparaatfabricage en nauwkeurige anatomische implantatie, in plaats van als een uitgebreide pathologische evaluatie. Daarom vielen semi-kwantitatieve histologische scoring, geblindeerde pathologische beoordeling en kwantitatieve evaluatie van postoperatieve adhesies buiten de reikwijdte van de huidige studie. Desalniettemin vertoonden de representatieve hematoxyline- en eosine-gekleurde secties milde, gelokaliseerde weefselveranderingen die beperkt waren tot het serosale oppervlak, zonder bewijs van uitgebreide weefselschade in de onderzochte secties. Toekomstige studies met kwantitatieve histologische analyses en gestandaardiseerde adhesiescoring zullen een meer uitgebreide evaluatie van langetermijnweefselresponsen bieden.

Ten slotte richtte de huidige validatie zich voornamelijk op opnames van maagmotiliteit en histologische observaties. Aanvullende fysiologische beoordelingen, waaronder maaglediging, transittijd van de hele darm en de output van fecale pellets, vielen buiten de reikwijdte van deze eerste validatiestudie. Hoewel deze metingen een meer uitgebreide evaluatie van de gastro-intestinale functie zouden bieden, suggereren de stabiele en ritmische patronen van gastrische contractiliteit die gedurende de postoperatieve registratieperiode zijn waargenomen dat de implantatieprocedure betrouwbare maagmotiliteitsregistraties onder de onderzochte omstandigheden heeft behouden. Desalniettemin blijft een uitgebreide beoordeling van de algehele gastro-intestinale functie met behulp van deze complementaire fysiologische tests een belangrijke richting voor toekomstige validatie van deze chronische opnamebenadering.

Ondanks deze beperkingen breidt het protocol de experimentele toolkit uit die beschikbaar is voor langetermijnbeoordeling van maagmotiliteit bij bewuste muizen. De waargenomen basale maagfrequenties komen overeen met waarden die eerder zijn gerapporteerd met extraluminale krachttransducers¹⁹ en serologische elektrofysiologische opnames¹⁰, en de representatieve voedingsgerelateerde veranderingen zijn consistent met eerder beschreven fysiologische responsen in zoogdiermodellen. Desalniettemin blijven de absolute waarden van signaalamplitude en AUC afhankelijk van experimentele variabelen, waaronder sensorfabricage, versterkingsinstellingen en chirurgische implantatiecondities, en moeten daarom worden geïnterpreteerd binnen de context van elke experimentele opstelling. Dit protocol kan nuttig zijn voor longitudinale studies van maagfysiologie en -ziekte, inclusief modellen van functionele dyspepsie, diabetische gastroparese en postoperatieve ileus, en kan de evaluatie van therapeutische interventies onder bewuste registratiecondities vergemakkelijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
1% Povidone-Iodine Solution	Jiangmen Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd., Guangdong, China	500 mL	Huiddesinfectie
1.25% Ready-to-Use Tribromoethanol Solution	Nanjing Aibei Biotechnology Co., Ltd., Jiangsu, China	M2910	Wordt direct gebruikt zonder verdere voorbereiding of verdunning.
2K Auto-focus Camera	Shenzhen Lvlian Technology Co., Ltd., Guangdong, China	CM717-25442	Gedragsmonitoring
3% Hydrogen Peroxide Solution	Lircon Medical Technology Co., Ltd., Shandong, China	100 mL	Schedelvoorbereiding
6-0 Absorbable Sutures with Needle	Jinhuan Medical Products Co., Ltd., Shanghai, China	R611	Abdominale spier- en huidsluiting
7-0 Non-absorbable Sutures	Ningbo Chenghe Microscopic Instrument Factory, Zhejiang, China	45/35	Spanningsmeterbevestiging
75% Ethanol	Lircon Medical Technology Co., Ltd., Shandong, China	500 mL	Instrument- en apparaatdesinfectie
Acid-free Soldering Flux	Prokit's Industries Co., Ltd., Shanghai, China	8S005	Elektrische montage
Animal Mini Arco Cordless Trimmer	AUX Group Co., Ltd., Zhejiang, China	C6S	Haarverwijdering
Basing Resin	YAMAHACHI Dental Material Co., Ltd., Jiangsu, China	LSBR-NPS	Schedeltas van de hoofdmontageconnector
Circular Free-moving Recording Chamber	Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Co., Ltd., Beijing, China	Op maat gebouwd	Transparante cilindrische Plexiglascontainer (35 cm diameter × 45 cm hoogte) voorzien van een aangepaste bovenste ophangplaat (39,5 cm × 10,0 cm) en twee in hoogte verstelbare steunstandaards (tot 15,5 cm) voor het ophangen van de hoofdmontageconnectorkabel.
Custom Strain Gauge (350 Ω)	Yiyang Heshan District Guangce Electronics Co., Ltd., Hunan, China	Op maat	Basis: 3,6 mm × 3,0 mm; raster: 2,0 mm × 1,0 mm; dikte: 0,06 mm
Delicate Scissors	RWD Life Science Co., Ltd., Guangdong, China	S12003-09	Chirurgische schaar
Disposable Micro-applicator	Ouwen Medical Device Technology Co., Ltd., Guangdong, China	Klein	Siliconenapplicatie
Feedback-controlled Electric Heating Blanket	Nanjing Xin Xiao Yuan Biotech, Jiangsu, China	H-KWDY-III	Onderhoud van de lichaamstemperatuur tijdens de operatie
GraphPad Prism	GraphPad Software, LLC, MA, USA	Versie 10.0	Statistische analyse
Head-mounted Connector	Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Co., Ltd., Beijing, China	Op maat gebouwd	Aangepaste 2 × 3 pin header voor muiskopmontage; 1,27 mm pin pitch, 0,44 mm pindiameter, 4,90 ± 0,25 mm terminalstaalafstand; afmetingen: 4,88 mm × 3,25 mm × 5,32 mm (L × B × H); isolatorhoogte: 3,80 mm.
Iris Dissecting Forceps	RWD Life Science Co., Ltd., Guangdong, China	F12006-10	Weefselsectie
LabChart Professional Software	ADInstruments Ltd., New South Wales, Australia	Versie 8.0	Gegevensverwerving en signaalverwerking
Meloxicam Injectie	Qilu Animal Health Products Co., Ltd., Shandong, China	20 mL	Postoperatieve analgesie
Needle Holders	RWD Life Science Co., Ltd., Guangdong, China	F31047-12	Chirurgisch naaien
Petrolatum Ophthalmic Ointment	Dechra Pharmaceuticals PLC, Northwich, UK	17033-211-38	Corneabescherming tijdens anesthesie
PowerLab 8/35	ADInstruments Ltd., New South Wales, Australia	PL3508	Gegevensverwervingssysteem
Quad Bridge Amplifier	ADInstruments Ltd., New South Wales, Australia	FE224	Signaalversterking
Silicone Rubber (704 RTV)	Liyang Kangda Co., Ltd., Jiangsu, China	704 RTV	Belastingsmeterinkapseling
Sodium Chloride Physiological Solution (0.9%)	BBCA Pharmaceutical Co., Ltd., Anhui, China	500 mL	Apparaatrinslen en weefselhydratatie
Solder	SANKI, Japan	Harskern, 0,5 mm diameter, 60/40	Elektrische montage
Soldering Iron	HAKKO Corp., Osaka, Japan	FX888D-06BY	Elektrische montage
Standard Chow	SPF (Beijing) Biotechnology Co., Ltd., Beijing, China	SPF-F02-001	Dieet voor dieren
Sterile Protective Membrane for Surgical Incisions	Shanghai Sea Pure Biological Science and Technology Co., Ltd., Shanghai, China	SPU12 (10 cm × 12 cm)	Steriele chirurgische doek
Strain Gauge Sensor Zero Setting Box	Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Co., Ltd., Beijing, China	Op maat gebouwd	Aangepaste balanceringsbox met een 350 Ω weerstandscircuit dat is afgestemd op de Wheatstone-brug.
Wild-type C57BL/6J Muizen	Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd., Beijing, China	SCXK (Beijing) 2021-0011	Man; 8 weken oud; 25 ± 3 g