Dit protocol biedt een gestandaardiseerde methode voor het uitvoeren van een cutane vesicostomie en postoperatieve wondverzorging bij ratten, waardoor continue urinedrainage onder lage druk mogelijk wordt gemaakt voor preklinisch onderzoek naar dwarslaesies.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Vesicostomie in het ratmodel voor urinedrainage onder lage druk in onderzoek naar neurogene blaas
* These authors contributed equally
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
De rat is het primaire diermodel voor preklinisch onderzoek naar neurogene disfunctie van de lagere urinewegen (nLUTD) als gevolg van letsel aan het ruggenmerg (SCI). Vanwege de anatomische en functionele gelijkenis met mensen bootsen ratten de belangrijkste pathologische gevolgen van SCI nauwgezet na. Er blijft echter een cruciale translationele kloof bestaan: terwijl standaardblaasmanagement bij mensen doorgaans steunt op continue of intermitterende catheterisatie, zijn vergelijkbare benaderingen bij knaagdieren niet haalbaar. De gangbare praktijk van handmatige blaaslediging veroorzaakt uitzonderlijk hoge intravesikale drukken, wat methodologische bias kan introduceren door onafhankelijk pathologische blaasremodellering na SCI te bevorderen. Dit protocol beschrijft एक cutane vesicostomie bij ratten, samen met postoperatief wondmanagement, om een continue urinewegafvoer met lage druk te realiseren voor preklinisch SCI-onderzoek. Cutane vesicostomie — het chirurgisch aanleggen van een stoma tussen de blaasdome en de onderste buikwand — maakt continue urinewegafvoer mogelijk, waardoor een drainageroute met lage weerstand wordt behouden en de urethra wordt omzeild. Op deze manier kunnen overmatige urine-retentie en hoge intravesikale drukken worden vermeden, wat het concept van continue decompressie met lage druk benadert zoals klinisch gebruikt tijdens de vroege fase na het letsel met suprapubische of transurethrale urinewegafleiding, terwijl wordt erkend dat normale opslag- en continentiemechanismen worden opgeheven. Therapeutische effecten die anders mogelijk zouden worden overschaduwd door repetitieve overvulling en handmatige blaaslediging onder hoge druk, kunnen zo gemakkelijker worden gedetecteerd. Bovendien biedt vesicostomie een conceptuele strategie om sekse-gerelateerde beperkingen in preklinisch SCI-onderzoek te verminderen. De aanzienlijk grotere urethralengte bij mannelijke knaagdieren resulteert in een hogere uitstroomweerstand, waardoor handmatige blaaslediging aanzienlijk moeilijker is en de meeste preklinische studies effectief beperkt blijven tot vrouwelijke dieren, ondanks de overvloed aan mannelijke patiënten bij klinische SCI-gevallen. Als alternatieve drainagestrategie heeft vesicostomie het potentieel om experimentele paradigma's voor blaasmanagement te verbreden en de translationele relevantie van toekomstige studies te verhogen, hoewel de haalbaarheid en uitkomsten bij mannelijke ratten in specifiek vervolgonderzoek moeten worden vastgesteld.
Inleiding
Een gezonde blaasfunctie is afhankelijk van de gecoördineerde werking van de blaasspier en de urethrale sfincter, wat wordt bereikt via een complex neuronaal netwerk met betrokkenheid van de hersenen, het centraal zenuwstelsel (CZS) en het perifeer zenuwstelsel (PZS), waardoor bewuste controle over de lagere urinewegen (LUR) mogelijk is1,2. De complexiteit van deze mechanismen en hun schakelaarachtige schakelingen3 maken de blaasfunctie vatbaar voor een breed scala aan letsels en ziekten. Bijgevolg ervaren bijna alle patiënten na een dwarslaesie (SCI) een verminderde blaassensatie en -controle4,5. De term neurogene blaas omvat een breed spectrum aan disfuncties die de opslag en/of lozing van urine beïnvloeden, afhankelijk van de kenmerken van het letsel. In het bijzonder leiden suprasacrale letsels tot detrusoroveractiviteit in combinatie met sfincteroveractiviteit, vaak vergezeld door een verlies van coördinatie tussen beide — aangeduid als detrusor-sfincter dyssynergie (DSD) — wat resulteert in overmatige urineretentie en hoge intravesicale drukken6,7. Dit kan de LUR ernstig beschadigen, de integriteit van de bovenste urinewegen (BUW) bedreigen en, indien onbehandeld, leiden tot levensbedreigende complicaties8. Intermitterende of continue urinedrainage via catheterisatie vormt momenteel de standaard voor blaasbeheer bij mensen na een SCI, waarbij overvulling van de blaas wordt voorkomen door middel van een veilige, drukloze procedure9,10,11,12.
Aangezien er momenteel geen effectieve behandeling beschikbaar is voor SCI en het beheer van de bijbehorende neurogene LUT-dysfunctie (nLUTD) voornamelijk symptomatisch is, blijft de ontwikkeling van nieuwe therapeutische strategieën een belangrijke onderzoeksprioriteit. Diermodellen maken onderzoek naar ziektemechanismen mogelijk op een complexiteitsniveau dat vergelijkbaar is met dat bij mensen, terwijl ze een uitzonderlijke homogeniteit binnen de groep bieden onder gestandaardiseerde experimentele omstandigheden13. Hiervan is de rat het primaire preklinische model, waarbij de meeste SCI-studies bij deze soort worden uitgevoerd14,15. Deze voorkeur weerspiegelt de anatomische en functionele gelijkenis met mensen, de reproduceerbare pathologische respons en de brede beschikbaarheid. Desondanks blijft er een belangrijke translationele kloof bestaan die de interpretatie en klinische relevantie van blaasgerelateerde bevindingen uit knaagdiermodellen kan beperken.
Hoewel ratten na een ruggenmergletsel (SCI) nLUTD ontwikkelen die sterk lijkt op kenmerken die bij mensen worden waargenomen, verschilt het blaasbeheer aanzienlijk tussen de soorten. Omdat intermitterende catheterisatie en andere permanente methoden voor urineafvoer over het algemeen niet haalbaar zijn bij ratten, wordt urine-evacuatie routinematig uitgevoerd via handmatige blaaslediging16. Deze techniek, analoog aan de Credé-manoeuvre17, die in de klinische praktijk over het algemeen wordt afgeraden, veroorzaakt sterk verhoogde intravesicale druk. Bijgevolg kan dit leiden tot methodologische bias door onafhankelijk pathologische blaasremodellering na SCI te bevorderen, waardoor de translationele relevantie van experimentele bevindingen wordt verminderd of werkelijke therapeutische effecten worden gemaskeerd. Een aanvullende beperking vloeit voort uit sekse-gerelateerde anatomische verschillen. De aanzienlijk grotere urethrallengte bij mannelijke knaagdieren resulteert in een hogere uitstroomweerstand, waardoor handmatige blaaslediging aanzienlijk moeilijker is en de meeste preklinische SCI-studies effectief worden beperkt tot vrouwelijke dieren14. Gezien het feit dat de meeste klinische SCI-gevallen bij mannen voorkomen18,19, benadrukt dit verschil verder de noodzaak van alternatieve strategieën voor blaasbeheer in preklinische rattenmodellen voor SCI.
Cutane vesicostomie houdt in dat er chirurgisch een stoma wordt gecreëerd tussen de blaas en de onderste buikwand door de blaasdome naar de huid te brengen en deze met hechtingen vast te zetten. Dit maakt een continue urinedrainage mogelijk via een drainageroute met lage druk, waarbij de urethra wordt omgezeild. Cutane vesicostomie wordt voornamelijk toegepast bij kinderen met complexe medische aandoeningen of wanneer conventionele drainage-opties ongeschikt zijn; het biedt een betrouwbare urinewegleiding met minimale onderhoudseisen en een laag complicatiepercentage20,21,22. Naast de klinische toepassing is vesicostomie ook succesvol uitgevoerd in knaagdiermodellen23,24,25,26, zij het niet in de context van SCI.
In een recente studie16 hebben we de translationele beperkingen aangepakt die gepaard gaan met handmatige blaaslediging in preklinische SCI-modellen en hebben we vesicostomie bij ratten geïntroduceerd, samen met een postoperatief wondbeheersingsregime dat een verlengde follow-up mogelijk maakte. Een directe vergelijking van de twee methoden voor blaasbeheer toonde grotere structurele blaasveranderingen aan na handmatige blaaslediging, terwijl dieren met een vesicostomie waarden vertoonden die voor verschillende parameters dichter bij die van gezonde controles lagen. Met name de dikte van de blaaswand nam toe van een gemiddelde van 768,26 µm (SD 28,05) bij gezonde ratten naar 1181,94 µm (SD 289,56) twee maanden na SCI met handmatige blaaslediging, waarbij sommige dieren waarden tot 1485 µm bereikten. In tegenstelling hiermee vertoonden ratten die via vesicostomie werden beheerd een gemiddelde blaaswandikte van 963,08 µm (SD 68,82), en overschreed slechts één dier de 1000 µm.
Deze studie biedt een gestandaardiseerd protocol voor het uitvoeren van een vesicostomie bij ratten, inclusief perioperatieve zorg en postoperatief wondbeheer, om reproduceerbare continue urinedrainage onder lage druk mogelijk te maken in preklinisch SCI-onderzoek. Het protocol is bedoeld om de reproduceerbaarheid van de techniek te vergemakkelijken en onderzoekers te helpen bij het bepalen van de geschiktheid ervan voor studies waarin handmatige blaaslediging onder hoge druk methodologische bias kan introduceren of waarin de inclusie van mannelijke dieren wenselijk is. Het doel van dit project was om een gestandaardiseerd vesicostomieprotocol voor ratten met SCI vast te stellen en de haalbaarheid en veiligheid ervan te evalueren over een follow-upperiode van twee maanden. Daarnaast werd een gestandaardiseerd regime voor postoperatief wondbeheer toegepast om huidgerelateerde complicaties te minimaliseren en de openheid van het stoma te behouden door middel van regelmatige kalibratie.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Voor deze studie werden drie maanden oude vrouwelijke Lewis-ratten gebruikt. Hoewel dit protocol primair is ontwikkeld om handmatige blaaslediging na SCI te vermijden, worden de details van de contusie-SCI-procedure hier niet beschreven, maar zijn deze eerder gedocumenteerd. Alle procedures zijn goedgekeurd door de Oostenrijkse overheidsinstantie voor dieronderzoek (BMWFW-202-0.062.928 en BMWFW-2023-0.848.340) en zijn uitgevoerd in overeenstemming met de lokale richtlijnen voor het gebruik van dieren en de ARRIVE-richtlijnen. In totaal neemt de vesicostomie-procedure ongeveer 15 min in beslag.
1. Preoperatieve voorbereiding
- Bereid een steriel werkgebied voor, inclusief een microscoop of vergrootglazen (2,5–3,5× vergroting), alle benodigde chirurgische instrumenten en een warmtemat.
- Warm de warmtemat voor tot 30°C–35°C (handwarm) en handhaaf deze temperatuur gedurende de gehele operatie. Vervang de warmtemat als de temperatuur tijdens langdurige chirurgische procedures onder de 30°C zakt.
2. Voorbereiding van de dieren
- Anesthesie
- Gebruik een algemeen anesthesieschema dat geschikt is voor de chirurgische procedure.
- Bereid een vers anesthesiemengsel voor bestaande uit medetomidine (0,15 mg/kg), midazolam (2 mg/kg) en fentanyl (0,05 mg/kg) volgens de verstrekte berekeningstabel (Tabel 1). Selecteer de anesthesiedosis en het bijbehorende uiteindelijke injectievolume op basis van het lichaamsgewicht dat het dichtst bij het exacte gewicht van het dier ligt, en dien het mengsel intramusculair toe met een 1 mL spuit voorzien van een 27G naald.
- Chirurgische voorbereiding
- Zodra de rat is geanestheseerd, scheer de onderbuik tot aan de vaginale regio.
- Was het operatieveld twee keer met warm zeepsop.
- Was het operatieveld twee keer met warm schoon water.
- Desinfecteer het operatieveld twee keer met een mengsel van 7,5% povidonjodium en 70% alcohol, inclusief de vaginale regio.
- Dien 1,5 mg enrofloxacine en 0,2 mg langwerkend meloxicam, opgelost in 0,2 mL voorverwarmde 0,9% natriumchloride (NaCl), subcutaan toe.
- Dien 3 mL voorverwarmde 0,9% NaCl subcutaan toe om vochtverlies te compenseren.
- Breng 2% dexpanthenol oogzalf aan in beide ogen om uitdroging van het hoornvlies te voorkomen.
- Positioneer het dier in rugligging op het voorverwarmde warmtekussen en stel de microscoop of de loepbril af.
- Bevestig een adequaat chirurgisch anesthesievlak door vóór aanvang van de operatie een nociceptieve terugtrektest uit te voeren bij beide achterpoten.
- Als de terugtrekreflex nog aanwezig is, wacht dan 2 min en herhaal de nociceptieve terugtrektest. Zet deze procedure voort met intervallen van 2 min totdat de reflex afwezig is.
| Lichaamsgewicht (g) | Medetomidine (1 mg/mL), mL | Midazolam (5 mg/mL), mL | Fentanyl (0,05 mg/ml), ml | Totaalvolume (mL) |
| 100 | 0.015 | 0.04 | 0.010 | 0.065 |
| 125 | 0.019 | 0.05 | 0.013 | 0.082 |
| 150 | 0.023 | 0.06 | 0.015 | 0.098 |
| 175 | 0.026 | 0.07 | 0.018 | 0.114 |
| 200 | 0.030 | 0.08 | 0.020 | 0.130 |
| 225 | 0.034 | 0.09 | 0.023 | 0.147 |
| 250 | 0.037 | 0.10 | 0.025 | 0.163 |
| 275 | 0.041 | 0.11 | 0.028 | 0.179 |
| 300 | 0.045 | 0.12 | 0.030 | 0.195 |
| 325 | 0.049 | 0.13 | 0.033 | 0.212 |
| 350 | 0.052 | 0.14 | 0.035 | 0.227 |
| 375 | 0.056 | 0.15 | 0.038 | 0.244 |
| 400 | 0.060 | 0.16 | 0.040 | 0.260 |
| 425 | 0.063 | 0.17 | 0.043 | 0.276 |
| 450 | 0.067 | 0.18 | 0.045 | 0.292 |
| 475 | 0.071 | 0.19 | 0.048 | 0.309 |
| 500 | 0.074 | 0.20 | 0.051 | 0.325 |
| 525 | 0.078 | 0.21 | 0.053 | 0.341 |
| 550 | 0.082 | 0.22 | 0.055 | 0.357 |
| 575 | 0.086 | 0.23 | 0.058 | 0.374 |
| 600 | 0.089 | 0.24 | 0.060 | 0.389 |
Tabel 1: Intramusculaire anesthesiedosering voor ratten. Volumes medetomidine (1 mg/mL), midazolam (5 mg/mL) en fentanyl (0,05 mg/mL) die nodig zijn voor het bereiden van het intramusculaire anesthesiemengsel voor ratten met een gewicht van 10–600 g. Het totale injectievolume is de som van de individuele drugvolumes.
3. Blaasvoorbereiding
- Maak voor een spanningsvrije vesicostomie een longitudinale middenlijnincisie van 3 mm in de huid met een scalpelmes nr. 1, terwijl de huid wordt gestabiliseerd met gebogen (Adson) pincetten, ongeveer op twee derde van de afstand tussen het tweede en derde paar tepels (geteld van caudaal naar craniaal). Deze incisie komt overeen met het niveau van de blaasdome ziekte.
- Identificeer de subcutane buikspieren en de linea alba. Inciseer de buitenste fascia met het scalpel, ontleed de buikspierlagen stomp met microscharen, en inciseer vervolgens voorzichtig het peritoneum om de buikholte te openen met gebogen micropincetten.
- Om de blaas in de buikholte te identificeren, worden beide zijden van de buikspierlagen bij de incisie voorzichtig opgeheven om de visualisatie te verbeteren en de blaas onder het vetweefsel te lokaliseren. Indien de blaas niet kan worden geïdentificeerd, dient men over te gaan tot transurethrale catheterisatie en de lokalisatie te herhalen.
4. Plaatsing van een transurethrale katheter
- Vul de blaas via een transurethrale katheter om de identificatie van de blaas te vergemakkelijken.
- Breng glijmiddel aan op een 24G perifeer veneuze katheter (zonder stylet) en op de urethrale meatus. Til de periurethrale huid op met kleine gekartelde pincetten en voer de katheter in onder een hoek van ongeveer 10° om een atraumatische plaatsing te vergemakkelijken.
- Schuif de katheter atraumatisch door de urethra door tot op het niveau van het schaambeen. Laat de katheter zakken tot deze parallel loopt aan het lichaam van het dier en schuif deze vervolgens voorzichtig verder in de blaas. Indien er na ongeveer 1 cm in de urethra weerstand wordt ondervonden, trek de katheter dan volledig terug en herhaal de insertie. Als de katheter gedurende ten minste 2 cm soepel glijdt, kan worden doorgegaan met het vullen van de blaas.
- Bevestig de succesvolle plaatsing van de katheter door langzaam natriumchloride in de blaas te infuseren zonder dat er weerstand optreedt. Als de plaatsing van de katheter mislukt, raakt de spuit geblokkeerd en leidt een lichte terugtrekking van de katheter tot lekkage van natriumchloride uit de urethra.
5. Positionering van de blaas
- Vul de blaas met maximaal 40 µL voorverwarmde 0,9% NaCl. Zorg ervoor dat het vullen soepel verloopt zonder verhoogde infusiedruk. Controleer het vullen van de blaas visueel en bevestig dat de blaas gecentreerd blijft in de buikholte. Let op dat het fysiologische blaasvolume afhankelijk is van de leeftijd, het lichaamsgewicht en het ras van het dier en kan variëren. Voor 12 weken oude Lewis-ratten (LEW/Crl) met een gewicht van 20–230 g is het maximale fysiologische blaasvolume ongeveer 50 µL. Laat de transuretrale katheter op zijn plaats en vul de blaas indien nodig opnieuw.
- Inspecteer de blaas en bepaal de geplande locatie voor de vesicostomie onder de blaaskoepel op de ventrale blaaswand.
- Plaats twee oppervlakkige tractiehechtingen met 6-0 gecoate Vicryl op de 3- en 9-uurposities aan weerszijden van de geplande incisielocatie. Zet de uiteinden van de hechtingen vast met klemmen om de positie van de blaas te handhaven.
6. Blaasvesicostomie
- Pak de blaaskoepel voorzichtig vast met gehaakte micro-pincetten en maak een longitudinale incisie van 3 mm met een scalpelmes nr. 11. Zorg ervoor dat de incisie alle lagen van de blaaswand doorsnijdt om onmiddellijke urineafvoer mogelijk te maken.
- Inspecteer de incisie en vergroot deze indien nodig met microschaar tot ongeveer 3 mm.
- Gebruik de hechtingsdraden om de blaas te positioneren voor het hechten. Verwijder de transurethrale katheter.
- Begin met hechten met 6-0 gecoat Vicryl op de 12-uurpositie, waarbij de hechtdraad vanaf de luminale zijde van de blaaswand door de huid wordt gevoerd, met uitsluiting van de spierlaag. Plaats opeenvolgende hechtingen op de 6-, 8-, 10-, 2- en 4-uurposities totdat de blaasopening volledig is aangegroeid aan de huid. Verwijder de hechtingsdraden zodra de blaas stevig is gefixeerd.
- Beschouw de vesicostomie als voltooid zodra het blaasmucosa volledig aansluit op de abdominale huid zonder zichtbare openingen en de vesicostomieopening van 3–5 mm gemakkelijk kan worden geïntubeerd met een kalibratiestaaf.
- Plaats vier hechtingen van roestvrijstalen draad op ongeveer 4–5 mm van de rand van het stoma om te voorkomen dat het dier de operatiewond likt of kauwt. Voer elke draad door de huid met een 20G naald, zet deze vast met twee eenvoudige overhandse knopen en trim de uiteinden van de draad tot ongeveer 2 mm.
7. Kalibratie en wondverzorging
- Reinig de omliggende huid met schoon water, gevolgd door een incubatie van 10 min met een mucosa-compatibel antisepticum, zoals een 0,2% natriumhypochlorietoplossing.
- Voer een steriel kalibratiestokje van ongeveer 6–11 Charrière (1 Charrière = ongeveer 0,3 mm diameter) in de vesicostomie in om de stoma-diameter te bepalen.
- Gebruik een kalibratiestokje dat soepel door het stoma-lumen glijdt zonder dat de wondranden naar binnen stulpen.
- Breng een topicale huidlijm ruim aan op de geschoren buikhuid, het weefsel rondom de vesicostomie en de stoma-opening.
- Draai het kalibratiestokje continu in de vesicostomie totdat de lijm is gedroogd (ongeveer 10 s), bij voorkeur met hulp van een tweede persoon, om sluiting van de vesicostomie te voorkomen. Representatieve afbeeldingen van de vesicostomie direct na de operatie en na genezing zijn te zien in Figuur 1.
Figuur 1Representatief uiterlijk van de vesicostomie direct na de operatie en na genezing. Representatieve afbeeldingen van de vesicostomieplaats direct na de operatie en wondverzorging op dag na letsel (DPI) 0 (links) en na genezing op DPI 53, kort voor het voltooien van de follow-upperiode van 56 dagen (2 maanden) (rechts). De inzet toont een weergave met hogere vergroting van de vesicostomie direct na de operatie. Schaalbalken = 1 cm (overzichtsafbeeldingen) en 2 mm (inzet). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
8. Antagonisme
- Hef de algemene anesthesie op (niet eerder dan 1 uur na toediening van het anestheticum) door subcutaan een mengsel van atipamezol (0,76 mg/kg) en flumazenil (0,2 mg/kg) toe te dienen met een 1 mL spuit voorzien van een 27G naald volgens Tabel 2.
- Plaats het dier in de thuiskooi voordat het antagonistische drugmengsel wordt toegediend, om een stressvrij herstel mogelijk te maken. Bewaak het dier continu totdat het volledig bewustzijn is teruggekeerd. Houd de thuiskooi gedurende 3 uur onder een warmtelamp in een aparte herstelruimte.
| Lichaamsgewicht (g) | Atipamezol (5 mg/mL), mL | Flumazenil (0.1 mg/mL), mL | Totaal volume (mL) |
| 10 | 0.015 | 0.20 | 0.215 |
| 125 | 0.019 | 0.25 | 0.269 |
| 150 | 0.023 | 0.30 | 0.323 |
| 175 | 0.026 | 0.35 | 0.376 |
| 20 | 0.030 | 0.40 | 0.430 |
| 25 | 0.034 | 0.45 | 0.484 |
| 250 | 0.037 | 0.50 | 0.537 |
| 275 | 0.041 | 0.5 | 0.591 |
| 30 | 0.045 | 0.60 | 0.645 |
| 325 | 0.049 | 0.65 | 0.699 |
| 350 | 0.052 | 0.70 | 0.752 |
| 375 | 0.056 | 0.75 | 0.806 |
| 40 | 0.060 | 0.80 | 0.860 |
| 425 | 0.063 | 0.85 | 0.913 |
| 450 | 0.067 | 0.90 | 0.967 |
| 475 | 0.071 | 0.95 | 1.021 |
| 50 | 0.074 | 1.0 | 1.074 |
| 525 | 0.078 | 1.05 | 1.128 |
| 50 | 0.082 | 1.10 | 1.182 |
| 575 | 0.086 | 1.15 | 1.236 |
| 60 | 0.089 | 1.20 | 1.289 |
Tabel 2: Dosering van subcutane anesthetische antagonisme voor ratten. Volumes atipamezol (5 mg/mL) en flumazenil (0,1 mg/mL) die nodig zijn om het subcutane anesthetische antagonistmengsel voor ratten met een gewicht van 10–600 g voor te bereiden. Het totale injectievolume is de som van de individuele drugvolumes.
9. Afvalverwijdering
- Voer scherpe voorwerpen (bijv. spuitnaalden en resten van roestvrijstalen draad) af in een goedgekeurde naaldcontainer. Voer al het biologische en chirurgische afval af volgens de institutionele regels voor biosafety.
10. Postoperatieve verzorging
- Postoperatieve zorg
- Dien enrofloxacine (1,5 mg, éénmaal daags, subcutaan) en langwerkend meloxicam (0,2 mg, tweemaal daags, subcutaan) toe gedurende de eerste 5 dagen na de operatie. Dien indien nodig voorverwarmde 0,9% NaCl subcutaan toe ter compensatie van vochtverlies.
- Zet de toediening van een lage dosis enrofloxacine (0,5 mg, éénmaal daags, subcutaan) voort gedurende de gehele follow-up periode.
- Hervat of intensiveer de antibiotica- en/of analgetische behandeling indien er tijdens de dagelijkse onderzoeken tekenen van pijn of infectie worden waargenomen. Dien in dergelijke gevallen dezelfde antibiotica- en analgetische doses toe als gebruikt tijdens de initiële postoperatieve periode van 5 dagen.
- Start een antibioticakuur van 5 dagen tegen de standaarddosis als de kenmerken van de urine veranderen (bijv. hematurie of troebele urine die 3 dagen aanhoudt) en/of als de conditie van de huid rondom de vesicostomie verandert (bijv. roodheid van de huid die 2 dagen aanhoudt zonder verbetering). Hervat de analgetische behandeling tijdens perioden van hematurie en/of bij het ontstaan van huidplaques, en zet de behandeling voort tot de symptomen verdwenen zijn.
- Voer dagelijks een kalibratie van de vesicostomie uit. Begin met een kalibratiestift die ten minste één maat kleiner is dan de eerder gedocumenteerde diameter van het stoma en breng voor het inbrengen een glijmiddel aan. Als de kalibratiestift soepel glijdt, herhaal de procedure met de volgende grotere maat en noteer de grootste maat die soepel glijdt.
- Verminder de frequentie van de kalibratie naar om de dag, niet eerder dan 3 weken na de operatie en alleen als de kalibratiemaat gedurende ten minste 3 opeenvolgende dagen stabiel is gebleven.
- Zodra de huidlijm begint los te laten (doorgaans 3–5 dagen na de operatie), reinig de omliggende huid dagelijks met een mucosa-compatibel antiseptisch middel, zoals een 0,04% natriumhypochlorietoplossing, gevolgd door het aanbrengen van een oliegebaseerde bevochtigende beschermfilm. Beoordeel de wondgenezing aan de hand van het wondscoringssysteem en de representatieve wondbeelden getoond in Figuur 2A,B.
- Verwijder de roestvrijstalen draden 7 dagen na de operatie.
- Postoperatieve monitoring
- Monitor alle dieren nauwgezet gedurende de gehele postoperatieve periode.
- Onderzoek elk dier ten minste tweemaal daags op tekenen van pijn of ongemak volgens de Rat Grimace Scale27, abnormale zwelling, bloedingen, andere veranderingen op de operatielocatie en overmatige porfyrine-afscheiding. Beoordeel de vesicostomie met behulp van het wondscoringssysteem getoond in Figuur 2A,B en noteer de kalibratiemaat zoals getoond in Figuur 2C.
- Houd gedetailleerde dossiers bij voor elk dier en documenteer regelmatig de volgende parameters:
- Lichaamsgewicht (ten opzichte van de preoperatieve waarde)
- Algemene conditie (vacht, ogen, snorharen, oren en ademhaling)
- Loopgedrag (bijv. stijve of onvaste gang)
- Kenmerken van de urine (bijv. verkleuring of sterke geur)
- Kalibratiemaat van de vesicostomie
- Conditie van de huid rondom de vesicostomie
Figuur 2Postoperatieve wondgenezing en kalibratie van de vesicostomie tijdens de follow-up. (A) Wondscore van de vesicostomieplaats tijdens de follow-upperiode van 7 weken. (B) Representatieve afbeeldingen van wondscores 1–4, die de progressie illustreren van een normaal wondbeeld tot ulceratie. Dieren met open huidlaesies werden uitgesloten volgens de vooraf gedefinieerde studiecriteria. Schaalbalken = 5 mm. (C) Vesicostomie-kalibratiemaat gemeten in Charrière gedurende de follow-upperiode. Gegevens in panelen A en C worden weergegeven als gemiddelde ± standaarddeviatie (SD). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
In totaal ondergingen 18 ratten een vesicostomie. Om de techniek vast te stellen, werd de procedure eerst uitgevoerd bij zes dieren zonder SCI om de basisveiligheid en haalbaarheid te verifiëren en om het postoperatieve beheer bij gezonde dieren te evalueren. Vervolgens werd bij 12 dieren een vesicostomie uitgevoerd in combinatie met een thoracische contusie SCI op het T8/T9 wervelniveau. Hiervan werden zes dieren gebruikt om het postoperatieve wondverzorgingsprotocol voor SCI-dieren verder te verfijnen. Het resulterende...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Dit protocol biedt de eerste gedetailleerde beschrijving van vesicostomie bij knaagdieren als methode voor continue, lagedruk urinaire drainage na SCI. Naast de beschrijving van de operatieve techniek bieden we een uitgebreid postoperatief wondbeheersprotocol, dat cruciaal bleek voor het bereiken van een langdurige en succesvolle follow-up. Omdat de rat een klein diermodel is en het doel is om een minimale blaasopening te creëren om storende invloeden te beperken en wondgenezing te bevorderen, bleken vergrootglazen (2,5–...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs verklaren dat er geen belangenverstrengeling is.
Dankbetuigingen
De auteurs danken wondzorgspecialist Gerlinde Wiesinger voor haar onschatbare bijdrage aan de optimalisatie van het protocol voor wondmanagement.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 0,9% natriumchloride | Fresenius Kabi, Graz, Austria | — | Steriele zoutoplossing |
| 20G hypodermische naald | Servoprax, Wesel, Germany | REF L1 0201 | Gebruikt voor het plaatsen van roestvrijstalen draad |
| 24G perifeer veneuze katheter | B. Braun, Sempach, Switzerland | REF 4254074B | Gebruikt als transurethrale katheter (zonder stylet) |
| 27G hypodermische naald | B. Braun, Melsungen, Germany | REF 4657705 | Gebruikt voor injecties |
| 6-0 gecoate Vicryl-hechtdraad | Ethicon, Puerto Rico, USA | REF V134H | Gebruikt voor blaasfixatie |
| Actimaris Wound Irrigation Solution forte | ActiMaris, Appenzell, Switzerland | REF 30350 | 0,2% natriumhypochlorietoplossing |
| Actimaris Wound Irrigation Solution sensitive | ActiMaris, Appenzell, Switzerland | REF 30300 | 0,04% natriumhypochlorietoplossing |
| Atipamezol (Antisedan 5 mg/mL) | Orion Pharma, Espoo, Finland | Geen catalogusnummer beschikbaar | Anesthetisch antagonistum |
| Blaascalibratiestokjes (6–11 Charrière) | Geen fabrikant beschikbaar | Geen catalogusnummer beschikbaar | Gebruikt voor vesicostomie-calibratie |
| Koolstofstalen scalpellames No. 11 | Aesculap, Tuttlingen, Germany | REF BB511 | Scalpellames |
| Dexpanthenol oogzalf (2%) | Fresenius Kabi, Graz, Austria | REF RA4302436 | Oogzalf |
| Enrofloxacine (Baytril 25 mg/mL) | Elanco, Monheim, Germany | Geen catalogusnummer beschikbaar | Antibioticum |
| Vrouwelijke Lewis-ratten (12 weken oud) | Charles River Laboratories, Sulzfeld, Germany | — | Proefdieren |
| Fentanyl (50 µg/mL) | hameln pharma, Hameln, Germany | Geen catalogusnummer beschikbaar | Anestheticum |
| Flumazenil (0,1 mg/mL) | Fresenius Kabi, Graz, Austria | Geen catalogusnummer beschikbaar | Anesthetisch antagonistum |
| Warmtemat | Lenric, Littlehampton, UK | Geen catalogusnummer beschikbaar | Gebruikt om de lichaamstemperatuur te handhaven |
| Gekromde (Adson) pincet | Fine Science Tools, Heidelberg, Germany | 11019-12 | Weefselmanipulatie |
| Gekromde micropincet | Medicon, Tuttlingen, Germany | 13.71.62 | Microschirurgische pincet |
| Langwerkend meloxicam (Metacam 5 mg/mL) | Boehringer Ingelheim, Ingelheim am Rhein, Germany | Geen catalogusnummer beschikbaar | Analgeticum |
| Glijmiddelgel (Cathejell C) | Montavit, Absam, Austria | Geen catalogusnummer beschikbaar | Gebruikt voor transurethrale katheterisatie en vesicostomie-calibratie |
| Medetomidine (Sedator 1 mg/mL) | Dechra, Aulendorf, Germany | Geen catalogusnummer beschikbaar | Anestheticum |
| Microscoop of chirurgische vergrotingsbril (2,5–3,5×) | Evident Europe GmbH, Vienna, Austria | Olympus SZ61 | Gebruikt tijdens microschirurgie |
| Microschaar (Bonn-schaar) | Fine Science Tools, Heidelberg, Germany | 14084-08 | Microschirurgische schaar |
| Mosquito-hemostaat | Fine Science Tools, Heidelberg, Germany | 13009-12 | Gebruikt om fixatiehechtingen vast te zetten |
| Oliegebaseerde hydraterende beschermende film | Panin, Rovigo, Italy | Geen catalogusnummer beschikbaar | Postoperatieve huidbescherming |
| Povidonjodiumoplossing (7,5%) | B. Braun, Melsungen, Germany | Geen catalogusnummer beschikbaar | Huidantisepticum |
| Scalpelhouder No. 3 | Fine Science Tools, Heidelberg, Germany | 10003-12 | Compatibel met scalpellames No. 11 |
| Kleine gekartelde pincet | Fine Science Tools, Heidelberg, Germany | 11050-10 | Gebruikt voor manipulatie van de periurethrale huid |
| Roestvrijstalen draad | Vömel, Kronberg, Germany | Geen catalogusnummer beschikbaar | Gebruikt voor beschermende draadhechtingen |
| Spuit, 1 mL | Becton Dickinson, Vienna, Austria | REF 303172 | Gebruikt voor toediening van anestheticum en antagonistum |
| Topische huidlijm | Ethicon, Puerto Rico, USA | REF AHVM12 | Huidlijm |
Referenties
- Fowler CJ, Griffiths D, de Groat WC. The neural control of micturition. Nat Rev Neurosci. 2008;9(6):453-66.
- de Groat WC, Yoshimura N. Anatomy and physiology of the lower urinary tract. Handb Clin Neurol. 2015;130:61-108.
- de Groat WC, Wickens C. Organization of the neural switching circuitry underlying reflex micturition. Acta Physiol. 2013;207(1):66-84.
- Taweel WA, Seyam R. Neurogenic bladder in spinal cord injury patients. Res Rep Urol. 2015;7:85-99.
- Weld KJ, Dmochowski RR. Effect of bladder management on urological complications in spinal cord injured patients. J Urol. 2000;163(3):768-72.
- Panicker JN, Fowler CJ, Kessler TM. Lower urinary tract dysfunction in the neurological patient: clinical assessment and management. Lancet Neurol. 2015;14(7):720-32.
- Panicker JN. Neurogenic bladder: epidemiology, diagnosis, and management. Semin Neurol. 2020;40(5):569-79.
- Savic G, et al. Long-term survival after traumatic spinal cord injury: a 70-year British study. Spinal Cord. 2017;55(7):651-8.
- Kinnear N, et al. The impact of catheter-based bladder drainage method on urinary tract infection risk in spinal cord injury and neurogenic bladder: a systematic review. Neurourol Urodyn. 2020;39(2):854-62.
- Sartori AM, et al. Summary of the 2024 update of the European Association of Urology Guidelines on neurourology. Eur Urol. 2024;85(6):543-55.
- Ong HL, et al. Conservative bladder management and medical treatment in chronic spinal cord injury patients. J Clin Med. 2023;12(5):2021
- Abrams P, et al. A proposed guideline for the urological management of patients with spinal cord injury. BJU Int. 2008;101(8):989-94.
- Barre-Sinoussi F, Montagutelli X. Animal models are essential to biological research: issues and perspectives. Future Sci OA. 2015;1(4):FSO63.
- Ferreira A, Nascimento D, Cruz CD. Molecular mechanisms operating in animal models of neurogenic detrusor overactivity: a systematic review focusing on bladder dysfunction of neurogenic origin. Int J Mol Sci. 2023;24(4):3273.
- Doelman AW, et al. Assessing neurogenic lower urinary tract dysfunction after spinal cord injury: animal models in preclinical neuro-urology research. Biomedicines. 2023;11(6):1539.
- Bauer S, et al. Translational pitfalls in SCI bladder research: the hidden role of urinary drainage techniques in the rat model. Biology (Basel). 2025;14(8):928.
- Chang SM, et al. Urologic status of 74 spinal cord injury patients from the 1976 Tangshan earthquake, and managed for over 20 years using the Crede maneuver. Spinal Cord. 2000;38(9):552-4.
- GBD SCI Collaborators. Global, regional, and national burden of spinal cord injury, 1990-2019: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2019. Lancet Neurol. 2023;22(11):1026-47.
- Ding W, et al. Spinal cord injury: the global incidence, prevalence, and disability from the Global Burden of Disease Study 2019. Spine (Phila Pa 1976). 2022;47(21):1532-40.
- Di Benedetto V, et al. Vesicostomy in childhood: indications and results. Pediatr Surg Int. 1996;11(5-6):348-50.
- Vallasciani S, et al. Permanent cutaneous vesicostomy: a pragmatic approach to safely manage lower urinary tract dysfunction in pediatric patients with chronic and life-limiting conditions and neuropathic bladders. Front Pediatr. 2024;12:1409608.
- Donmez MI, et al. Long-term outcomes of cutaneous vesicostomy in patients with neuropathic bladder caused by spina bifida. J Pediatr Urol. 2017;13(6):622.e1-622.e4.
- Carpenter AR, Becknell B, Hirselj DA, McHugh KM. Urinary diversion via cutaneous vesicostomy in the megabladder mouse. Methods Mol Biol. 2012;886:393-402.
- Seyam RM, et al. Penile autotransplantation in rats: an animal model. Urol Ann. 2013;5(4):255-8.
- Becknell B, et al. Struvite urolithiasis and chronic urinary tract infection in a murine model of urinary diversion. Urology. 2013;81(5):943-8.
- Teimouri A, Wilcox DT, Malykhina AP, Wood D. Structural and functional bladder changes associated with disrupted voiding cycle in a murine model of cutaneous vesicostomy. J Pediatr Urol. 2026;22(1):105675.
- Herrera GM, Meredith AL. Diurnal variation in urodynamics of rat. PLoS One. 2010;5(8):e12298.
- Salih EM, et al. Temporary vesicostomy in pediatrics: what are the potential predictors of functional and morphological improvement of the upper urinary tract? J Pediatr Urol. 2021;17(6):834.e1-834.e9.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
Dit artikel is gepubliceerd
Video binnenkort beschikbaar