GSE100927 werd geanalyseerd als een publiek toegankelijke, niet-identificeerbare secundaire dataset. Er zijn geen deelnemers geworven, er zijn geen nieuwe menselijke specimens verzameld en er is geen toegang gekregen tot directe persoonlijke identificatiegegevens; daarom was geen aanvullende goedkeuring van een institutionele toetsingscommissie of geïnformeerde toestemming vereist. De celexperimenten maakten uitsluitend gebruik van een gevestigde muizenmacrofaag-cellijn en betroffen geen levende dieren, primaire dierlijke weefsels, menselijke deelnemers of primaire menselijke materialen; daarom was institutionele ethische goedkeuring voor menselijke of dierlijke proeven niet van toepassing.
Identificatie van bioactieve HQT-verbindingen en targets
De Traditional Chinese Medicine Systems Pharmacology Database and Analysis Platform (TCMSP), PubMed, China National Knowledge Infrastructure (CNKI) en UniProt-databasen werden geraadpleegd via de versies die beschikbaar waren op 16 juli 2026. Scutellaria baicalensis Georgi, Paeonia lactiflora Pall., Glycyrrhiza uralensis Fisch. en Ziziphus jujuba Mill. werden afzonderlijk gezocht in de TCMSP-database met behulp van hun Latijnse, Engelse en Chinese medicinale namen. Verbindingen met een orale biobeschikbaarheid (OB) van ≥30% en een drug-likeness (DL)-waarde van ≥0,18 werden behouden. Dubbele verbindingen die in meer dan één botanisch materiaal waren geïdentificeerd, werden samengevoegd op basis van de naam van de verbinding en de bijbehorende TCMSP-identificatiecode.
PubMed werd doorzocht met de termen (“Huangqin Tang” OF “Huang-Qin-Tang” OF “Huang Qin Tang”) EN (constituent OF compound OF ingrediënt OF fytochemische stof OF target), en CNKI werd doorzocht met “Huangqin Tang” EN (“chemical constituents” OF “active ingredients” OF “pharmacological targets”). Artikelen gepubliceerd tot en met 16 december 2025 werden gescreend. Verbindingen of targets werden alleen opgenomen wanneer hun associatie met HQT of een van de vier botanische componenten daarvan expliciet was gerapporteerd. Reviews zonder traceerbaar primair bewijs, onbenoemde verbindingen en voorspelde targets zonder experimentele ondersteuning of ondersteuning uit databases werden uitgesloten.
Proteïne-targets werden in kaart gebracht met behulp van de identifier-mapping tool in de UniProt-database, waarbij het organisme beperkt was tot Homo sapiens (taxon-identifier 9606). Goedgekeurde menselijke gensymbolen werden behouden, terwijl niet-gemapte en dubbele vermeldingen werden verwijderd. De gededupliceerde lijst met verbindingen-target-koppelingen werd geïmporteerd in de netwerkvisualisatiesoftware Cytoscape (versie 3.7.2), waarin het HQT-verbindingen-target-netwerk werd geconstrueerd.
Identificatie en bioinformatische analyse van AS-geassocieerde targets
De databanken GeneCards, Online Mendelian Inheritance in Man (OMIM), Comparative Toxicogenomics Database (CTD) en Gene Expression Omnibus (GEO) werden geraadpleegd via de versies die beschikbaar waren op 16 juli 2026. De term “atherosclerosis” werd gebruikt om te zoeken in GeneCards, OMIM en CTD. Genen die via GeneCards werden opgehaald met een Relevance Score van ≥1.163, wat overeenkomt met de mediane score van alle opgehaalde records, werden behouden. Alleen direct gedocumenteerde AS-geassocieerde genen uit OMIM en CTD werden opgenomen.
De GSE100927 series matrix, het monster-annotatiebestand en het GPL17077 platform-annotatiebestand werden gedownload van GEO. Alle 104 menselijke monsters van perifere slagaders werden geclassificeerd als AS of Controle op basis van de fenotype-metadata van de repository, en er werden geen monsters uitgesloten op basis van de arteriële locatie.
Bioinformatische analyses werden uitgevoerd met de statistische software R (versie 4.3.2) met het limma-pakket (versie 3.58.1), het ggplot2-pakket (versie 3.4.4), het ComplexHeatmap-pakket (versie 2.18.0), het clusterProfiler-pakket (versie 4.10.1) en het org.Hs.eg.db-pakket (versie 3.18.0). Probes werden geannoteerd met behulp van het annotatiebestand van het GPL17077-platform, en probes zonder goedgekeurde gensymbolen werden verwijderd. Meerdere probes die aan hetzelfde gen waren gekoppeld, werden gemiddeld met de avereps-functie. Een log2(x + 1)-transformatie werd alleen toegepast wanneer het 99ste percentiel 100 overschreed; anders werden de verstrekte logaritmische waarden behouden. Arrays werden genormaliseerd met de kwantielmethode.
Monsters werden gecodeerd als “Control” en “AS”, en er werd een designmatrix zonder intercept gegenereerd met behulp van model.matrix(~0 + group). Lineaire modellen werden gefit met de functies lmFit, makeContrasts, contrasts.fit en eBayes. Alle genen werden geëxtraheerd met topTable(number = Inf, adjust.method = “BH”). Differentieel tot expressie gebrachte genen werden gedefinieerd als genen met een absolute log2 fold change groter dan 1 en een nominale p-waarde <0,05, terwijl de volgens Benjamini–Hochberg gecorrigeerde p-waarden in de volledige output werden behouden.
Volcano plots werden gegenereerd met behulp van log2 fold-change waarden en −log₁₀ nominale p waarden. Heatmaps werden opgesteld na rijgewijze z-score standaardisatie van de geselecteerde genen. Voor alle monsters werden identieke preprocessings- en visualisatie-instellingen toegepast.
Genen verkregen uit GeneCards, OMIM, CTD en GEO werden gestandaardiseerd met behulp van de UniProt-database. Gen-identificatoren werden omgezet in goedgekeurde gen-symbolen in hoofdletters, en lege, niet-gemapte en dubbele vermeldingen werden binnen elke gegevensbron verwijderd. Consensus AS-geassocieerde targets werden gedefinieerd als genen die in ten minste twee van de vier gegevensbronnen waren geïdentificeerd. De intersect() functie in R werd gebruikt om genen te identificeren die werden gedeeld met de gestandaardiseerde HQT-targetset.
De overlappende HQT-AS-targets werden ingediend bij de STRING-database (versie 12.0), geraadpleegd op 16 december 2025. De analyse werd beperkt tot Homo sapiens, de minimale interactiescore werd ingesteld op 0,700, alle bewijskanalen werden behouden en er werden geen interactoren van de eerste of tweede schil toegevoegd. De interactietabel werd geëxporteerd en geïmporteerd in Cytoscape als een ongericht netwerk. Zelflussen en dubbele randen werden verwijderd, en waarden voor graad, betweenness en closeness centrality werden berekend met de CentiScaPe-plugin (versie 2.2). Hubgenen werden gedefinieerd als genen waarbij alle drie de centraliteitsmaten de overeenkomstige netwerkgemiddelden overschreden.
Goedgekeurde gensymbolen werden omgezet naar Entrez-identificatoren met behulp van de bitr-functie. Niet-gekoppelde en dubbele identificatoren werden verwijderd, en alle succesvol gekoppelde genen in de geannoteerde dataset werden gebruikt als achtergrond. Gene Ontology-verrijkingsanalyse voor alle ontologieën werd uitgevoerd met behulp van enrichGO (ont = “ALL”), en Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes-padverrijkingsanalyse werd uitgevoerd met behulp van enrichKEGG (organism = “hsa”). Er werd een Benjamini–Hochberg-correctie toegepast, en verrijkte termen met een aangepaste p-waarde <0.05 werden behouden.
De volledige scripts voor preprocessing, differentiële expressie, visualisatie en verrijking werden verstrekt als TCMSP analysis.R en Transcriptome analysis.R. Op basis van de resultaten van de netwerkanalyse en gepubliceerde bewijzen werden paeoniflorine (PF), liquiritine, baicaline, wogonoside en glycyrrhizinezuur geïdentificeerd als de belangrijkste HQT-bestanddelen20. PF werd gekozen als representatieve verbinding vanwege de gerapporteerde rollen bij het reguleren van het lipidenmetabolisme en de AMP-geactiveerde proteïnekinase-signalering.
Bereiding van het HQT-extract
Geauthenticeerde S. baicalensis Georgi, P. lactiflora Pall., G. uralensis Fisch. en Z. jujuba Mill. werden gecombineerd in een drooggewichtsverhouding van 3:2:2:3. Gedemineraliseerd water werd toegevoegd in een verhouding van 1:10 (w/v) en het mengsel werd 1 h onder reflux verhit. Het extract werd warm gefiltreerd en het residu werd voor een tweede maal geëxtraheerd met gedemineraliseerd water in een verhouding van 1:8 (w/v) gedurende 1 h, zoals eerder beschreven19. De filtraten werden samengevoegd, onder verlaagde druk bij 60°C geconcentreerd en vacuümgedroogd tot een constant gewicht; het extractierendement bedroeg 36,34%. Het gedroogde extract werd opgelost in steriel water bij een concentratie van 1 g/mL, gefiltreerd door een 0,22 µm membraan, verdeeld in aliquoten en bewaard bij −20°C tot gebruik. Experimentele concentraties werden uitgedrukt als microgrammen gedroogd extract per milliliter kweekmedium.
Celcultuur, transfectie en behandeling
RAW264.7 muizenmacrofagen werden gekweekt in high-glucose Dulbecco's modified Eagle medium, aangevuld met 10% foetaal runderserum, 100 U/mL penicilline en 100 µg/mL streptomycine bij 37°C in een bevochtigde incubator met 5% CO2. De cellen werden gesubcultured bij een confluentie van ongeveer 80%, waarbij alleen cellen tussen passage 5 en 20 na ontdooiing werden gebruikt. De identiteit van de cellijn werd geverifieerd aan de hand van het certificaat van de repository, en de celmorfologie, adhesie en groeikenmerken werden routinematig gemonitord. Alleen mycoplasma-negatieve culturen werden gebruikt. Culturen die contaminatie, abnormale groei, aanzienlijke vacuolisatie, uitgebreid debris, uitgesproken detachement of een ongelijkmatige celverdeling vertoonden, werden weggegooid.
Voor het uitschakelen van AMPKα1 werden cellen gezaaid met een dichtheid van 2 × 105 cellen per well in 2 mL kweekmedium in 6-wells platen en getransfecteerd bij een confluentie van 50%–60%. In totaal 100 pmol si-AMPKα1 of non-targeting siRNA werd verdund in 125 µL serumarm medium, terwijl 5 µL van een lipide-gebaseerd transfectiereagens afzonderlijk werd verdund in 125 µL serumarm medium. Na incubatie gedurende 15 min bij kamertemperatuur werden de twee oplossingen gecombineerd en druppelsgewijs aan de cellen toegevoegd om een uiteindelijke siRNA-concentratie van 50 nM te bereiken. De si-AMPKα1-sequenties waren als volgt: sense, 5′-CCCATCTTATAGTTCAACCAT-3′, en antisense, 5′-ATGGTTGAACTATAAGATGGG-3′. Het kweekmedium werd na 6 u vervangen, en de incubatie werd voortgezet voor een totale duur van 48 u vóór de behandeling met ox-LDL en PF. De AMPKα1-knockdown werd bevestigd via qRT-PCR en western blotting, waarbij alleen experimenten die een significante reductie vertoonden ten opzichte van de negatieve-controle siRNA-groep werden opgenomen in daaropvolgende analyses.
PF, dorsomorfine en BAY 11-7082 werden klaargemaakt in dimethylsulfoxide (DMSO), terwijl HQT werd klaargemaakt in steriel water. De uiteindelijke DMSO-concentratie werd in alle behandelingsgroepen op ≤0,1% gehouden, en het overeenkomstige vehikel werd toegevoegd aan de controlegroepen.
Voor de concentratiescreening werden de cellen gedurende 24 u behandeld met PF in concentraties van 0, 1, 5, 10, 20 of 40 µM, of HQT in concentraties van 0, 12,5, 25, 50, 100 of 200 µg/mL. Vervolgens werden de celviabiliteit en AMPK-fosforylering bepaald. Op basis van deze resultaten werden 20 µM PF en 100 µg/mL HQT geselecteerd voor alle daaropvolgende experimenten.
Voor de vergelijking tussen PF en HQT bestonden de behandelgroepen uit een controlegroep, een groep met 50 µg/mL ox-LDL, een groep met ox-LDL plus 20 µM PF en een groep met ox-LDL plus 100 µg/mL HQT. Alle groepen werden 24 h geïncubeerd. Voor de farmacologische inhibitie van AMPK werd de ox-LDL plus PF-groep gedurende 1 h voorbehandeld met 10 µM dorsomorfine vóór de co-behandeling van 24 h21,22.
Voor genetische inhibitie van AMPK werden cellen gedurende 48 u getransfecteerd met si-NC of si-AMPKα1 en vervolgens toegewezen aan de groepen Control, ox-LDL, PF, of si-AMPK plus PF. De groepen PF en si-AMPK plus PF ontvingen 50 µg/mL ox-LDL samen met 20 µM PF gedurende 24 u. De ox-LDL groep ontving alleen ox-LDL, terwijl de Control groep het overeenkomstige vehikel ontving.
Om de betrokkenheid van NF-κB-signalering te evalueren, werd een aanvullende behandelgroep gedurende 1 h voorbehandeld met 10 µM BAY 11-7082 vóór blootstelling aan 50 µg/mL ox-LDL gedurende 24 h23,24,25. Vervolgens werden de ABCA1-expressie, cholesterol-efflux, lipide-accumulatie en de proporties CD86⁺ en CD206⁺ macrofagen bepaald.
Tenzij anders vermeld, werden de cellen 12–16 u voor de behandeling uitgezaaid, en werden drie replicate wells gebruikt voor elke behandelingsgroep. Elke assay werd uitgevoerd met drie onafhankelijk gekweekte celpreparaties op verschillende dagen (n = 3), behalve voor de screening van de celviabiliteit, die bestond uit vijf onafhankelijke experimenten met vijf technische replicate wells per concentratie. Technische replicates, dubbele metingen en meerdere microscopische velden werden hiërarchisch gemiddeld om één enkele waarde per onafhankelijk experiment te verkrijgen.
Alleen culturen die gelijkmatig waren gehecht en ongeveer 60%–80% confluent waren, of 50%–60% confluent voor transfectie-experimenten, werden gebruikt voor de behandeling. Essentiële materialen, software en apparatuur staan vermeld in de bijbehorende Tabel met materialen.
Celviabiliteitsassay en kwantitatieve real-time PCR
RAW264.7-cellen werden gezaaid met een dichtheid van 5 × 103 cellen per putje in 96-wells platen en kregen de tijd om gedurende de nacht te hechten. De cellen werden 24 u behandeld met de PF- en HQT-concentraties zoals beschreven in Sectie 4. De celviabiliteit werd bepaald door het kweekmedium te vervangen door 100 µL werkoplossing van de celviabiliteitsassay, gevolgd door incubatie gedurende 2 u bij 37°C in het donker. De absorptie werd gemeten bij 450 nm.
Er werden blanco putjes met alleen reagentia meegenomen, en hun absorbantiewaarden werden van alle metingen afgetrokken. De absorbantiewaarden van vijf technische replica-putjes per concentratie werden gemiddeld. De celviabiliteit werd berekend als (absorbantie behandelde groep/absorbantie controlegroep) × 100, waarbij de onbehandelde controle werd gedefinieerd als 100%. Er werden vijf onafhankelijke experimenten uitgevoerd.
Totaal RNA werd geëxtraheerd met behulp van een fenol-guanidinium RNA-extractiereagens, en alleen monsters met A260/A280-waarden tussen 1,8 en 2,0 werden gebruikt. Eén microgram totaal RNA werd reverse getranscribeerd, en elke 20 µL kwantitatieve PCR (qPCR)-reactie bevatte 10 µL van 2× SYBR Green master mix, telkens 0,4 µL van 10 µM forward- en reverse-primers, 2 µL cDNA en 7,2 µL nuclease-vrij water.
Kwantitatieve PCR werd uitgevoerd bij 95°C gedurende 30 s, gevolgd door 40 cycli van 95°C gedurende 10 s en 60°C gedurende 30 s. Vervolgens werd een smeltcurve-analyse uitgevoerd van 65°C tot 95°C. De primersequenties waren als volgt: Prkaa1 forward, 5′-ACCAGAAGCGGTGCCGGAAAGCTGG-3′; Prkaa1 reverse, 5′-TGTAGTCGGTTTATGCAGCAACGAG-3′; Gapdh forward, 5′-CGACTTCAACAGCAACTCCCACTCTTCC-3′; en Gapdh reverse, 5′-TGGGTGGTCCAGGGTTTCTTACTCCTT-3′.
Elk monster werd in technisch triplikaat geanalyseerd en er werden controles zonder template meegenomen. Primerparen werden alleen geaccepteerd wanneer er een enkele smeltpiek werd waargenomen en er geen amplificatie werd gedetecteerd in de controles zonder template. De relatieve Prkaa1-expressie werd berekend met de 2−ΔΔCt-methode met Gapdh als referentiegen, waarbij de expressie in de si-NC-groep werd genormaliseerd naar 1.
Meting van lipidaccumulatie, ATP-spiegels en cholesterol-efflux
Voor Oil Red O-kleuring werden RAW264.7-cellen gezaaid met een dichtheid van 5 × 104 cellen per well in 500 µL kweekmedium in 24-wells platen. Na de behandeling werden de cellen tweemaal gewassen met 500 µL fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS), gefixeerd met 500 µL 10% neutraal gebufferde formaline gedurende 20 min, tweemaal gewassen met PBS, eenmaal gespoeld met 500 µL 60% isopropanol en gekleurd met 500 µL vers bereide Oil Red O-werkoplossing gedurende 15 min bij kamertemperatuur. De gekleurde cellen werden gewassen met gedestilleerd water tot de achtergrond helder was. Van elke well werden vijf microscopische velden vastgelegd zoals beschreven in Sectie 8, en het Oil Red O-positieve gebied werd berekend als het positieve gebied gedeeld door het totale veldoppervlak × 100 met behulp van een vaste kleurdrempel. Kleuringsresultaten werden alleen geaccepteerd wanneer de controlecellen minimale kleuring vertoonden, de ox-LDL-behandelde cellen discrete intracellulaire lipidedruppels vertoonden en de extracellulaire achtergrond helder bleef. Monsters met diffuse neerslag, ongelijkmatige kleuring of uitgebreide celdetachement werden uitgesloten en de kleuringsprocedure werd herhaald.
Voor de ATP-meting werden cellen gezaaid met een dichtheid van 5 × 105 cellen per well in 2 mL kweekmedium in 6-wells platen. Na de behandeling werden de cellen tweemaal gewassen met 1 mL ijskoud PBS, gelyseerd met 200 µL ATP-assay lysebuffer en gecentrifugeerd bij 12,000 × g gedurende 5 min bij 4°C. Een aliquot van 10 µL van het supernatant werd gemengd met 100 µL ATP-detectiereagens en de chemiluminescentie werd gemeten. ATP-concentraties werden berekend aan de hand van een standaardcurve. Elk lysaat werd in dubbeltoets gemeten, en drie replicate wells werden geanalyseerd in elk van drie onafhankelijke experimenten.
Voor de analyse van cholesterol-efflux werden cellen uitgezaaid met een dichtheid van 5 × 104 cellen per well in 500 µL kweekmedium in 24-wells platen. Na de behandeling werden de cellen gedurende 24 h belast met 1 µg/mL NBD-cholesterol, drie keer gewassen met 500 µL PBS en 4 h geïncubeerd in 500 µL serumvrij medium dat ofwel 10 µg/mL apolipoproteïne A-I of 50 µg/mL high-density lipoprotein bevatte. De kweeksupernatanten werden verzameld en gecentrifugeerd bij 1.000 × g gedurende 5 min. De cellen werden tweemaal gewassen met PBS en gelyseerd met 200 µL lysisbuffer. De fluorescentie in de supernatanten en lysaten werd in duplo gemeten bij excitatie- en emissiegolflengten van respectievelijk 485 en 535 nm. Fluorescentiewaarden verkregen uit wells zonder NBD-cholesterol werden afgetrokken, en de cholesterol-efflux werd voor elke cholesterolacceptor berekend als de fluorescentie van het supernatant gedeeld door de som van de fluorescentie van het supernatant en het lysaat × 100.
Meting van inflammatoire cytokinen, mitochondriaal membraanpotentiaal, reactieve zuurstofspecies en apoptose
Voor de enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) werden RAW264.7-cellen gezaaid met een dichtheid van 5 × 105 cellen per well in 2 mL kweekmedium in 6-well platen. Na 24 uur behandeling werden de kweeksupernatanten verzameld, gecentrifugeerd bij 1.000 × g gedurende 10 min bij 4°C en vervolgens direct geanalyseerd of verdeeld in aliquots en bewaard bij −80°C tot aan de analyse. Herhaalde vries-dooi-cycli werden vermeden. De concentraties van muis TNF-α, IL-6 en IL-1β werden gemeten met sandwich ELISA-kits. Alle reagentia werden voor gebruik op kamertemperatuur gebracht. Standaarden, blanks en monsters werden in dubbeltoets geladen met 100 µL per well. De wells werden na elke antilichaamincubatie vijf keer gewassen met 300 µL wasbuffer. Kleurontwikkeling werd bereikt met tetramethylbenzidine-substraat, de reactie werd gestopt volgens de instructies van de fabrikant en de absorbentie werd gemeten bij 450 nm. Cytokineconcentraties werden berekend aan de hand van vier-parameter logistische standaardcurven en uitgedrukt in pg/mL. Metingen met variatiecoëfficiënten in dubbeltoets groter dan 15% werden herhaald, en monsters die het meetbereik van de assay overschreden, werden verdund vóór heranalyse.
Voor de analyse van het mitochondriale membraanpotentiaal werden cellen gezaaid met een dichtheid van 5 × 104 cellen per putje in 500 µL kweekmedium in 24-wells platen. Na de behandeling werden de cellen tweemaal gewassen en gedurende 20 min bij 37°C in het donker geïncubeerd met 500 µL JC-1 werkoplossing. De cellen werden vervolgens tweemaal gewassen met kleuringsbuffer, waarna de fluorescentie van rode aggregaten en groene monomeren werd vastgelegd vanuit identieke microscopische velden bij excitatie/emissiegolflengten van respectievelijk 525/590 nm en 490/530 nm. Vervolgens werd de achtergrondgecorrigeerde groene-rood fluorescentieverhouding berekend.
Voor de analyse van intracellulaire reactieve zuurstofspecies (ROS) werden cellen gezaaid met een dichtheid van 5 × 104 cellen per putje in 24-wells platen. Na de behandeling werden de cellen twee keer gewassen met serumvrij medium en gedurende 2 h bij 37°C in het donker geïncubeerd met 10 µL 2′,7′-dichloordihydrofluoresceïne-diacetaat verdund in 200 µL kweekmedium. De platen werden tijdens de incubatie elke 5 min voorzichtig geschud. De cellen werden vervolgens drie keer gewassen, waarna de fluorescentie werd gemeten bij excitatie- en emissiegolflengten van respectievelijk 488 en 525 nm.
Voor de apoptoseanalyse werden cellen uitgezaaid met een dichtheid van 5 × 104 cellen per well in 24-wells platen. Na de behandeling werden de cellen twee keer gewassen, 20 min gefixeerd met 4% paraformaldehyde, drie keer gewassen en 10 min gepermeabiliseerd met 0,1% Triton X-100 in PBS. Er werd in totaal 250 µL terminal deoxynucleotidyl transferase dUTP nick-end labeling (TUNEL) reactiemengsel toegevoegd, waarna de cellen 60 min bij 37°C werden geïncubeerd in een bevochtigde donkere kamer. Na drie wasbeurten werden de kernen 5 min tegengekleurd met 4′,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI). In elk experiment werd een negatieve controle opgenomen zonder terminal deoxynucleotidyl transferase.
Behouden mitochondriaal membraanpotentiaal werd aangetoond door voornamelijk punctaat rode JC-1 fluorescentie, terwijl membraandepolarisatie werd aangetoond door een toename van diffuse groene fluorescentie. ROS-beelden werden alleen geaccepteerd wanneer de groene fluorescentie intracellulair was en vrij van precipitaten of signaalverzadiging. Apoptosekleuring werd alleen geaccepteerd wanneer de rode fluorescentie voornamelijk nucleair was en de controle zonder enzym een minimaal achtergrondsignaal vertoonde.
Beeldacquisitie en Kwantitatieve Analyse
Bright-field- en fluorescentiebeelden werden verkregen met een geïnverteerde fluorescentiemicroscoop, uitgerust met een digitale camera en een 20× objectief. Er werden vijf niet-overlappende velden per well verzameld, bestaande uit één centraal veld en vier perifere velden. Gebieden met krassen, well-randen, losgelaten cellagen of groot debris werden uitgesloten voordat de behandelingsidentiteiten bekend werden gemaakt. De automatische belichtings- en gain-instellingen waren uitgeschakeld. De verlichtingsintensiteit, belichtingstijd, gain, het objectief en de afmetingen van de beelden werden vastgesteld met behulp van representatieve Control- en ox-LDL-wells om ervoor te zorgen dat het sterkste fluorescentiesignaal verzadigingsvrij bleef. Identieke instellingen voor beeldverwerving werden gehandhaafd voor alle behandelingsgroepen binnen elk onafhankelijk experiment. Gepaarde rode en groene fluorescentiekanalen werden verkregen zonder de microscooptafel te verplaatsen. Niet-gecorrigeerde beelden werden geanalyseerd met ImageJ-beeldanalyse-software, terwijl de onderzoeker geblinderd bleef voor de toewijzing van de behandelingen. Het achtergrondsignaal van een celvrije regio werd afgetrokken, en drempelwaarden voor de beelden werden vastgesteld met behulp van representatieve Control- en ox-LDL-beelden. Dezelfde drempelwaarden werden gedurende elk experiment toegepast. Voor de presentatie van figuren werden uitsluitend uniforme aanpassingen over het gehele beeld toegepast. JC-1-resultaten werden uitgedrukt als de verhouding tussen groene en rode fluorescentie. Signalen van reactieve zuurstofspecies en apoptose werden uitgedrukt als achtergrond-gecorrigeerde gemiddelde fluorescentie, genormaliseerd naar het geanalyseerde oppervlak, waarbij de gemiddelde waarde van de Control-groep werd genormaliseerd naar 1 voor relatieve analyses. Vijf microscopische velden werden gemiddeld om één waarde per well te verkrijgen, en de waarden van drie wells werden gemiddeld om één waarde per onafhankelijk experiment te genereren.
Western Blot-analyse
RAW264.7-cellen werden gezaaid met 5 × 105 cellen per well in 2 mL kweekmedium in 6-wells platen, waarbij uit elke well één proteïnelysaat werd bereid. Voor de extractie van whole-cell proteïnen werden de cellen twee keer gewassen met ijskoude PBS, 30 min op ijs gelyseerd met radioimmunoprecipitation assay (RIPA) buffer aangevuld met protease- en fosfataseremmers, en gecentrifugeerd bij 12.000 × g gedurende 15 min bij 4°C. Voor de extractie van nucleaire proteïnen werden de cellen gesuspendeerd in een buffer bestaande uit 10 mM HEPES, 10 mM KCl, 1,5 mM MgCl2, 0,5 mM dithiothreïtol en protease/fosfataseremmers, en gedurende 15 min op ijs geïncubeerd. Een niet-ionisch detergent werd toegevoegd tot een eindconcentratie van 0,5%, gevolgd door kortstondig vortexen en centrifugeren bij 700 × g gedurende 5 min bij 4°C. Het nucleaire pellet werd gedurende 30 min op ijs geëxtraheerd met periodiek mengen in een buffer bestaande uit 20 mM HEPES, 420 mM NaCl, 1,5 mM MgCl2, 0,2 mM EDTA, 25% glycerol, 0,5 mM dithiothreïtol en protease/fosfataseremmers. Het extract werd vervolgens gecentrifugeerd bij 14.000 × g gedurende 15 min bij 4°C.
Eiwitconcentraties werden bepaald met de bicinchonininezuur-assay. Gelijke hoeveelheden eiwit (25–30 µg) werden in elke lane geladen, 5 min verhit bij 95°C, gescheiden op 8%–12% natriumdodecylsulfaat-polyacrylamidegels en gedurende 90 min bij 100 V onder koelingscondities overgebracht op 0,45 µm polyvinylideenfluoride-membranen. Membranen met totale eiwitten werden geblokkeerd met 5% vetvrije melk, terwijl membranen met gefosforyleerde eiwitten gedurende 1 u werden geblokkeerd met 5% runderserumalbumine geprepareerd in Tris-gebufferde zoutoplossing met polysorbaat 20. De membranen werden overnacht bij 4°C geïncubeerd met primaire antilichamen tegen AMPK, gefosforyleerd AMPK, BAX, BCL-2, caspase-3, ABCA1, p65, gefosforyleerd p65, LXRα, IκB-α, gefosforyleerd IκB-α en histon H3 bij een verdunning van 1:1.000, behalve voor histon H3, dat werd gebruikt bij een verdunning van 1:2.000. GAPDH- en β-actine-antilichamen werden gebruikt bij een verdunning van 1:5.000. Na incubatie met de primaire antilichamen werden de membranen drie keer 10 min gewassen en 1 u geïncubeerd met met mierikswortelperoxidase-geconjugeerde geiten-anti-konijn of geiten-anti-muis secundaire antilichamen, verdund 1:5.000. Na aanvullende wasstappen werden de eiwitbanden gedetecteerd met een enhanced chemiluminescence-detectiereagens. De kortste belichtingstijd die verzadigingsvrije banden opleverde voor alle doeleiwitten werd gekozen, en identieke belichtings- en beeldacquisitie-instellingen werden gehanteerd voor alle groepen op hetzelfde membraan.
Proteïnebanden werden gekwantificeerd met ImageJ-beeldanalysesoftware na aftrekking van de lokale achtergrond. Totaal AMPK, ABCA1, BAX, BCL-2, caspase-3, IκB-α en gefosforyleerd IκB-α werden genormaliseerd ten opzichte van GAPDH of β-actine. De ratio's van gefosforyleerd AMPK ten opzichte van totaal AMPK en gefosforyleerd p65 ten opzichte van totaal p65 werden berekend. De niveaus van nucleair LXRα, p65 en gefosforyleerd p65 werden genormaliseerd ten opzichte van histon H3, waarbij de gemiddelde waarde van de Control- of si-NC-groep binnen elk onafhankelijk experiment werd genormaliseerd naar 1. Alleen blots met discrete banden op de verwachte molecuulgewichten, een lage achtergrond, onverzadigde signalen en vergelijkbare loading controls werden in de analyse opgenomen. Membranen met vervormde lanes, onvolledige proteïneoverdracht, overmatige achtergrond of signaalverzadiging werden opnieuw verwerkt of uitgesloten. Er werden drie onafhankelijke experimenten uitgevoerd met afzonderlijk bereide proteïnelysaten.
Cell Thermal Shift Assay
RAW264.7-cellen werden gezaaid met 3 × 106 cellen in 10 mL kweekmedium in 100 mm kweekschalen en gedurende één nacht geïncubeerd. Cellen werden geoogst, tweemaal gewassen met ijskoud PBS, 30 min op ijs gelyseerd in PBS bevattende 0,4% NP-40 en protease-/fosfataseremmers, en gecentrifugeerd bij 20.000 × g gedurende 20 min bij 4°C. De geklaarde lysaten werden aangepast naar een eiwitconcentratie van 2 mg/mL. Gelijke volumes geklaard lysaat werden gedurende 1 u bij kamertemperatuur geïncubeerd met ofwel 20 µM PF of 0,1% DMSO. Elk monster werd verdeeld in aliquoten van 50 µL en 3 min verhit bij 37°C, 41°C, 45°C, 49°C, 53°C, 57°C, 61°C, 65°C, 69°C of 73°C. Monsters werden onmiddellijk 3 min gekoeld bij 4°C en gecentrifugeerd bij 20.000 × g gedurende 20 min bij 4°C. Gelijke volumes van de oplosbare supernatanten werden geanalyseerd via western blotting om AMPK en gefosforyleerd AMPK te detecteren. Het signaal verkregen bij elke temperatuur werd genormaliseerd ten opzichte van het overeenkomstige signaal bij 37°C, dat werd gedefinieerd als 100%. De abundantie van oplosbaar eiwit werd uitgezet als functie van de temperatuur, en de volledige assay werd drie keer herhaald met onafhankelijk gekweekte cellen. Alleen experimenten die een detecteerbare referentieband bij 37°C, progressief verlies van oplosbaar AMPK bij stijgende temperatuur en de afwezigheid van ernstige vervorming van de lanes of anomale toenames van oplosbaar eiwit bij de hoogste temperaturen vertoonden, werden in de analyse meegenomen.
Flowcytometrie-analyse
RAW264.7-cellen werden gezaaid met 5 × 105 cellen per well in 2 mL cultuurmedium in 6-wells platen. Na de behandeling werden de cellen twee keer gewassen met ijskoude PBS en voorzichtig losgehaald met een celscraper in PBS bevattend 2% foetaal runderserum en 2 mM EDTA. Celsuspensies werden gecentrifugeerd bij 400 × g gedurende 5 min bij 4°C, twee keer gewassen met PBS en aangepast naar een concentratie van ongeveer 1 × 106 cellen per monster. Cellen werden gedurende 20 min bij kamertemperatuur in het donker gekleurd met een fixeerbare amine-reactieve levensvatbaarheidsdye. Na het wassen werden Fc-receptoren geblokkeerd met een anti-muis CD16/32-antilichaam gedurende 15 min bij 4°C. Fluorochroom-geconjugeerde antilichamen tegen CD45, CD11b, F4/80, CD86 en CD206 werden toegevoegd in een hoeveelheid van 5 µL per antilichaam per 1 × 106 cellen, waarna de cellen 30 min bij 4°C in het donker werden geïncubeerd.
Na de antilichaamkleuring werden de cellen tweemaal gewassen, geresuspendeerd in 300 µL kleuringsbuffer en geanalyseerd middels flowcytometrie. Voor elk monster werden minstens 50.000 totale events en, indien mogelijk, minstens 20.000 levensvatige CD45⁺CD11b⁺F4/80⁺ events verzameld. Ongekleurde controles, enkelvoudig gekleurde compensatiecontroles en fluorescence-minus-one controles voor CD86 en CD206 werden meegenomen. Dezelfde compensatiematrix werd toegepast op alle behandelingsgroepen binnen elk experiment. Debris werd uitgesloten op basis van forward- en side-scatter kenmerken, en doubletten werden uitgesloten met behulp van forward-scatter area versus forward-scatter height. Viability dye-negatieve cellen werden geïdentificeerd, CD45⁺ cellen werden gegated en macrofagen werden gedefinieerd als CD11b⁺F4/80⁺ cellen. CD86⁺ en CD206⁺ cellen werden gekwantificeerd binnen de macrofaag-gate met behulp van drempelwaarden die waren vastgesteld op basis van de bijbehorende fluorescence-minus-one controles. Dezelfde gating-hiërarchie werd toegepast op alle monsters. Van elk van de drie replica-wells werd één gekleurde celsuspensie bereid, en de percentages van de drie wells werden gemiddeld om één waarde per onafhankelijk experiment te genereren. Het experiment werd drie keer herhaald met onafhankelijk gekweekte cellen.
Veiligheid en afvalverwerking
Alle celkweekprocedures, de omgang met ox-LDL en de verwerking van celafgeleide materialen werden uitgevoerd in een biologische veiligheidskast klasse II, overeenkomstig de praktijken voor biosafety level 2. Tijdens alle procedures werden laboratoriumjassen, handschoenen en oogbescherming gedragen. Werkoppervlakken en apparatuur werden na gebruik gedecontamineerd. Formaldehyde en paraformaldehyde werden met de nodige voorzorgsmaatregelen behandeld vanwege hun toxiciteit en potentiële carcinogeniteit. Fixatievloeistoffen, Oil Red O-oplossingen, DMSO-bevattende oplossingen en fluorescente kleuringsoplossingen werden gehanteerd met gebruikmaking van geschikte persoonlijke beschermingsmiddelen en adequate ventilatie. Fixatievloeistoffen, kleuringsoplossingen, DMSO-bevattende oplossingen en ox-LDL-bevattende kweekmedia werden afzonderlijk ingezameld en afgevoerd als gevaarlijk chemisch afval conform de institutionele regelgeving. Celbevattende kweekmedia, gecontamineerde verbruiksartikelen en flowcytometrie-monsters werden behandeld als biologisch afval. Vloeibaar biologisch afval werd gedesinfecteerd met vers bereid 10% natriumhypochloriet gedurende ten minste 30 min, en vast biologisch afval werd geautoclaveerd vóór verwijdering conform de institutionele biosafety-procedures.
Statistische Analyse
Alle statistische analyses werden uitgevoerd met de statistische software GraphPad Prism (versie 10.1.2). Gegevens worden weergegeven als het gemiddelde ± standaarddeviatie. De waarde van n representeert het aantal onafhankelijke experimenten in plaats van het aantal technische replica-wells, instrumentmetingen of microscopische velden. Hiërarchisch gemiddelde waarden verkregen uit elk onafhankelijk experiment, zoals beschreven in de voorgaande secties, werden gebruikt voor alle statistische analyses. Vergelijkingen tussen twee groepen werden uitgevoerd met een ongepaarde tweezijdig Student's t-test. Vergelijkingen tussen drie of meer groepen werden uitgevoerd met een één-weg variantieanalyse gevolgd door de multiple-comparisons test van Tukey. Alle statistische tests waren tweezijdig en een p-waarde <0,05 werd beschouwd als statistisch significant.