Alle dierproeven werden uitgevoerd in overeenstemming met de ARRIVE-richtlijnen. De studie werd goedgekeurd door de Ethische Toetsingscommissie van Sichuan Scientist Biotechnology Co., Ltd. (IACUC ISSUE SYST-2024-011). Een gedetailleerde experimentele tijdlijn die het studieontwerp samenvat, is weergegeven in Aanvullende Figuur 1.
Voorbereiding en behandeling van dieren
Muizen werden diep genarceerd met 2% isofluraan via inhalatie. Onder diepe anesthesie werd bloed afgenomen via retro-orbitale enucleatie. Direct na de bloedafname werden de oogballen geënucleerd voor het oogsten van retinaal weefsel. Vervolgens werd onder diepe anesthesie cervicale dislocatie uitgevoerd om euthanasie te waarborgen. Colonweefsels werden daarna onmiddellijk gedisseceerd. Dieren die bijwerkingen vertoonden, werden prompt uit de studie verwijderd en kregen de passende veterinaire zorg.
Randomisatie en blindering
Mannelijke C57BL/6-muizen, 5 weken oud en met een gewicht tussen 20 en 30 gram, werden gehuisvest onder strikt gereguleerde omstandigheden, waaronder temperatuur en luchtvochtigheid. Na één week acclimatisatie werden de C57BL/6-muizen via een door de computer gegenereerde willekeurige reeks in drie groepen verdeeld (controle-, model- en interventiegroepen). De randomisatiesequentie werd gegenereerd door een onderzoeker die niet betrokken was bij de verzorging van de dieren of de beoordeling van de resultaten.
Om blindering te waarborgen, werden alle dierverzorging, toediening van geneesmiddelen en gegevensverzameling uitgevoerd door onderzoekers die niet op de hoogte waren van de groepsindeling. De gecodeerde groepstoewijzingen werden pas onthuld na voltooiing van alle experimenten en statistische analyses. De blindering was van toepassing op: de technicus die de orale gavage uitvoerde; de patholoog die de histologie van het netvlies evalueerde; en de analist die de Western blot (WB) banden kwantificeerde.
Berekening van de steekproefomvang
De steekproefomvang werd bepaald op basis van een voorlopig experiment waarin de aantallen retinale ganglioncellen (RGC) werden geëvalueerd onder dezelfde experimentele omstandigheden. Uitgaande van een tweezijdige significantieniveau (α) van 0,05 en een statistische power (1-β) van 0,80, waren minimaal 5 muizen per groep nodig om een klinisch relevant verschil in RGC-aantallen tussen de model- en interventiegroepen te detecteren. Rekening houdend met een potentieel uitvalpercentage van ongeveer 20%, werd elke groep vastgesteld op 6 muizen.
Opzetten van diabetische dieren
De controlegroep kreeg een standaarddieet, terwijl de interventie- en modelgroepen gedurende vier weken een vet- en suikerrijk dieet (HFHSD) kregen. Na deze dieetperiode ondergingen de interventie- en modelgroepen een intraperitoneale injectie met een 1% streptozotocine (STZ)-oplossing in een dosering van 35 mg/kg17,18,19,20. Na zeventig twee uur na de injectie werden muizen met een nuchtere bloedglucosewaarde van meer dan 16,7 mmol/L beschouwd als een succesvol geïnduceerd DM-model en geselecteerd voor verdere experimenten. De DM-dieren bleven nog vier maanden een vet- en suikerrijk dieet volgen, terwijl de controlegroep hun standaarddieet behield.
Taxonomische validatie en kwaliteitsbeoordeling
De acht ingrediënten in QMG werden taxonomisch gevalideerd met behulp van de Modernized Plant Names Search (MPNS, http://mpns.kew.org/mpns-portal/). De kwaliteit van de rapportage over de samenstelling van de QMG werd geëvalueerd met de ConPhYMP-tool.
Toedieningsmethoden
In de interventiegroep kregen de dieren QMG oraal toegediend. QMG werd gekocht bij Zhejiang Sansheng Mandi Pharmaceutical Co., Ltd. (Chinese National Drug Approval No. Z20090036). De QMG-suspensie werd bereid door QMG gelijkmatig te mengen met gedestilleerd water. Muizen in de interventiegroep kregen de suspensie via orale gavage toegediend in een volume dat gelijk was aan dat van de model- en blanco-groepen. De dosering werd berekend op basis van de klinische enkelvoudige therapeutische dosis van 4,5 g per 60 kg volwassene (de standaard eenheidsdosis van de op de markt verkrijgbare formulering) met behulp van de normalisatiemethode voor het lichaamsoppervlak (BSA), zoals aanbevolen door de FDA en Reagan-Shaw21. De conversiefactor tussen volwassen mensen (Km = 37) en muizen (Km = 3) was 12,33, wat resulteerde in een muisendosis van 0,9 g/kg lichaamsgewicht. De modelgroep en de blancogroep kregen een gelijk volume fysiologisch zout via orale gavage. De toediening vond dagelijks plaats tussen 9:00 en 11:00 uur gedurende een aaneengesloten periode van 3 maanden.
Observatie en testindicatoren
Algemene monitoring van vitale functies
De algemene vitale functies en fysiologische indicatoren, waaronder lichaamsgewicht, bloedglucosewaarden, water- en voedselconsumptie, urineproductie, activiteitsniveaus en gedrag, lichaamstemperatuur, alsook de conditie van de vacht en huid, werden systematisch waargenomen en vastgelegd om therapeutische interventies uitgebreid te beoordelen en potentiële complicaties op te sporen.
Observatie van morfologische veranderingen in het netvlies door HE-kleuringsanalyse
Alle specimens werden na fixatie verwerkt via een automatische dehydrator met behulp van een serie ethanol- en xyleenoplossingen, gevolgd door inbedding in paraffine. Vervolgens werden paraffinecoupes van 4 µm gesneden en gekleurd met HE, om daarna te worden gemonteerd met neutrale gom. Retinale beelden werden gescand met een 3DHISTECH Pannoramic SCAN scanner. Beeldanalyse en datametingen werden uitgevoerd met Image-Pro Plus.
Detectie van serum IL-6, TNF-α en IL-1β via ELISA-analyse
Bloedmonsters werden verzameld via retro-orbitale enucleatie. Serum werd gescheiden door centrifugatie bij 1,000 × g gedurende 15 min bij 4 °C en bewaard bij -80 °C tot aan de analyse. Serumspiegels van IL‑1β, IL‑6 en TNF‑α werden gemeten volgens standaardprocedures, inclusief equilibratie van reagentia, toevoeging van monsters, incubatie, wassen, toevoeging van conjugaat en substraat, beëindiging van de reactie, meting van de optische dichtheid en berekening van de concentratie op basis van een standaardcurve. De optische dichtheid werd afgelezen bij 450 nm met een microplatelezer, en cytokineconcentraties werden berekend aan de hand van standaardcurves.
Detectie van de belangrijkste regulerende eiwitten in het netvlies en de colon via WB-analyse
Drie onafhankelijke biologische replica's werden uitgevoerd op een enkel membraan en sequentieel gesondeerd op doeleiwitten. Alle replica's waren afkomstig van een enkele cohort dieren die gelijktijdig waren geofferd. Wanneer het molecuulgewicht van een doeleiwit te dicht bij dat van GAPDH lag (<5 kDa verschil), werden deze op onafhankelijke membranen geanalyseerd om signaaloverlap te voorkomen. Elk membraan werd uitsluitend gesondeerd op óf het doeleiwit óf GAPDH om een nauwkeurige kwantificering te garanderen. De volgende primaire antilichamen werden gebruikt: GAPDH polyclonaal antilichaam (1:5000), CMKLR1 polyclonaal antilichaam (1:1000), Wnt5a polyclonaal antilichaam (1:1000), TP53 polyclonaal antilichaam (1:1000), AP-1 monoklonaal antilichaam (1:5000) en PPAR gamma (PPAR-γ) polyclonaal antilichaam (1:1000). Totale eiwitten werden verkregen door cellysis gevolgd door centrifugatie. Eiwitconcentraties werden bepaald met de BCA-assay. De geëxtraheerde eiwitten werden gescheiden via SDS-PAGE met een scheidingsgel van 12% en vervolgens overgebracht op membranen. De membranen werden geblokkeerd in TBST met 5% vetvrije melk en overnacht bij 4 °C geïncubeerd met de juiste primaire antilichamen. Na het wassen werden de membranen geïncubeerd met HRP-geconjugeerde anti-konijn of anti-muis secundaire antilichamen bij een verdunning van 1:10.000. Tot slot werden de eiwitbanden gevisualiseerd en geanalyseerd via chemiluminescentie-imaging. Tijdens de visualisatie en gegevensverwerking werden de blots horizontaal bijgesneden om irrelevante molecuulgewichtregio's te verwijderen, waarbij alle monsterbanen werden behouden zonder verwijdering van de gebieden tussen de banen. Er kan lichte vervorming van de randen optreden tijdens het bijsnijden om irrelevante gelregio's te verwijderen.
Detectie van darmmicrobiota door middel van 16S rDNA-sequencinganalyse
Verse fecesmonsters werden van elke muis verzameld voorafgaand aan de terminale procedures. Muizen werden individueel gedurende 10–15 min in steriele kooien geplaatst om spontane defecatie mogelijk te maken. Fecespellets werden onmiddellijk met steriele pincetten verzameld, overgebracht naar steriele 1,5 mL buisjes, snel bevroren in vloeibare stikstof en bewaard bij -80 °C tot de DNA-extractie. Alle procedures werden onder steriele omstandigheden uitgevoerd om kruiscontaminatie te minimaliseren. Het interval tussen defecatie en invriezen werd beperkt tot 10 min om de microbiële integriteit te waarborgen. De fecale genomische DNA (gDNA)-monsters werden gezuiverd met de Fecal gDNA extraction kit, gevolgd door amplificatie van het volledige 16S rDNA-gen via de polymerasekettingreactie (PCR) met de universele primers 8F (5’-AGAGTTTGATCATGGCTCAG-3’) en 1492R (5’-CGGTTACCTTGTTACGACTT-3’). De PCR-producten werden vervolgens geanalyseerd via agarosegelelektroforese, gezuiverd en gekwantificeerd voor verdere toepassingen. High-throughput sequencing werd uitgevoerd op de Nanopore GridION sequencer. Het proces van data-analyse omvatte basecalling, kwaliteitscontrole van de data, soortannotatie, constructie van fylogenetische bomen, community-analyse, Alpha- en Beta-diversiteitsanalyse, analyse van differentieel abundante soorten en voorspelling van de communityfunctie. Tijdens de analyse werden diverse tools en databases gebruikt, zoals NanoFilt, Usearch, de programmeertaal R, Python en de SILVA-database.
Correlatieanalyse van de darm-retina-as met systemische inflammatie en microbiota van de darmen op meerdere niveaus
Om de potentiële associaties tussen de darmmicrobiota op verschillende niveaus en serum-inflammatoire cytokinen en belangrijke regulatoire eiwitten te onderzoeken, is een correlatieanalyse uitgevoerd met behulp van het Luoning Bio-Cloud platform. In eerste instantie werden de abundantiegegevens van soorten op het niveau van koninkrijk, stam, klasse, orde, familie, genus en soort geëxtraheerd uit de sequeneringsresultaten. Fysisch-chemische factoren, waaronder serum-inflammatoire cytokinen en eiwitexpressieniveaus, werden samengesteld in een bestand met omgevingsfactoren. Om de betrouwbaarheid en visualisatie van de correlaties te waarborgen, werden de gegevens genormaliseerd om de schaalverschillen tussen microbiële abundantie en klinische meeteenheden te elimineren. De correlatiecoëfficiënten (R-waarden) en de bijbehorende significantieniveaus (P-waarden) werden berekend. De resultaten werden gevisualiseerd met een correlatie-heatmap, waarbij kleurgradiënten de sterkte en richting van de correlatie aangeven (rood staat voor een positieve correlatie, blauw voor een negatieve correlatie) en sterretjes (**) de statistische significantie aangeven (P < 0,01).
Statistische methoden
Alle statistische analyses en visualisaties zijn uitgevoerd met GraphPad Prism. De t-test om gemiddelden te vergelijken werd toegepast op gegevens die voldeden aan een normale verdeling. In gevallen waarin de gegevens afweken van normaliteit, werd de Kruskal-Wallis-test gebruikt. Voor de relaties tussen variabelen werd de correlatie van Spearman of Pearson berekend. Alle statistische tests zijn tweezijdig uitgevoerd, waarbij de statistische significantie is vastgesteld op 0,05.