Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een microfluïdisch platform voor het bestuderen van de rollen van mechanische compressie bij tumor-immuuncelinteracties in een 3D extracellulaire matrix

121 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/72929

⸱

28 augustus 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Cornell University, 2Department of Biological and Environmental Engineering, Cornell University, 3Translational Science and Therapeutics Division, Fred Hutchinson Cancer Center, 4Department of Pathology, Albert Einstein College of Medicine

In dit artikel

Samenvatting

Wij presenteren een protocol voor het gebruik van een microfluïdisch platform om tumor-immuuninteracties in een driedimensionale (3D) omgeving te modelleren. Onze resultaten toonden aan dat Natural Killer (NK)-cellen hun anti-tumoractiviteit behielden onder mechanische compressie.

Samenvatting

Mechanische krachten hebben een aanzienlijke invloed op het vermogen van immuuncellen om tumorcellen te doden in de context van celgebaseerde immunotherapie. Om tumorcellen te doden, moeten immuuncellen krachten uitoefenen op de doelcel en een immuunsynaps vormen, waarlangs cytotoxische moleculen — waaronder granzyme B — worden afgeleverd. Ondanks het belang hiervan is het nog onvoldoende bekend hoe mechanische signalen kunnen worden benut om immuun-gemedieerde doding te verbeteren. Deze kennishiaat is mede te wijten aan het gebrek aan instrumenten die in staat zijn om goed gecontroleerde mechanische stress toe te dienen aan celculturen in een fysiologisch realistische omgeving. Hier beschrijven we een microfluïdisch compressieapparaat dat statische of dynamische compressie kan uitoefenen op tumorsferoïden ingebed in extracellulaire matrix (ECM), terwijl real-time imaging van tumor-immuuninteracties via optische microscopie mogelijk wordt gemaakt.

Het microfluïdische platform bestaat uit 12 compartimenten (6 controle- en 6 functionele compartimenten). Elk compartiment bevat een celkamer die direct onder de drukregeleenheid is geplaatst. Sferoïden ingebed in ECM worden in de celkamer geplaatst. Met behulp van dit platform hebben we de dodingsefficiëntie van Natural Killer (NK)-cellen tegen borsttumorsferoïden (MCF-7) onder gedefinieerde mechanische compressie onderzocht. De resultaten toonden aan dat NK-cellen de primaire drijvers bleven van de dood van tumorsferoïden, ongeacht de mechanische compressie in 1,5 mg/mL collageen. Dit suggereert dat NK-cellen hun antitumoractiviteit kunnen behouden onder compressiestress. Deze bevindingen tonen het nut van dit platform aan voor het onderzoeken van de rol van mechanische krachten bij tumor-immuuninteracties. Lopende studies identificeren de moleculaire mechanismen die immuuncellen in staat stellen zich aan te passen aan compressiestress. Inzichten die uit deze studies worden verkregen, kunnen een veelbelovende therapeutische weg ontsluiten.

Inleiding

Celgebaseerde kankerimmunotherapie is een therapeutische benadering waarbij immuuncellen worden gebruikt om kankercellen te targeten1. Deze strategie heeft een opmerkelijk succes aangetoond bij de behandeling van bloedkankers2,3,4. Echter is het succesniveau dat bij bloedkankers is waargenomen, nog niet volledig vertaald naar de behandeling van solide tumoren5,6,7. Een belangrijke reden voor deze beperking is de immunosuppressieve tumor-micro-omgeving (TME) die specifiek is voor solide tumoren.

De TME wordt gekenmerkt door specifieke mechanische signalen die het cellulaire gedrag kunnen reguleren. Voor een effectieve doding van tumorcellen door immuuncellen is het noodzakelijk dat deze krachten uitoefenen op doelcellen en een immuunsynaps vormen waarlangs cytotoxische moleculen worden afgeleverd8. Daarom kan inzicht in hoe mechanische krachten de functie van immuuncellen beïnvloeden, nieuwe therapeutische strategieën onthullen om de effectiviteit van celgebaseerde immunotherapieën tegen solide tumoren te verbeteren.

Een bepalend mechanisch kenmerk van de solide TME is de compressiespanning die de tumoromgeving uitoefent op de groeiende tumor9,10. Tot op heden hebben de meeste compressiestudies zich gericht op de effecten op het gedrag van tumorcellen10,11. Pas onlangs is de aandacht verschoven naar het begrijpen van hoe compressie immuuncellen binnen de TME beïnvloedt12. Bijgevolg blijven de mechanismen waarmee compressiespanning de migratie van Natural Killer (NK)-cellen, de vorming van de immuunsynaps en de cytotoxische activiteit beïnvloedt, slecht begrepen en onvoldoende gekwantificeerd. Deze lacune vormt een kritieke beperking in ons begrip van hoe mechanische signalen binnen de TME kunnen worden benut om de immuuntargeting van solide tumoren te verbeteren.

Een grote barrière bij het beantwoorden van deze vraag is het gebrek aan experimentele platforms die gecontroleerde en kwantificeerbare compressie kunnen toepassen binnen fysiologisch relevante 3D-microomgevingen, terwijl ze tegelijkertijd real-time imaging van tumor-immuuninteracties mogelijk maken. Vroege experimentele benaderingen voor het bestuderen van compressiestress hielden in dat sferoïden werden ingebed in agarosegels13. Hoewel deze methode fysieke opsluiting effectief simuleerde, werden natuurlijke interacties tussen de extracellulaire matrix (ECM) en de cellen geëlimineerd. Dolega et al. pasten osmotische druk toe om compressiestress op te wekken; sferoïden waren echter gesuspendeerd in kweekmedium en bleven daarom verstoken van ECM-interacties9. Pandey et al. gebruikten een transwell-insert en gewichten om sferoïden die in collageen waren ingebed samen te persen, wat ECM-celinteracties behield maar de hoge-resolutie imaging beperkte die nodig is om de motiliteit en cytotoxische activiteit van immuuncellen te kwantificeren14. Samen onderstrepen deze beperkingen de noodzaak voor experimentele platforms die real-time imaging mogelijk maken van de morfologische respons van cellen op compressie binnen de TME.

Hier presenteren wij een protocol voor een microfluïdisch compressieapparaat15 dat een gecontroleerde toepassing van compressiestress mogelijk maakt, terwijl fysiologisch relevante ECM-celinteracties behouden blijven en resolutie-rijke live-cell imaging van immuun-tumor-dynamiek wordt ondersteund. Het protocol bestaat uit de voorbereiding van de componenten van het apparaat (Sectie 1), de assemblage van het apparaat (Sectie 2) en de imaging van tumor-immuuninteracties (Sectie 3). Wij demonstreren de workflow met behulp van een NK-killingsassay tegen tumor-sferoïden die zijn gelabeld met green fluorescent protein (GFP). Naast deze toepassing kan het platform eenvoudig worden aangepast om de effecten van mechanische krachten op een breed scala aan celtypen en cellulaire interacties in 3D-micro-omgevingen te onderzoeken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. Voorbereiding van de componenten van het apparaat

  1. Oppervlakteactivatie van de monsterlaadkamer
    1. Plaats een masker over de monsterlaadkamer (Laag 1, L1) zodanig dat alleen de wells zijn blootgesteld.
    2. Stel de gemaskerde Laag 1 gedurende 15 s bloot aan zuurstofplasma met de hoge vermogensinstelling (45 W).
    3. Plaats Laag 1 in een Petrischaal en voer de volgende stappen uit in een biologische veiligheidskabinet.
    4. Behandel elke well gedurende 10 min met 10 µL van 1% polyethyleenimine (PEI).
    5. Verwijder het PEI uit de wells door vacuümaspiratie vanuit de vier hoeken van elke well om krassen op het glasoppervlak te voorkomen.
    6. Was de wells met 10 µL fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) en verwijder vervolgens het wasmiddel door vacuümaspiratie vanaf de zijkant.
    7. Behandel de wells gedurende 30 min met 10 µL van 0,1% glutaaraldehyde en verwijder vervolgens het glutaaraldehyde door vacuümaspiratie vanuit de hoeken.
    8. Was de wells drie keer met PBS en verwijder na elke wasbeurt het wasmiddel vanuit de hoeken.
    9. Wikkel de Petrischaal met Laag 1 in aluminiumfolie en laat deze een nacht in het biologische veiligheidskabinet staan.
  2. Sterilisatie van het metalen frame
    1. Dompel het metalen frame van 38 mm × 88 mm en de twaalf M2.5 panhead-schroeven een nacht onder in 70% ethanol.
  3. Priming van de drukregeleenheid
    1. Stel de drukregeleenheid gedurende 30 s bloot aan zuurstofplasma met de hoge vermogensinstelling (45 W).
    2. Dompel de drukregeleenheid, met de kenmerken naar beneden gericht, een nacht onder in gedeïoniseerd (DI) water om de kanalen en de kamers van de drukregeleenheid te vullen.
    3. Verwijder de drukregeleenheid de volgende dag uit het DI-water waarin deze was ondergedompeld.
    4. Vul een microfluïdisch reservoir met 50 mL DI-water.
      OPMERKING: Het microfluïdische reservoir bestaat uit een conische buis van 50 mL voorzien van een op maat gemaakt deksel met twee slangverbindingen: een pneumatische slanglijn en een vloeistoftoevoerlijn.
    5. Sluit een met lucht gevulde spuit aan op de pneumatische slanglijn.
    6. Druk langzaam de zuiger van de spuit in om het reservoir onder druk te zetten en DI-water door de vloeistoftoevoerlijn te drijven totdat de slang is gevuld en het water uit de slang begint te druppelen.
    7. Sluit de vooraf gevulde, druppelende vloeistoftoevoerlijn aan via het polycarbonaatverdeelstuk op de 1,5 mm inlaat aan de achterzijde van de drukregeleenheid.
    8. Laat de drukregeleenheid en de assemblage van het verdeelstuk 2 u aan de lucht drogen. Zodra ze volledig droog zijn, zijn de drukregeleenheid en de assemblage van het verdeelstuk gereed voor de volgende stap.

2. Het apparaat assembleren

  1. Bereiding van collageen met ingebedde cellen
    1. Verwijder het metalen frame en de schroeven uit de 70% ethanol en droog deze.
    2. Plaats in de biologische veiligheidskabinet drie microtubes van 600 µL op ijs. Label de buizen als volgt: "N" (neutralisatie), "sp" (MCF-7 sferoïden) en "sp+NK" (MCF-7 sferoïden met NK-cellen).
    3. Bereid het neutralisatiemengsel voor door 10× het benodigde volume Medium 199 (M199) en natriumhydroxide (NaOH) aan de "N"-buis toe te voegen.
    4. Overbreng het juiste volume van het M199:NaOH-mengsel naar de "sp"- en "sp+NK"-buizen om een uiteindelijke 1× concentratie te bereiken.
    5. Oogst de tumorsferoïden en centrifugeer deze bij 141 × g gedurende 3 min zodat de sferoïden naar de bodem van de buis bezinken.
      OPMERKING: Tumorsferoïden met een diameter van ongeveer 200 µm werden gegenereerd met behulp van een eerder beschreven agarose microwell-platform16. Kort samengevat werden 3 × 106 MCF-7 cellen gezaaid in een 36 × 36 agarose microwell-array bestaande uit wells van 200 µm diameter en 200 µm diepte, en vervolgens 7 dagen gekweekt om de tumorsferoïden te produceren die in de experimenten zijn gebruikt.
    6. Verwijder voorzichtig het supernatant en resuspendeer de sferoïden in 200 µL van 50:50 MCF-7/NK compleet medium (Tabel 1 en Tabel 2).
    7. Verzamel NK-cellen in een conische buis van 50 mL, centrifugeer bij 141 × g gedurende 4 min en tel de cellen.
      OPMERKING: De viabiliteit van de NK-cellen moet >85% zijn op de dag van het experiment.
    8. Resuspendeer de resulterende pellet in 200 µL compleet NK-medium.
    9. Voeg het juiste volume collageen-stockoplossing toe aan elke microcentrifugebuis.
    10. Voeg het juiste volume cel-suspensie toe aan elke buis om een eindvolume van 200 µL te verkrijgen met een concentratie van 1,5 mg/mL collageen.
      OPMERKING: De "sp"-suspensie bevat alleen tumorsferoïden, terwijl de "sp+NK"-suspensie tumorsferoïden en 1,5 × 106 NK-cellen bevat.
    11. Meng voorzichtig door te pipetteren om een gelijkmatige verdeling van cellen en collageen te garanderen en belvorming te minimaliseren.
  2. Assemblage van het apparaat en laden van cellen
    1. Plaats Laag 1 in het gedroogde metalen frame.
    2. Laad 9 µL van het collageenmengsel in elke well.
    3. Lijn de drukregeleenheid en de manifold-assemblage uit met de celkamers op Laag 1 met behulp van een microscoop.
    4. Steek de gedroogde schroeven door de manifold en in het metalen frame, waarbij de drukregeleenheid en Laag 1 tussen de manifold en het metalen frame worden vastgezet.
    5. Plaats het geassembleerde apparaat gedurende 45 min in een incubator bij 37 °C en 5% CO₂ om polymerisatie van het collageen mogelijk te maken.
    6. Voeg 50:50 MCF-7/NK compleet celkweekmedium toe via de vier mediumpoorten.

3. Beeldvorming van tumor-immuuninteracties

  1. Plaats het geassembleerde apparaat in de objecttafel-incubator die is gemonteerd op een inverted epifluorescentiemicroscoop voor live-cell imaging.
    OPMERKING: De objecttafel-incubator hield gedurende de gehele imagingperiode een temperatuur van 37 °C en een luchtvochtigheid van ongeveer 50% in stand.
  2. Plaats een secundaire behuizingsdoos over het geassembleerde apparaat om de interne omgeving gedurende de imagingperiode op 37 °C, 100% luchtvochtigheid en 5% CO₂ te houden.
  3. Verbind het apparaat met de drukregelaar met behulp van de pneumatische slang.
  4. Neem brightfield- en GFP-beelden van de tumorsferoïden voordat er compressie wordt toegepast, om de vervorming van de sferoïden na compressie te kunnen beoordelen.
  5. Pas gedurende de gehele imagingperiode een constante druk van 120 mbar toe.
    OPMERKING: De software van de drukregelaar stelt de gebruiker in staat om het drukprofiel en de grootte van de druk die tijdens het experiment wordt toegepast te definiëren. Supplementary Figure 1 bevat een schema van het drukregelsysteem.
  6. Start de time-lapse imaging door elke 10 min gedurende 18 h brightfield- en GFP-beelden te nemen.
    OPMERKING: Beelden werden genomen op het centrale Z-vlak van elke tumorsferoïde met een 20× objectief op een inverted epi-fluorescentiemicroscoop. Brightfield- en GFP-fluorescentiebeelden werden vastgelegd met belichtingstijden van respectievelijk 200.1 ms en 298.9 ms.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Voor de volgende experimenten werd een microfluïdisch compressieapparaat15 gebruikt om tumor-immuuninteracties binnen een fysiologisch relevante 3D-micro-omgeving te modelleren, waarbij gelijktijdig statische en dynamische compressies op tumorsferoïden kunnen worden uitgeoefend (Figuur 1). De componenten van het apparaat (Figuur 1A1) en de volgorde van assemblage (Figuur 1A2)...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze methode beschrijft het gebruik van een microfluïdisch compressieapparaat om de effecten van compressiestress op tumor-immuuninteracties te onderzoeken. Dit systeem is in staat om gecontroleerde mechanische compressie toe te passen op tumorsferoïden die zijn ingebed in een 3D-collageenmatrix. Het glazen substraat dat de basis van de celkamer (L1) vormt, maakt live-cell imaging met een hoge resolutie mogelijk, waardoor het platform zeer geschikt is voor studies die gericht zijn op het kwantificeren van de motiliteit, ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te melden.

Dankbetuigingen

Dit werk wordt ondersteund door een beurs van het National Cancer Institute (Grant R01CA221346), de Lance R. Collins Fellowship van het College of Engineering aan Cornell University aan FM, en het Cornell Provost’s Fund for Research Resilience aan FM. Dit werk is gedeeltelijk uitgevoerd bij de Cornell NanoScale Facility, een lid van de National Nanotechnology Coordinated Infrastructure (NNCI), die wordt ondersteund door de National Science Foundation (Grant NNCI-2025233).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1 N NaOHSigma-Aldrich797247 µL
10× M199-mediumSigma-AldrichM0650200 µL
2-mercaptoethanolThermoFisher313500100
LuchtcompressorElveflowJun-Air Model 3 compressor
Geautomatiseerde X-Y microscooptafelToegepaste Wetenschappelijke InstrumentatieMS-2000
CCD-cameraHamamatsu PhotonicsORCA-R2
foetaal runderserum (FBS)GeminiBioS11150
VloeistoftoevoerslangenEleveflowreserverol PTFE-slangen1/16 inch buitendiameter
FluorescentielichtbronExcelitas Technologies X-Cite serie 120 PC-unit
FoliumzuurSigmaF7876
GlutaraldehydeEM-wetenschappen 160190.10%
Harrick plasmareinigerHarrick PlasmaPDC-001-HPHoge vermogensinstelling (45 W)
paardenserum (HS)ThermoFisher16050-122
Inverteerde epifluorescentiemicroscoopOlympusIX8120x objectief (NA = 0,25), bediend met de Olympus CellSens-software
MaskerArtusAluminium shimstock, 10 vellenDikte is 0,0125" (0,75 mm)
MCF-7/GFP (puromycine) stabiele cellijnGenTarget IncSC050-G
Metalen frameOp maat gemaakt Op maat gemaakt 
Microfluïdisch reservoirEleveflow50 mL microfluidisch reservoir 
Microscoop OlympusCKX414x objectief              (NA = 0,1)
Myo-inositolSigmaI7508
NK-92 MIATCCCRL-2407
penicilline/streptomycineGibco 15140122
Fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) ThermoFisher 10010072
Pneumatische slangEleveflowPUR polyether transparante buisinvoer4" buitendiameter in mm
Polyethyleenimine (PEI)Sigma-AldrichP31431%
DrukregelaarElveflowOB1 NK4Bediend met de Elveflow Smart Interface-software
Type I collageen uit rattenstaart Corning35424931.3 µL van 9,6 mg/mL collagen-stockoplossing
SchroevenPhillipsM2,5 Panhead12 schroeven
ObjectiefbroedmachinePrecisieplasticOp maat gemaakt
SpuitBecton Dickinson303134Gekoppeld aan een mannelijk Luer Integral-slot naar 3/32" OD-barb van Eleveflow
α-MEM-mediumThermoFisher12561056

Referenties

  1. Cao J-Z, Zhao W, Xia X-J. Cell-based cancer immunotherapy: milestones, mechanistic insights, and emerging therapeutic directions. Acta Pharmacol Sin. 2026:https://doi.org/10.1038/s41401-026-01811-y.
  2. Yang R, Yang Y, Liu R, et al. Advances in CAR-NK cell therapy for hematological malignancies. Front Immunol. 2024;15:1414264.
  3. Neelapu SS, et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. N Engl J Med. 2017;377(26):2531-44.
  4. Sheykhhasan M, Manoochehri H, Dama P. Use of CAR T-cell for acute lymphoblastic leukemia (ALL) treatment: a review study. Cancer Gene Ther. 2022;29(8-9):1080-96.
  5. Tan S, Li D, Zhu X. Cancer immunotherapy: Pros, cons and beyond. Biomed Pharmacother. 2020;124:109821.
  6. Chen T, Wang M, Chen Y, Liu Y. Current challenges and therapeutic advances of CAR-T cell therapy for solid tumors. Cancer Cell Int. 2024;24(1):133.
  7. Peng L, et al. CAR-T and CAR-NK as cellular cancer immunotherapy for solid tumors. Cell Mol Immunol. 2024;21(10):1089-108.
  8. Basu R, et al. Cytotoxic T cells use mechanical force to potentiate target cell killing. Cell. 2016;165(1):100-10.
  9. Dolega ME, et al. Cell-like pressure sensors reveal increase of mechanical stress towards the core of multicellular spheroids under compression. Nat Commun. 2017;8(1):14056.
  10. Linke JA, Munn LL, Jain RK. Compressive stresses in cancer: characterization and implications for tumour progression and treatment. Nat Rev Cancer. 2024;24(11):768-91.
  11. Luo M, Cai G, Ho KKY, et al. Compression enhances invasive phenotype and matrix degradation of breast cancer cells via Piezo1 activation. BMC Mol Cell Biol. 2022;23(1):1.
  12. Ren T, Sun L, Zheng Y, et al. Mechanical forces and immune cells in the tumor microenvironment: from regulation mechanisms to therapeutic strategies. Int J Surg. 2025;111(8):5420-34.
  13. Helmlinger G, Netti PA, Lichtenbeld HC, Melder RJ, Jain RK. Solid stress inhibits the growth of multicellular tumor spheroids. Nat Biotechnol. 1997;15(8):778-83.
  14. Pandey M, et al. Mechanical compression regulates tumor spheroid invasion into a 3D collagen matrix. Phys Biol. 2024;21(3):036003.
  15. Suh YJ, et al. A microfluidic rheometer for tumor mechanics and invasion studies. Lab Chip. 2025;25(22):6018-32.
  16. Song W, et al. Dynamic self-organization of microwell-aggregated cellular mixtures. Soft Matter. 2016;12(26):5739-46.
  17. Pandey M, et al. Viscoelastic properties of tumor spheroids revealed by a microfluidic compression device and a modified power law model. Soft Matter. 2026;22(7):1618-29.
  18. Steff A-M, Fortin M, Arguin C, Hugo P. Detection of a decrease in green fluorescent protein fluorescence for the monitoring of cell death: An assay amenable to high-throughput screening technologies. Cytometry. 2001;45(4):237-43.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Tumor-immuuninteractiesimmuunsynapsetumorsferoïdenNatural Killer-cellenreal-time imagingoptische microscopiecollageenmatrix

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.