Compound Administration III
Bron: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Universiteit van Notre Dame, IN
Er zijn veel vaak gebruikte routes voor toedien…
Alle hier beschreven dierproeven moeten worden uitgevoerd in overeenstemming met institutionele richtlijnen voor dierenetiek en goedgekeurd door IACUC. Alle procedures moeten volgen aan de principes van de 3R's - Vervanging, Reductie en Verfijning - en moeten worden uitgevoerd door getraind personeel.
1. Intradermale toediening
- De meeste intradermale injecties zijn op water gebaseerde verbindingen. De oplossingen moeten fysiologisch worden gebufferd om een neutrale pH te hebben, om weefselnecrose op de injectieplaats te voorkomen.
- Het spoorformaat varieert van 25-27 gauge, de kleinst mogelijke.
- Het dosisbereik per injectieplaats is 50-100 µL. Het injecteren van overmatige volumes kan resulteren in necrose op de injectieplaats of lekkage van de verbinding uit de plaats als gevolg van druk.
- Voor een nauwkeurige plaatsing van de naald in de intradermale ruimte, is het noodzakelijk om zowel muizen als ratten te anesthetiseren. Inhalatieanesthesie zorgt voor een snelle inductie en herstel; injectable anesthesie heeft echter het voordeel dat het voldoende tijd biedt voor voorbereiding van het gebied en het uitvoeren van de injectie.
- Verwijder het haar op de injectieplaats door een ontharingscrème te gebruiken of door het gebied te scheren.
- Verwijder grondig alle resten van ontharingscrème of haardeeltjes.
- Breng een topisch antisepticum aan, zoals een jodiumoplossing, chloorhexidine-oplossing of alcohol.
- Toedieningsprocedures
- Span de huid strak tussen de duim en wijsvinger. Dit zorgt voor stabiliteit van de huid bij het positioneren van de naald.
- Plaats de naald met de snijrand omhoog op de huid.
- Breng de naald voorzichtig in de huid tussen de epidermis en dermis in. Breng de naald net voorbij de snijrand naar binnen.
- Injecteer de substantie langzaam. Injectie van de verbinding zal een blaasje, of kleine blaar, in de huid creëren.
- Pauzeer na de injectie om de huid te laten strekken en aanpassen voordat de naald wordt teruggetrokken.
- Voorzorgsmaatregelen
- Het terugtrekken van de plunjer is niet nodig.
- Als de naald in de onderhuidse ruimte wordt ingebracht, wordt er geen blaasje gevormd. Te diep injecteren resulteert in een onderhuidse injectie.
- Vermijd het doppen of afvegen van het gebied, omdat dit kan veroorzaken dat de verbinding uit de injectieplaats lekt.
- Bij het uitvoeren van meerdere injecties, verdeel deze zodat de blaasjes elkaar niet overlappen.
Figuur 1. Intradermale injectie bij muizen.
2. Intranasale toediening
- Uitrusting
- Gebruik een micropipetteringseenheid pipet die kan worden gekalibreerd om een nauwkeurig volume te leveren.
- Gebruik wegwerp pipettentips om kruisbesmetting te voorkomen. TB-spuiten, stompe naalden en flexibele slangen kunnen ook worden gebruikt voor dosering.
- Totale injectievolumes voor ratten mogen niet meer dan 50 µL bedragen. Voor muizen is het maximale totale volume minder dan 20 µL.
- Toediening bij bij bewustzijn zijnde dieren
- Manuele beperking bij bij bewustzijn zijnde dieren vereist dat het hoofd relatief onbeweeglijk is, zodat de pipettip of stompe naald dicht genoeg bij de neusgaten kan worden geplaatst om de verbinding te leveren, maar niet zo dicht dat de nasaalweefsel wordt geprikt of gescheurd.
- Beperk het dier en houd het in een verticale positie.
- Plaats een kleine druppel van een vloeibare verbinding bij de neusopening. Het dier zou de druppel moeten inademen.
- Breng een extra volume toe, afwisselend neusgaten totdat het hele volume is gegeven.
- Bij het toedienen van grotere volumes is het belangrijk om de borst niet te beperken tijdens de beperking. Borstcompressie belemmert het vermogen van het dier om voldoende diepe ademhalingen te nemen om de vloeistof in de bronchiën en longen te trekken.
Figuur 2. Intranasale toediening bij bij bewustzijn zijnde muizen.
- Toediening bij onbewuste dieren
- Anesthetiseer het dier met behulp van het juiste protocol voor deze procedure, omdat inhalatieanesthesie nauwkeurige timing vereist en mogelijk tijdens de levering moet worden aangepast. Het gebruik van inhalatieanesthetica zorgt voor een geïmmobiliseerd dier tijdens de nadering en levering van de verbinding. Dit elimineert de mogelijkheid dat het dier in de doseringsapparatuur bijt, het verlies van de verbinding door het schokken van het hoofd en letsel aan het neusweefsel, ogen of gezichtshuid van het dier. Het dier is ook minder geneigd om te snuiven en de verbinding uit de neusgaten te spuiten bij toediening.
- Plaats het dier in de rugligging. De houding van het hoofd beïnvloedt de plaatsing van de oplossing in de neusgaten. Er is aangetoond dat de ideale positie voor CNS-levering is met het dier in rugligging; dit zorgt voor een betere absorptie.
- Breng de helft van de verbinding direct in één zijde van de neusopening aan, gelijktijdig met inademing. Draai vervolgens het dier om.
- Zoals hierboven, breng de andere helft van het volume in de andere neusopening aan.
Soms vereisen verschillende experimentele benaderingen het gebruik van minder vaak gebruikte routes voor het toedienen van stoffen bij knaagdieren. Intradermaal, intranasaal en intracraniaal zijn drie van deze alternatieve routes die biomedische onderzoekers vandaag de dag in laboratoria gebruiken.
Zoals de naam al doet vermoeden, brengt intradermaal stoffen aan in de buitenste lagen van de dermis. Intranasaal betekent het plaatsen van de oplossing in de neusgaten van het dier. Intracraniaal houdt in dat de naald direct in de hersenen van het knaagdier wordt gestoken.
Gespecialiseerde training is essentieel om deze procedures met succes uit te voeren. Hier zullen we eerst de overwegingen voor elk van deze methoden illustreren, en vervolgens zullen we de technieken demonstreren die u helpen de procedures te leren, terwijl u de veiligheid van het dier en het succes van het experiment waarborgt.
Laten we beginnen met een discussie over wanneer deze routes worden gebruikt en wat u moet overwegen voordat u begint met het uitvoeren van deze gespecialiseerde toedieningstechnieken.
Intradermale injecties worden gebruikt om een artikel in de ruimte tussen de epidermis en de dermis af te geven.
Deze route wordt meestal gereserveerd voor de beoordeling van ontstekingen, diagnostische tests van de huidbloedstroom of allergene reacties op een antigeen.
Net als bij andere routes, moet de intradermale oplossing ook worden bereid volgens de steriele techniek. En het moet fysiologisch worden gebufferd tot een neutrale pH om weefselnecrose op de injectieplaats te voorkomen.
Een hub-less systeem met een 25-27-gauge naald wordt vaak gebruikt voor deze injectie, of volgens institutionele richtlijnen.
Dit systeem helpt bij het behoud van het volume van toediening, dat in het bereik van 50-100 microliters per injectieplaats ligt, of volgens institutionele richtlijnen. Injecteren van overtollig kan resulteren in necrose of ongewenste lekkage van de verbinding door druk.
De intranasale route wordt vaak gekozen voor lokale toediening van vaccins of ontsmettende spray, evenals voor systemische en centrale zenuwstelselstelsel of CZS-toediening.
Het slijmvlies dat de neusholte bekleedt, heeft een rijke toevoer van bloedvaten en zenuwen die snelle systemische absorptie en directe targeting naar het CZS mogelijk maken.
Dit is een niet-invasieve methode die minimale training en vaardigheid vereist, en eenvoudige apparatuur - een gekalibreerd micropipet en enkele wegwerptips.
De toedieningsvolumes voor ratten mogen niet meer dan 50 microliters bedragen. En voor muizen is het maximale totale volume minder dan 20 microliters.
Hoewel anesthesie niet vereist is voor deze procedure, heeft het enkele voordelen boven intranasale toediening bij bij bewustzijn zijnde dieren 1) het vergemakkelijkt de juiste plaatsing van de verbinding bij de neusgaten, waardoor nauwkeurige dosering wordt gegarandeerd 2) elimineert de mogelijkheid dat het dier de doseringsapparatuur bijt 3) zorgt ervoor dat er geen verwondingen zijn aan de nasale weefsels, ogen of gezichtshuid van het dier als gevolg van hoofdschok, en 4) het dier is minder geneigd om te snuiven en de verbinding uit de neusgaten te spuiten na toediening.
Intracraniale injecties bij volwassen muizen en ratten maken gebruik van stereotactische apparatuur, die wordt beschreven in een video in de verzameling 'Essentials of Neuroscience'. De apparatuur zorgt voor de juiste positionering en de juiste diepte van injectie.
Hier zullen we ons concentreren op intracraniale toediening bij neonatale muizen en ratten, bij wie de schedel dun genoeg is om direct doorheen te injecteren, en mogelijk te kwetsbaar om het stereotactische apparaat te ondersteunen.
De primaire doelen van deze techniek zijn om CZS-farmacologische agentia direct in het CZS te brengen en de effecten te vermijden die via een systemische route worden aangetroffen.
Injectiecoördinaten moeten worden gevalideerd voor de doelstructuur, soort, leeftijd en lichaamsgrootte, en moeten overeenkomen met het goedgekeurde protocol of de stereotactische/neonatale atlasmethode die door het laboratorium wordt gebruikt.
Met deze achtergrondinformatie in gedachten, laten we ons verdiepen in de procedures van deze injectiemethoden.
Eerst komt de intradermale toedieningstechniek. Deze procedure moet worden uitgevoerd bij geanesthetiseerde dieren.
Bekijk een andere video in deze verzameling om de procedures voor anesthesie-inductie en -onderhoud te begrijpen.
Zodra het dier is geanesthetiseerd, scheer het injectieplaatsje met een elektrische scheerapparaat of een ontharingscreme. Verwijder met een met water bevochtigde gaaswond grondig het achtergebleven haar van de plaats.
Breng vervolgens met een ander gaaspad een topische antisepticum oplossing aan op het geschoren gebied.
Stabiliseer voor de toediening eerst de huid op de injectieplaats door deze tussen uw duim en wijsvinger uit te rekken.
Gebruik een voor het soort geschikte naald en het kleinst mogelijke intradermale volume.
Plaats nu de naaldbevel omhoog op de huid en steek deze voorzichtig in net voorbij de bevel zodat de opening tussen de epidermis en de dermis lagen ligt.
Injecteer vervolgens langzaam en merk op dat het een blaasje in de huid creëert. Als de naald te diep is ingebracht, wordt er geen blaasje gevormd.
Pauzeer na het injecteren om de huid te laten strekken en aanpassen, en trek vervolgens de naald langzaam terug. Trek op geen enkel moment terug aan de plunjer, omdat u anders weefsel zou opzuigen en trauma op de injectieplaats veroorzaken.
Veeg of dep ook niet op de injectieplaats, omdat dit kan leiden tot lekkage van de geïnjecteerde stof. Wanneer u meerdere injecties uitvoert, zorg er dan voor dat u ze voldoende uit elkaar plaatst, zodat de blaasjes elkaar niet overlappen.
Laten we vervolgens de intranasale toedieningsprocedure leren bij bewuste en geanesthetiseerde dieren.
Voor wakkere dieren, houd ze vast door de huid bij de nek vast te grijpen en houd het dier vervolgens in een verticale positie met zijn hoofd geïmmobiliseerd.
Pas op dat u de borst niet beperkt, omdat dit de mogelijkheid van het dier om voldoende diepe ademhalingen te nemen om de vloeistof
View the full transcript and gain access to JoVE Science Education videos
Q1: When is intradermal injection used in rodent research?
Intradermal injection delivers compounds into the space between the epidermis and dermis layers. This route is typically used to assess inflammation, measure cutaneous blood flow, or evaluate allergenic reactions to antigens. The procedure requires anesthesia and specialized training to ensure accurate placement and minimize tissue damage at the injection site.
Q2: What are the key advantages of intranasal administration in laboratory animals?
Intranasal administration is non-invasive and requires minimal training and simple equipment like a calibrated micropipette. The nasal mucosa's rich blood vessel and nerve supply enables rapid systemic absorption and direct central nervous system targeting. This route is commonly used for vaccine delivery and local decongestant applications in rodents.
Q3: Why is anesthesia recommended for intranasal dosing in conscious rodents?
Anesthesia during intranasal administration ensures proper compound placement at the nares for accurate dosing, prevents animals from biting equipment, and eliminates head jerking that could injure nasal tissue or eyes. Anesthesia also reduces the likelihood of the animal snorting and spraying the compound from the nares upon administration.
Q4: What volume limits apply to intranasal administration in different rodent species?
For rats, intranasal administration should not exceed 50 microliters per administration. For mice, the maximum total volume is less than 20 microliters. These volume restrictions prevent complications and ensure compliance with institutional guidelines and IACUC-approved protocols for safe compound delivery.
Q5: How is needle depth controlled during neonatal intracranial injection?
A needle guard is created by measuring the correct needle against its cap, marking the desired length, and cutting the cap with a razor blade to produce a clean, level cut. This custom depth-control device is prepared aseptically and ensures the needle penetrates only to the validated depth appropriate for the target brain structure and animal age.
Q6: What preparation steps are essential before intradermal injection in rodents?
The injection site must be shaved using an electric razor or depilatory cream, then thoroughly cleaned with water-dampened gauze to remove lingering hair. A topical antiseptic solution is applied to the shaved area. The skin is stabilized by stretching it between thumb and index finger before needle insertion to ensure accurate bleb formation.
Q7: Why is a separate needle used to draw test articles for intracranial injection?
A separate needle is used to draw the test article because insertion into the stopper significantly dulls fine-gauge needles, which compromises injection quality. Using a fresh needle for intracranial administration preserves needle sharpness and ensures precise, trauma-free delivery directly into the neonatal rodent brain.