Name: Live-Imaging van dicht-core Blaasjes in het jeugdwerk Gekweekte hippocampale neuronen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-05-29T00:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 45 s
Description: Leer live-imaging van dicht-core blaasjes in gekweekte hippocampale neuronen met brede-veld fluorescentiemicroscopie. Deze methode ondersteunt onderzoek naar organeltransportdynamica in de neurowetenschap.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wij danken Harald Hutter en Helena Decker voor hun zorgvuldige lezing van dit manuscript. We danken ook Reg Sidhu van Leica Microsystems voor zijn technische expertise. Dit onderzoek werd ondersteund door de National Sciences and Engineering Council of Canada, Award # 327100-06, en de Simon Fraser University faculteit Bètawetenschappen.

Deel 1: Transfectie van neuronen met behulp van Lipofectamine 2000 (Invitrogen) Apparatuur set-up: Rat of muis hippocampale neuronen worden gekweekt volgens de Kaech en Banker, 2006 [4]. De typische celdichtheid gebruikt voor transfecties is 250.000 cells/6-cm gerecht. Benodigde reagentia en apparatuur zijn 50 mM kynurenic zuur, regelmatig benchtop buis houder, een benchtop koeler (best om Lipofectamine reagens koud te houden), Lipofectamine reagens, MEM, microfugebuizen buizen, micropipetters, en steriele pincet. Procedure: <ol><li> Voor elke transfectie label twee 1,5 ml buisjes, een op het plasmide DNA, een aan de transfectiereagens bevatten bevatten. De volgende incubaties kan gaan bij kamertemperatuur. <ol><li> Combineer 1,0 ug van plasmide DNA met 100 ul MEM in een buis (zonder supplementen van elk type, MEM hoeft niet de temperatuur van de pH in evenwicht zijn). </li><li> Combineer 6,0 pi Lipofectamine met 100 pi MEM in de andere 1,5 mL buis. <ol><li> Geen aanpassingen voor dubbele transfecties nodig zijn, hoewel de Lipofectamine: DNA-ratio zal worden gehalveerd in dergelijke gevallen. De verhouding van Lipofectamine: DNA is nog binnen de suggestie van de fabrikant. Het beste is om 0.5-1.0 microgram test voor elke plasmide voor een optimale expressie. </li><li> Voor het behoud van de houdbaarheid van de Lipofectamine reagens, moet worden verwijderd uit de koelkast zo kort mogelijke tijd en geplaatst in een benchtop koeler wanneer niet in gebruik. Totale tijd uit de koelkast moet worden tot een minimum beperkt. </li></ol></li></ol></li><li> Incubeer de buizen gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur. </li><li> Breng de DNA-in-MEM-oplossing in de lipide buis, en meng met een pipet, dan incubeer gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur. </li><li> Na 25 minuten, voordat flipping dekglaasjes, voeg 60 ul van 50 mM kynurenic zuur om excitoxic schade aan de schotel van gekweekte neuronen te minimaliseren. <ol><li> Zorgvuldig flip coverslips voeten-side-up met steriele pincet, en regelen zodat ze elkaar niet overlappen. Wees voorzichtig dat u de neuron gecoate oppervlak van het dekglaasje of de glia-gecoate oppervlak van de schaal te schrapen. </li></ol></li><li> Duurt ongeveer 0,5 ml van medium uit de 6-cm schotel en voorzichtig met DNA mix in tube, weer over de DNA-oplossing om de schotel te druppelen gelijkmatig op het oppervlak van het medium. </li><li> Geen krul, maar schuif schotel heen en weer in een richting, dan stoppen en herhalen in loodrechte richting gelijkmatig te verdelen van de DNA-Lipofectamine complexen. Incubeer gedurende 90 minuten in de weefselkweek incubator (37 ° C, 5% CO 2). </li><li> Flip coverslips voeten-side-down, en leg zodat ze elkaar niet overlappen. Laat uitdrukking om door te gaan voor de gewenste tijd, meestal &#39;s nachts tot 48 uur. </li></ol> Deel 2: Leef beeldvorming van GFP-gelabelde dense-core blaasjes in gekweekte hippocampale neuronen Apparatuur set-up: <ol><li> Beeldvorming van levende cellen is een fluorescentiemicroscoop uitgerust met een CCD-camera, we gebruiken een Leica DMI 6000B omgekeerde microscoop uitgerust met de Leica variabele, TL-lamp. Ook verplicht is een imaging kamer met temperatuur-controller en een objectieve verwarming. We maken gebruik van de Warner Instruments RC-21BR aangepast voor een 18-mm dekglaasje naast een platform verwarming (cat. # PH2) en temperatuur controller (cat. # TC324B). De kamer bevat geen open poorten, een wijziging die kunnen worden opgenomen bij het bestellen van de kamer. Een objectieve verwarming wordt ten zeerste aanbevolen om de temperatuur van het dekglaasje te behouden en het minimaliseren van veranderingen in focus als gevolg van temperatuurschommelingen. Beelden worden verworven met een Hamamatsu Orca-ER met behulp van Metamorph (Molecular Devices) software met inbegrip van de &#39;streaming&#39; mode van de overname drop-in. Opmerking-We maken geen gebruik van een klimaatkamer die de hele microscoop omsluit. Deze toevoeging is duur en niet noodzakelijk voor de korte termijn imaging hier beschreven. </li><li> Andere apparatuur en reagentia omvatten vers bereide live-imaging medium (1X Hanks met Ca 2 + en Mg 2 +, 0,6% glucose en 10 mM HEPES), extra 18-mm glas dekglaasjes, steriel pincet, niet-steriel pincet, Kimwipes, vacuüm vet , en een spuit (zonder naald, of met aangepaste wide-naald) waarmee vet van toepassing zijn. </li></ol> Procedure: <ol><li> Bereid deze live-imaging medium (1X Hanks met Ca 2 + en Mg 2 +, 0,6% glucose en 10 mM HEPES). We meestal voor te bereiden 50mls op een tijdstip en bewaar bij 4 ° C wanneer niet in gebruik. Het is het beste om voldoende voor te bereiden op niet meer dan een week op een moment. Ongeveer 5-10 ml worden gebruikt per gerecht van neuronen. </li><li> Start microscoop, camera, tl-lamp, en beeldacquisitie software. Ook zet de stroom naar de kamer platform en objectieve kachels. </li><li> De voorbereiding van de voorstelleng kamer. <ol><li> De Warner kamer is voorzien van een Teflon te voegen voor de montage van dekglaasjes. Voor het gemak van manipulatie, het etiket de ene kant van de insert &quot;top&quot; met een permanent marker. </li><li> Breng een ring van vet aan op de groef rond het gat in de zijkant van de kamer met het label &quot;top&quot;. Vermijd het gebruik van teveel omdat het de kamer in te voeren en verminderen de waarneembare omgeving. </li><li> Met behulp van een tang, voeg een schone, ongebruikte 18-cm dekglaasje naar de &quot;top&quot; kant van de kamer, druk zachtjes op de dekglaasje op de randen om een ​​goede afdichting in de uitgespaarde gleuf van de kamer te creëren. </li><li> Draai de kamer op en breng een soortgelijke ring van vet aan op de groef aan de andere (onder) kant van de kamer. </li><li> Plaats de voorbereide kamer-bottom up-side op het deksel van een 50-mL buis, dat is een ideale kamer houder. </li><li> Voeg 750 ul van imaging medium naar de kamer. Dit is een te grote hoeveelheid, maar het vet moet het medium te voorkomen dat morsen over en het overschot zal helpen voorkomen dat bellen van vast komen te zitten wanneer de cel bedekte dekglaasje wordt toegepast. </li><li> Handhaaf de voorbereide kamer in de weefselkweek incubator totdat het nodig is. Langdurig incubaties, moet ~ 1 uur worden vermeden omdat de beeldvorming medium zal verdampen en verandering in samenstelling. </li></ol></li><li> Voer de laatste kamer assemblage en live cell imaging. <ol><li> Verplaats de voorbereide kamer en een schotel van getransfecteerd dekglaasjes van de incubator van de weefselkweek kap. </li><li> De laatste kamer assemblage moeten snel worden uitgevoerd om ervoor te zorgen de cellen blijven ondergedompeld in middelgrote en bij 37 ° C continu. </li><li> Met behulp van steriele pincet voorzichtig een dekglaasje te verwijderen uit de getransfecteerde schotel, tegen de rand van het dekglaasje een Kimwipe om weg te trekken groeimedium. </li><li> Plaats het dekglaasje neuron-side-down op de voorbereide kamer. Raak de ene kant van het dekglaasje om het vet eerste en brengen druk aan rond de randen om het dekglaasje flat te brengen zonder luchtbellen trapping. Overtollig imaging medium zal morsen zoals verwacht. </li><li> Veeg overtollige beeldvorming medium, maar wees voorzichtig dat u de dekglaasjes slide uit positie. </li><li> Verplaats de kamer om de voorverwarmde platform verwarming en zet de kamer op zijn plaats. </li><li> Breng de kamer op het podium. </li><li> Te verminderen photobleaching en photoxicity, stelt u de lamp aan het minimumbedrag van de intensiteit nodig is om getransfecteerde cellen te vinden. </li><li> Zoek een cel van belang met een lage vergroting olie doelstelling (40X). Het is goed vast te houden aan een geplande zoekpatroon tot maximale dekglaasje dekking te verzekeren en om overbodige imago overnames, bijvoorbeeld, links bovenaan dekglaasje, het scannen op en neer te werken aan de rechterkant te vermijden. </li><li> Schakel over naar een hoge vergrotingsfactor olie objectief (60-100x) eenmaal een gewenste veld is gevestigd. </li><li> Gebruik &quot;stroom overname&quot; of vergelijkbare functie van uw imaging software om een ​​video van fluorescent gelabelde eiwitten dynamiek vast te leggen. </li><li> Neem een ​​fase image en eventuele andere begeleidende beelden (bijv. oplosbaar GFP) voor latere analyse en presentatie. </li><li> Bewaar alle beelden voor het verkennen van de dekglaasje verder en het opnemen van de volgende video. </li><li> Typisch 3-5 video&#39;s uit een dekglaasje wordt als succesvol beschouwd. Fototoxiciteit en de algemene gezondheid van de cellen moet in gedachten worden gehouden als het vervoer wordt verminderd in beschadigde cellen. Gezondheid van de cellen kan worden gecontroleerd door observatie met behulp van fase microscopie. Typisch opnames worden uitgevoerd voor ongeveer 30 minuten per dekglaasje aan. </li></ol></li></ol> Deel 3: representatieve resultaten: Live-cell imaging waarnemingen meestal bestaan ​​uit video&#39;s (ook bekend als &quot;stacks&quot; van de beelden) dat het verkeer van fluorescent-gelabelde organellen geven binnen het gezichtsveld (figuur 1A). Begeleidende elke video zijn vaak ondersteunende beelden die richting van het gezichtsveld te illustreren met betrekking tot het cellichaam, het niveau van eiwitexpressie en / of de gezondheid van de cel. Video&#39;s van transport kan worden onderworpen aan kwantitatieve analyse door transformatie naar kymographs (Figuur 1B). Kymographs zijn beelden die deeltjes beweging illustreren aan de lijn naast elkaar scans waar elk tijdstip wordt voorgesteld door een kolom in de kymograaf. Figuur 2 laat zien hoe twee deeltjes bewegen in tegengestelde richting zijn vertegenwoordigd in een kymograaf. Verdere analyse van kymographs kan informatie verstrekken over de deeltjes flux, snelheid, oplage, omkeringen, en stilstaande deeltjes. <img src="/files/ftp_upload/1144/fig1.jpg" alt="" /> Figuur 1. Vertegenwoordiger live cell imaging Opmerkingen. (A) Geselecteerde beelden uit een video van mCherry-tagged weefsel plasminogeen activator (TPA) transport. Individuele deeltjes bewegen in de anterograde (groene pijlen) en de retrograde (rode pijlen) richtingen worden aangegeven. (B) Kymographs illustreren TPA-mCherry beweging in deaxon. Horizontale lijnen in kymographs vertegenwoordigen stilstaande objecten, terwijl diagonale lijnen staan ​​voor organellen af ​​te stappen van (positieve helling) of in de richting van (negatieve helling) van de cel lichaam. De lange groene en rode pijlen geven de pistes die overeenkomt met de deeltjes in (A). Veranderingen in het vervoer als gevolg van de microtubuli depolymerizing reagens, nocodazole, is ook geïllustreerd met een kymograaf. Let op de vermindering van de bewegende organellen door het ontbreken van diagonale lijnen.

<ol><li>Kulic, I. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+microtubule+movement+in+bidirectional+organelle+transport%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">The role of microtubule movement in bidirectional organelle transport.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (29), 10011-10016 (2008).</li>
<li>Jacobson, C., Schnapp, B., Banker, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+change+in+the+selective+translocation+of+the+Kinesin-1+motor+domain+marks+the+initial+specification+of+the+axon%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">A change in the selective translocation of the Kinesin-1 motor domain marks the initial specification of the axon.</a> Neuron. 49 (6), 797-804 (2006).</li>
<li>Barkus, R. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+an+Axonal+Kinesin-3+Motor+for+Fast+Anterograde+Vesicle+Transport+that+Facilitates+Retrograde+Transport+of+Neuropeptides%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Biol+Cell%22%5BJournal%5D)">Identification of an Axonal Kinesin-3 Motor for Fast Anterograde Vesicle Transport that Facilitates Retrograde Transport of Neuropeptides.</a> Mol Biol Cell. 19 (1), 274-283 (2008).</li>
<li>Kaech, S., Banker, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Culturing+hippocampal+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Culturing hippocampal neurons.</a> Nat Protoc. 1 (5), 2406-2415 (2006).</li>
</ol>

Live-cell imaging is een uitdagende, maar krachtige techniek voor de directe waarneming van organel transport in gekweekte neuronen. Problemen kunnen ontstaan ​​stroomopwaarts van de procedure met een slechte gezondheid neuron te wijten aan de cultuur complicaties. Daarom moeten cel gezondheid (voor voorbeelden zie ref. 4) worden beoordeeld voor en na transfectie door het observeren van de dekglaasjes terwijl in groeimedium met behulp van een weefselkweek lichtmicroscoop. Het proces van de overdracht van neuron-bevatten...

A correction was made to <a href="http://www.jove.com/details.php?ID=1144">Live Imaging of Dense-core Vesicles in Primary Cultured Hippocampal Neurons</a>. There was an error in the author's name. The author name was corrected to include a middle initial as follows:

David M. Kwinter, Michael A. Silverman

instead of:

David Kwinter, Michael Silverman.

A correction to author names has been made for article Live Imaging of Dense-core Vesicles in Primary Cultured Hippocampal Neurons.

Erratum: Live Imaging of Dense-core Vesicles in Primary Cultured Hippocampal Neurons.

<table><tbody><tr><td>MEM-Eagle met Earle-zouten en L-glutamine</td><td>Reagens</td><td>Mediatech, Inc.</td><td>10-010-CV</td><td></td></tr><tr><td>Lipofectamine 2000</td><td>Reagens</td><td>Invitrogen</td><td>11668-027</td><td>Transfectiereagens</td></tr><tr><td>10X Hanks met Ca2+ en Mg2+</td><td>Reagens</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>14185-052</td><td>Medium voor live-imaging</td></tr><tr><td>1M HEPES</td><td>Reagens</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>15630-130</td><td>Medium voor live-imaging</td></tr></tbody></table>

live-imaging van dicht-core blaasjes in het jeugdwerk gekweekte hippocampale neuronen

Live Imaging of Dense-core Vesicles in Primary Cultured Hippocampal Neurons

Observeren en karakteriseren van dynamische cellulaire processen kan belangrijke informatie opleveren over cellulaire activiteit die niet kan worden verkregen uit statische afbeeldingen. Vital fluorescerende probes, in het bijzonder groen fluorescerend eiwit (GFP) hebben een revolutie teweeggebracht in de celbiologie die voortvloeien uit de mogelijkheid om specifieke intracellulaire compartimenten en cellulaire structuren label. Zo hebben de live beeldvorming van GFP (en de spectrale varianten) hersenspinsels toegestaan ​​voor een dynamische analyse van het cytoskelet, organellen transport, en membraan dynamiek in een veelheid van organismen en celtypes [1-3]. Hoewel de live-imaging is geworden gangbaar, deze aanpak brengt nog veel technische uitdagingen, met name in de eerste gekweekte neuronen. Een uitdaging is de uitdrukking van GFP-gemerkte eiwitten in de post-mitotische neuronen, de andere is de mogelijkheid om fluorescerende beelden vast te leggen terwijl het minimaliseren van fototoxiciteit, fotobleken, en onderhouden van de algemene gezondheid van de cellen. Hier hebben we een protocol dat een lipide-gebaseerde transfectie methode die een relatief lage transfectie tarief (~ 0,5%) geeft een beschrijving, maar is ideaal voor de beeldvorming van volledig gepolariseerd neuronen. Een lage transfectie zijn essentieel, zodat een axonen en dendrieten kan worden gekenmerkt als hun oriëntatie op de cel lichaam gerichtheid van het vervoer, dat wil zeggen, anterograde v. retrograde te bevestigen. Onze benadering van beeldvorming GFP uiten van neuronen is gebaseerd op een standaard wide-field fluorescentiemicroscoop uitgerust met een CCD-camera, beeld software voor het vastleggen, en een verwarmd imaging kamer. We hebben belicht een breed scala van organellen of structuren, bijvoorbeeld, dichte-core vesicles, mitochondria, de groei kegels, en actine zonder speciale lenzen of excitatie andere eisen dan een TL-lichtbron. Bovendien kunnen spectraal-onderscheiden, fluorescent gelabelde eiwitten, bijvoorbeeld GFP en DsRed-gemerkte eiwitten, gevisualiseerd in de buurt gelijktijdig mee te vervoeren of andere gecoördineerde cellulaire gebeurtenissen karakteriseren. De imaging benadering hier beschreven is flexibel voor een verscheidenheid aan grafische toepassingen en kan worden vastgesteld door een laboratorium voor relatief weinig kosten mits een microscoop beschikbaar is.

Live-cell imaging is met name van nut bij het bestuderen van de dynamiek van organel mensenhandel. Hier beschrijven we een protocol voor live beeldvorming van dense-core blaasjes in gekweekte neuronen met behulp van wide-field fluorescentie microscopie. Dit protocol is flexibel en kan worden aangepast aan image andere organellen, zoals mitochondriën, endosomen, en peroxisomen.

Live-Imaging van dicht-core Blaasjes in het jeugdwerk Gekweekte hippocampale neuronen

Het observeren en karakteriseren van dynamische cellulaire processen kan belangrijke informatie opleveren over de cellulaire activiteit die niet uit statische beelden verkregen kan worden.

Live-cell imaging is bijzonder nuttig bij het bestuderen van de dynamiek van organeltransport. Deze video belicht een procedure die wordt gebruikt om dense core vesicles in gekweekte hippocampale neuronen in beeld te brengen. Transfectiecomplexen worden eerst verkregen door DMEM-medium en het lipectomy-transfectiereagens te mengen.Aangezien hippocampale neuronen worden gekweekt op omgekeerde dekglasplaatjes tegenover een gliale monolaag, moeten deze dekglasplaatjes worden omgedraaid om ze bloot te stellen aan het transfectiereagens. Nadat er voldoende tijd is gegeven voor de expressie van GFP-getagde dense core viscal proteins, wordt er een beeldkamer geconstrueerd. De beeldvorming van dense core ICALs in gekweekte neuronen kan worden uitgevoerd met behulp van wide-field fluorescentiemicroscopie.Dit protocol is flexibel en kan worden aangepast voor het afbeelden van andere organellen, zoals mitochondriën, endosomen en peroxisomen. Hallo, ik ben Michael Silverman en welkom in mijn laboratorium voor cellulaire neurowetenschappen aan de Simon Fraser University. Wij zijn geïnteresseerd in hoe organellen bewegen in zenuwcellen.Om deze vraag te beantwoorden, labelen we membraangebonden o

live-imaging-dense-core-vesicles-primary-cultured-hippocampal

Research

JoVE Journal

Biology

Biologie

Wij bieden een protocol voor de cultuur van sterk gezuiverd hippocampale neuronen van prenatale muis hersenen zonder het gebruik van een feeder-gliale cellaag.

Isolatie en Cultuur van hippocampale neuronen van Prenatal Muizen

This video demonstrates how neuronal vesicles are labeled with specific fluorescent proteins to visualize their movement. First, a plasmid coding for a fluorescent protein is incubated with a transfection agent and then introduced into a culture of neurons. Subsequently, images of the neurons are acquired and analyzed to track the vesicles' movement.

Visualization of Vesicle Motilities in Neurons Using Fluorescence Imaging

Source: Villarreal, S., et. al., Measuring Synaptic Vesicle Endocytosis in Cultured Hippocampal Neurons. J. Vis. Exp. (2017)This video demonstrates the analysis of synaptic vesicle endocytosis in cultured hippocampal neurons through horseradish peroxidase labeling and electron microscopy.

Transmission Electron Microscopic Imaging of Synaptic Vesicle Endocytosis in Mouse Hippocampal Neurons 

Source: Calvo-Rodríguez, et al. Fluorescence and Bioluminescence Imaging of Subcellular Ca2+ in Aged Hippocampal Neurons. J. Vis. Exp. (2015). This video demonstrates the use of fluorescence imaging to measure cytosolic calcium levels in short-term and long-term rat hippocampal cultures. By comparing young and aged neurons, it highlights how increased L-type voltage-gated calcium channel density and prolonged activation in aged neurons result in calcium overloading, a hallmark of neuronal aging.

In Vitro Calcium Imaging in Short-Term and Long-Term Rat Hippocampal Cultures

We beschrijven hoe de uitvoering fotogeactiveerde lokalisatie microscopie (PALM)-gebaseerde studies van blaasjes in vaste, gekweekte neuronen. Belangrijke onderdelen van ons protocol etiket voorzien blaasjes met photoconvertible hersenschimmen, het verzamelen van een klein aantal RAW-afbeeldingen met een super-resolutie microscopie-systeem, en de verwerking van de ruwe beelden op de foto om een ​​super-resolutie te produceren.

Super-resolution Imaging van Neuronal Dense-core Blaasjes

Cultures met lage dichtheid van primaire hippocampale neuronen vereisen meestal een glia-feederlaag om neurotrofe factoren te leveren en hun levensduur te ondersteunen. We beschrijven hier een vereenvoudigde methode om ultra-lage dichtheidsneuronen op glazen dekglasjes te kweken in de aanwezigheid van een neuronale feederlaag met hoge dichtheid, wat de onderzoek naar specifieke neuronaal-autonome mechanismen vergemakkelijkt.

Een vereenvoudigde methode voor de Ultra-Low Density, Long-Term Primaire hippocampus Neuron Cultuur

Dit artikel beschrijft het protocol voor het kweken van lage dichtheid primaire hippocampale neuronen groeien op dekglaasjes omgedraaid naar een gliale monolaag. Het neuron en gliale lagen worden gescheiden door paraffinewas kralen. De neuronen gekweekt volgens deze methode geschikt voor hoge-resolutie optische beeldvorming en functionele assays.

Low-Density primaire hippocampus Neuron Cultuur

Het onderzoek naar membraanhandel is cruciaal voor het begrijpen van neuronale functies. Hier introduceren we een methode voor het kwantificeren van vesikelmotiliteit in neuronen. Dit is een handige methode die kan worden aangepast aan de kwantificering van membraanhandel in het zenuwstelsel.

Kwantificering van Endosome en Lysosome Motilities in Cultured Neurons Using Fluorescent Probes

Synaptic vesikel endocytose is gedetecteerd door de lichte microscopie van pHluorin gefuseerd met synaptic vesikel eiwit en elektronenmicroscopie van vesikel opname.

Meten van Synaptic vesikel endocytose in gekweekte Hippocampal neuronen

Dit protocol laat zien hoe je microscopie met superresolutie gebruiken om eiwitcolokalisatie te bestuderen in primaire neuronale culturen.

Super-Resolution Imaging to Study Co-Localization of Proteins and Synaptic Markers in Primary Neurons

Hier laten we zien hoe transfectie van primaire hippocampale knaagdierneuronen kan worden gecombineerd met confocale beeldvorming met levende cellen om pathologische eiwitgeïnduceerde effecten op axonaal transport te analyseren en mechanistische routes te identificeren die deze effecten mediëren.

Beeldvorming van levende cellen gebruiken om de effecten van pathologische eiwitten op axonaal transport in primaire hippocampusneuronen te meten

Leer live-imaging van dicht-core blaasjes in gekweekte hippocampale neuronen met brede-veld fluorescentiemicroscopie. Deze methode ondersteunt onderzoek naar organeltransportdynamica in de neurowetenschap.

Live-Imaging van dicht-core Blaasjes in het jeugdwerk Gekweekte hippocampale neuronen

Meer video's verkennen