Name: Directe Tracheale Instillatie van opgeloste stoffen in de muis Lung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-08-29T17:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 50 s
Description: Leer directe tracheale instillatie van oplossingen in de longen van muizen. Deze methode richt zich op de alveoli en verbetert onderzoek naar ademhalingsfysiologie en longfunctie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit werk werd ondersteund door NIH K99 HL09222601 en de S &amp; R Foundation Ryaji Uneo Award uitgereikt aan MNH.

1. Anesthesie <ol><li> Verlamming muizen met isofluraan kunnen vergemakkelijken dier behandeling en terughoudendheid vóór het toedienen van anesthesie intraperitaneally. Met behulp van een geïnhaleerd verdoving kan wel of niet geschikt zijn voor een bepaalde studie: bepaal eerst de invloed van het gebruik van isofluraan, of enige andere verdoving, over het voorgestelde longen te bestuderen. </li><li> Verdoven dieren met isofluraan. De video toont het gebruik van een vaporizer isofluraan kamer vastgesteld op 2% isofluraan gemengd met zuurstof. Als u niet beschikt over een isofluraan kamer, kunt u als alternatief gebruik van standaard open-drop exposure technieken. Voeg ratten in een glazen stolp (of andere geschikte niet-poreuze container) met een gaas aangebracht op de bodem. Om een ​​gaasje geplaatst onder het gaas, breng dan een mengsel van 30% v / v isofluraan bij propyleenglycol. Het gebruik van het gaas zorgt ervoor dat het dier niet in contact komen met de isofluraan gedrenkte pad, die de huid irritatie en mogelijke overdosering kunnen veroorzaken. Na een korte blootstelling aan isofluraan, moet het dier onder narcose en zal niet reageren met een oprichtende reflex wanneer de pot wordt getipt en zal niet reageren na teen knijpen. </li><li> Verder rustig muizen met een intra-peritoneale injectie van een mix van Xylazine en ketamine. (Het is een goede gewoonte bij het uitvoeren van intraperitoneale injecties om terug te trekken om te verzekeren dat delen van de darm of andere vitale organen niet zijn doorgedrongen). Mix 150 pi Xylazine (100 mg / ml) met 1000 pi ketamine (100 mg / ml) in 8850 pi van 0,9% steriele fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS). Voor muizen, zal de dosering worden ongeveer 80 pl per 10 g van het lichaamsgewicht. De uiteindelijke concentraties van 10 mg / kg Xylazine en 100 mg / kg ketamine worden. De dieren moeten worden gehouden droog en geïsoleerd om overmatig verlies van lichaamswarmte te voorkomen. Oogzalf kan worden toegepast op de ogen om te voorkomen dat het drogen van de hoornvliezen. </li></ol> 2. Voorbereiding van de chirurgische gebied <ol><li> Het scheren van de ruimte waar de incisie wordt gemaakt voorkomt besmetting van niet-geprepareerde gebieden. Een elektrisch scheerapparaat kan de vacht goed afscheren van het dier. Het geschoren gebied moet groter zijn dan de incisie site. </li><li> Verdere toepassing van ontharingscrème, zoals Nair, verwijdert alle resterende vacht. Breng een dikke laag van ontharing crème op de chirurgische gebied en laat gedurende 3 minuten. Veeg de vacht en de ontharingscrème met een vochtige handdoek. Laat de ontharingscrème op van meer dan 10 minuten. </li><li> Gebruik 70% alcohol, of een alternatief scrub oplossing voor aseptisch bereiden de chirurgische gebied. </li></ol> 3. Chirurgische Procedure <ol><li> Plaats de verdoofde dier op een hellend chirurgische bord, of hoekige remmende stand. </li><li> Maak een kleine incisie in de buurt van de voorzijde van de hals (keel). </li><li> Ontleden weg platysma en de voorste tracheale spieren om te visualiseren en toegang tot de tracheale ringen. </li><li> Typisch, intratracheale injectie volumes zijn 3 ul per gram gewicht (ongeveer 30 tot 75 pi eindvolume). Dien de juiste hoeveelheid van instillate met behulp van een 1 ml subcutane (sub-Q) spuit met een 30 gauge, 5/16-inch naald. Houd de spuit schuine zijde naar boven en parallel met de luchtpijp, en injecteer het volledige volume van instillate in de luchtpijp. </li><li> Het dier kan reageren door hijgend na de instillatie van opgeloste stof in de longen. Het inbrengen van lucht door middel van de spuit en het observeren van de vraag of de longen uit te breiden is ook een bevestiging succesvolle intubatie technieken. </li><li> Verwijder spuit uit de luchtpijp. </li></ol> 4. Hechtingen. <ol><li> Pak de naald swage (dikste gedeelte van de naald waar het hechtmateriaal is bevestigd) met een naald houder. </li><li> De huid met de punt van de naald onder een hoek van 90 ° ongeveer 1-3 mm afstand van de rand van de wond, afhankelijk van de dikte van de huid. Pak de naald na het verlaten van een door het weefsel. Eenvoudige steken, individueel geknoopt, zal efficiënt sluit de wond. </li></ol> 5. Dier Recovery <ol><li> Dieren moeten volledig te herstellen van de anesthesie en de chirurgische procedure na 3-24 uur. </li></ol> 6. Representatieve resultaten Intratracheale instillatie van fluorescente verbinding, Cy5.5 geconjugeerd aan dextran, blijkt succesvolle instillatie van fluorescerende verbinding in B6 muizen long (figuur 1). De fluorescente kleurstof is in de eerste plaats gericht op de longen en is gelijkmatig verdeeld. TL-signaal in het maag-darmkanaal onmiddellijk na de procedure geeft aan dat de slokdarm per ongeluk werd geïntubeerd tijdens de procedure (figuur 2). Onderzoekers kunnen ook controleren of gerichte toediening van stoffen in de longen, en controleer de verdeling van de instillate, volgens de procedure door het opblazen van de longen en het voorbereiden van longweefsel plakjes (2, 3) of vaste histologische monsters. <img src="/files/ftp_upload/1941/1941fig1.jpg" alt="Figuur 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 1"> Figuur 1. Fluorescent Cy5.5 signaal co-geregistreerde met X-ray beeld in het succesvol ingedruppeld muis long. 1,4 mg Cy5.5 Dextraan (bij een concentratie van 10 ug / pi) werd ingeprent in de luchtpijp van de B6 muis long. Cy5.5 signaal werd gedetecteerd met behulp van een 675 nm excitatie-filter en een 695 nm emissie-filter. <img src="/files/ftp_upload/1941/1941fig2.jpg" alt="Figuur 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 2"> Figuur 2. Co-registratie van fluorescent signaal getoond met X-ray overlay in slecht bijgebracht muis. Ongepast intubatie van de slokdarm tijdens tracheale instillatie protocol resulteert in een Cy5.5 levering aan de darmen.

<ol><li>Driscoll, K. E., Costa, D. L., Hatch, G., Henderson, R., Oberdorster, G., Salem, H., Schlesinger, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intratracheal+instillation+as+an+exposure+technique+for+the+evaluation+of+respiratory+tract+toxicity%3A+uses+and+limitations%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicol+Sci%22%5BJournal%5D)">Intratracheal instillation as an exposure technique for the evaluation of respiratory tract toxicity: uses and limitations.</a> Toxicol Sci. 55, 24-35 (2000).</li>
<li>Helms, M. N., Jain, L., Self, J. L., Eaton, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Redox+regulation+of+epithelial+sodium+channels+examined+in+alveolar+type+1+and+2+cells+patch-clamped+in+lung+slice+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Redox regulation of epithelial sodium channels examined in alveolar type 1 and 2 cells patch-clamped in lung slice tissue.</a> J Biol Chem. 283, 22875-22883 (2008).</li>
<li>Helms, M. N., Self, J., Bao, H. F., Job, L. C., Jain, L., Eaton, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dopamine+activates+amiloride-sensitive+sodium+channels+in+alveolar+type+I+cells+in+lung+slice+preparations%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Dopamine activates amiloride-sensitive sodium channels in alveolar type I cells in lung slice preparations.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 291, L610-L618 (2006).</li>
<li>Iyer, S. S., Ramirez, A. M., Ritzenthaler, J. D., Torres-Gonzalez, E., Roser-Page, S., Mora, A. L., Brigham, K. L., Jones, D. P., Roman, J., Rojas, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxidation+of+extracellular+cysteine%2Fcystine+redox+state+in+bleomycin-induced+lung+fibrosis%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Oxidation of extracellular cysteine/cystine redox state in bleomycin-induced lung fibrosis.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 296, L37-L45 (2009).</li>
<li>Li, T., Folkesson, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNA+interference+for+alpha-ENaC+inhibits+rat+lung+fluid+absorption+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">RNA interference for alpha-ENaC inhibits rat lung fluid absorption in vivo.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 290, L649-L660 (2006).</li>
<li>Sager, T., Porter, D., Robinson, V., Lindsley, W., Schwegler-Berry, D., Castranova, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+method+to+disperse+nanoparticles+for+in+vitro+and+in+vivo+investigation+of+toxicity%5BTitle%5D)+AND+%22Nanotoxicol%22%5BJournal%5D)">An improved method to disperse nanoparticles for in vitro and in vivo investigation of toxicity.</a> Nanotoxicol. 1, 118-129 (2007).</li>
<li>Xu, J., Gonzalez, E. T., Iyer, S. S., Mac, V., Mora, A. L., Sutliff, R. L., Reed, A., Brigham, K. L., Kelly, P., Rojas, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+senescence-accelerated+mouse+model+in+bleomycin-induced+lung+injury+suggests+that+bone+marrow-derived+cells+can+alter+the+outcome+of+lung+injury+in+aged+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gerontol+A+Biol+Sci+Med+Sci%22%5BJournal%5D)">Use of senescence-accelerated mouse model in bleomycin-induced lung injury suggests that bone marrow-derived cells can alter the outcome of lung injury in aged mice.</a> J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 64, 731-739 (2009).</li>
<li>Yeh, T. F., Lin, H. C., Chang, C. H., Wu, T. S., Su, B. H., Li, T. C., Pyati, S., Tsai, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+intratracheal+instillation+of+budesonide+using+surfactant+as+a+vehicle+to+prevent+chronic+lung+disease+in+preterm+infants%3A+a+pilot+study%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatrics%22%5BJournal%5D)">Early intratracheal instillation of budesonide using surfactant as a vehicle to prevent chronic lung disease in preterm infants: a pilot study.</a> Pediatrics. 121, e1310-e1318 (2008).</li>
</ol>

Intratracheale instillaties zijn gebruikt in een aantal verschillende studies naar de toxiciteit van stoffen te testen (6) te evalueren, alveolaire longbeschadiging (4, 7) te induceren, oppervlakte-actieve stoffen (8), evenals alter genexpressie direct te vervangen door de levering van kleine oligonucleotiden in de long (5). We zijn momenteel het verkennen van het gebruik van de bevolking is 1) TL-redox-gevoelig materiaal in de longen om oxidatieve stress te meten in vivo onder normale en pathofysiologische omstandighed...

<table><tbody><tr><td>Isofluraan</td><td>Webster Veterinary</td><td>14043-220-05</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Lloyd, Inc.</td><td></td><td>New Animal Drug Application #139-236</td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Bioniche Pharma</td><td>67457-001-10</td><td></td></tr><tr><td>Nair</td><td></td><td></td><td>Beschikbaar bij drogisterijen</td></tr><tr><td>1mL SubQ-spuit</td><td>BD Biosciences</td><td>309597</td><td>26 5/8 G</td></tr><tr><td>4-0 Nylon hechtdraad</td><td>Ethicon Inc.</td><td>1894G.S30</td><td></td></tr></tbody></table>

directe tracheale instillatie van opgeloste stoffen in de muis lung

Direct Tracheal Instillation of Solutes into Mouse Lung

Intratracheale instillaties leveren opgeloste stoffen direct in de longen. Deze procedure richt zich op de levering van de instillate in het distale gebieden van de long, en is daarom vaak opgenomen in studies gericht op het bestuderen van longblaasjes. Wij bieden een uitgebreide survival protocol voor het uitvoeren van intratracheale instillaties bij muizen. Met behulp van deze aanpak, kan men de levering van test-opgeloste stoffen of vaste stoffen (zoals long-therapeutica, oppervlakteactieve stoffen, virussen, en kleine oligonucleotiden) te richten op de distale long. Tracheale instillaties kan de voorkeur methodiek worden, na inhalatie-protocollen die in de eerste plaats kunnen richten op de bovenste luchtwegen en eventueel de onderzoeker bloot aan potentieel gevaarlijke stoffen. Bovendien, het gebruik van de tracheale instillatie protocol, kunnen dieren volledig te herstellen van de niet-invasieve procedure. Dit maakt voor het maken van de volgende fysiologische metingen op proefdieren, of opnieuw installeren met behulp van hetzelfde dier. De hoeveelheid instillate geïntroduceerd in de longen moet zorgvuldig worden bepaald en osmotisch evenwicht van dieren herstel te verzekeren. Meestal kan 30 tot 75 pi instillate volume worden opgenomen in de muis long.

Intratracheale instillaties leveren opgeloste stoffen direct in de longen. Deze procedure richt zich op de levering van de instillate in het distale gebieden van de long, en is daarom vaak opgenomen in studies gericht op het bestuderen van longblaasjes. Wij bieden een uitgebreide survival protocol voor het uitvoeren van intratracheale instillaties bij muizen.

Directe Tracheale Instillatie van opgeloste stoffen in de muis Lung

Intratracheale instillaties brengen opgeloste stoffen direct in de longen aan. Deze procedure is gericht op de toediening van het instillaat in de distale regio's van de ...

Bij deze procedure kunnen opgeloste stoffen rechtstreeks in de longen worden gebracht. Leg eerst de trachea vrij. Verwijder de vacht van het kleine knaagdier en maak een kleine incisie bij het anterieure aspect van de nek.Leg de trachea bloot. Gebruik een subcutane naald van één milliliter om drie microliters oplossing per gram lichaamsgewicht via de trachea toe te dienen. Verwijder de spuit en hecht de wond.Hallo, ik ben Dr. Ma Helms van de afdeling Fysiologie aan de Emory University. Hallo, ik ben Dr. Mauricio Rojas van de afdeling Geneeskunde hier aan de Emory University. Vandaag laten we u een procedure zien om opliggende stoffen direct in de distale delen van de longen in te brengen.Wij gebruiken deze procedure routinematig in mijn laboratorium om de klaring van longvloeistof te bestuderen in reactie op verschillende toegediende verbindingen, en we passen deze techniek in mijn lab toe om een model van longletsel bij mannelijke muizen te creëren. Directe instillatie van opgeloste stoffen in de longen van kleine knaagdieren kan nuttig zijn voor uw studies.Laten we beginnen. Ter voorbereiding op de operatie wordt de muis eerst genaesthetiseerd met isofluraan en vervolgens verder gesedeerd met een intraperitonele injectie van een mengsel van xylazine en ketamine. Voer een knijptest bij de teen uit om te bevestigen dat het dier volledig onder narcose is.Gebruik vervolgens een elektrische scheermachine om de vacht van het operatiegebied weg te scheren. Breng een dikke laag ontharingscrème aan op het operatiegebied om de resterende haren te verwijderen. Laat de ontharingscrème drie minuten inwerken en veeg daarna de vacht en de crème weg met een vochtige handdoek.Veeg het operatiegebied af met 70% alcohol, gevolgd door Betadine chirurgische scrub, om het dier aseptisch voor te bereiden. Het dier is nu klaar voor de chirurgische ingreep.Om te beginnen met de procedure voor een intratracheale installatie, wordt het geanestheseerde dier op een schuin geplaatste operatietafel gepositioneerd. Maak een kleine incisie nabij het anterieure aspect van de hals- of keelregio. Gebruik een pincet om de platysma terug te duwen en maak vervolgens een incisie in de anterieure tracheaalspieren.Hiermee kunt u de tracheale ringen visualiseren en bereiken. Zodra de trachea is blootgelegd, dient u de juiste hoeveelheid installaat toe te dienen met een subcutane naald en spuit van één milliliter. Houd de spuit met de schuine zijde van de naald naar boven en parallel aan de trachea en injecteer het volledige volume installaat in de trachea.Een typisch intratracheaal injectievolume is 3 µL per gram lichaamsgewicht. Verwijder de spuit uit de trachea. Het dier kan reageren door te happen naar lucht na het installeren van de oplossing in de longen.Door lucht via de spuit in te brengen en te observeren of de longen uitzetten, kan worden bevestigd dat de intubatie succesvol was. Sluit de incisie met vier 0 nylon hechtingen. Pak de naald bij het dikste gedeelte, waar het hechtmateriaal is bevestigd, vast met een naaldhouder en penetreer de huid met de punt van de naald in een hoek van 90 graden, ongeveer één tot drie millimeter vanaf de wondrand.Afhankelijk van de dikte van de huid grijpt u de uitgaande naald vast na één passage door het weefsel. Eenvoudige hechtingen, individueel geknoopt, zullen de wond efficiënt sluiten; hier zijn enkele representatieve resultaten van intratracheale installaties weergegeven. Deze eerste afbeelding toont een succesvolle installatie van een fluorescent verbinding sci-fi 0.5 geconjugeerd aan dextrine in een long van een zwarte C57BL/6-muis.De co-registratie van het SCI 5.5-signaal met het röntgenbeeld bevestigt dat de fluorescerende kleurstof primair op de long is gericht en direct na installatie gelijkmatig is verdeeld. In tegenstelling hiermee toont dit tweede beeld het resultaat bij een muis waarbij de instillatie gebrekkig was. Het fluorescerende signaal in het maagdarmkanaal direct na de procedure geeft aan dat de slokdarm onbedoeld is geïntubeerd tijdens de procedure.We hebben zojuist gedemonstreerd hoe u opliggende stoffen direct in de distale delen van de long kunt instilleren. Wanneer u dit of een andere procedure uitvoert, is het belangrijk om de richtlijnen van uw eigen instelling voor het gebruik van dieren in onderzoek te volgen. Dat is alles.Bedankt voor het kijken en veel succes met uw experimenten.

direct-tracheal-instillation-of-solutes-into-mouse-lung

Research

JoVE Journal

Biology

Biologie

We illustreren niet-chirurgische levering van testmateriaal in de longen van verdoofde muizen via de luchtpijp. Deze methode laat long blootstelling aan bacteriële en virale pathogenen, cytokines, antistoffen, kralen, chemicaliën of kleurstoffen. We verder beschrijven oogst en verwerking van de longen en longen drainerende lymfeklieren (LDLNs) voor flowcytometrie.

Niet-chirurgische intratracheale Instillatie van Muizen met Analyse van de longen en Lung drainerende lymfeklieren door middel van flowcytometrie

This video describes a simple and reliable method of introducing liquid into the trachea for lung instillation, fixation, and lung volume measurement.

Lung Instillation and Fixation: Introducing Liquid into the Trachea and Fixing Lungs to Measure the Fixed Lung Volume

Het gebruik van een model dat de toestand van longziekten bij mensen nabootst is kritiek voor het bestuderen van de pathofysiologie en / of etiologie van een bepaalde ziekte en ontwikkelen van therapeutische interventie. Hier een niet-invasieve intratracheaal intubatie methode die direct exogene materialen kunnen leveren aan muizenlongen wordt gepresenteerd.

Niet-invasieve Intratracheaal intubatie om te studeren de Pathologie en Fysiologie van Mouse Lung

Intratracheale intubatie-gemedieerde (IMIT) instillatie van reagentia is een uitstekend invasieve methode voor het bestuderen ademhalingsziekte, alsmede een werkwijze voor het indruppelen therapeutische reagentia direct in de longen. Het is een snelle en zeer reproduceerbare werkwijze die geschikt is voor preklinische proeven.

Intubatie-gemedieerde Intratracheaal (IMIT) Blaasinstillatie: een niet-invasieve, Lung-specifieke Delivery System

Het doel van dit artikel is om eenvoudige methoden die sterk zal helpen bij de opzet en analyse van de muis longen met longkanker of andere aandoeningen te beschrijven. We presenteren 3 protocollen eenvoudig en betrouwbaar uit te voeren long instillaties, fixatie, en longvolume metingen.

Instillatie en Fixatie Methoden Nuttig in Mouse Lung Cancer Research

Dit artikel presenteert een snelle en eenvoudige methode voor het toedienen van bleomycine rechtstreeks in de muis luchtpijp via intubatie. Belangrijkste voordelen van deze werkwijze zijn dat het zeer reproduceerbaar, gemakkelijk onder de knie, en vereist geen gespecialiseerde apparatuur of lange hersteltijden.

Een verbeterde werkwijze voor snelle intubatie van de trachea in muizen

Intratracheal (IT) toediening van experimentele agentia bij muizen resulteert vaak in asymmetrische afgifte aan de distale longen.  In dit rapport beschrijven we een directe intrabronchiale (IB) benadering om elke Long in levende muizen niet-operatief te cannuleren.  Deze aanpak kan worden gebruikt om agenten selectief te beheren tot één Long of kan worden aangepast om de symmetrische agent levering aan beide longen te verbeteren.

Directe Intrabronchiale toediening om de selectieve depositie van de agent binnen de muis Long te verbeteren

Hier gepresenteerd is een stap-voor-stap procedure om acute longschade in muizen induceren door directe intratracheal lipopolysaccharide instillatie en uit te voeren FACS analyse van bloedmonsters, bronchoalveolaire lavage vloeistof, en longweefsel. Minimale invasieve, eenvoudige handling, goede reproduceerbaarheid, en titratie van de ziekte ernst zijn voordelen van deze aanpak.

Inducerende acute Long blessure bij muizen door directe Intratracheal lipopolysaccharide instillatie

Deze techniek om geneesmiddelen rechtstreeks in de luchtpijp van neonatale knaagdieren in te brengen, is belangrijk bij het bestuderen van de impact van lokaal toegediende geneesmiddelen of biologicals op neonatale longziekten. Bovendien kan deze methode ook worden gebruikt voor het induceren van longletsel in diermodellen.

Een minimaal invasieve methode voor intratracheale instillatie van geneesmiddelen bij neonatale knaagdieren om longziekte te behandelen

Hier stellen we een protocol voor intratracheale lipopolysaccharide (LPS) levering via niet-invasieve orofaryngeale endotracheale intubatie. Deze methode minimaliseert het trauma van de chirurgische procedure voor het dier en levert LPS nauwkeurig af aan de luchtpijp en vervolgens aan de longen.

Niet-invasieve intratracheale lipopolysaccharide-instillatie bij muizen

Dit protocol laat zien hoe het optimaal positioneren van een muis en het transoraal inbrengen van een op camera's gebaseerde otoscoop visualisatie van de glottis, snelle intubatie met minimaal weefseltrauma en consistente vloeistofafgifte aan de longen mogelijk maakt.

Verbeterde methodologie voor vloeistofafgifte aan de muizenlong: intubatie met behulp van een consumentenotoscoop

Leer directe tracheale instillatie van oplossingen in de longen van muizen. Deze methode richt zich op de alveoli en verbetert onderzoek naar ademhalingsfysiologie en longfunctie.

Directe Tracheale Instillatie van opgeloste stoffen in de muis Lung

Meer video's verkennen