Name: Met behulp van Whole Mount In situ Hybridisatie aan Moleculaire Biologie en organismale Link (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-03-31T11:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 50 s
Description: Leer whole mount in situ hybridisatie voor genexpressiepatronen in zebrafishembryo's. Deze methode verbindt moleculaire biologie met organismeontwikkeling en biedt studenten praktische onderzoeksvaardigheden.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

De auteurs willen graag aan het Departement Biologie te erkennen van de Syracuse University en Dr Marilyn Kerr voor hun rol in het beheer van de gewervelde Vergelijkende Biologie cursus. De Albertson lab wordt ondersteund door subsidie ​​R21DE019223 van de National Institutes of Health / National Institute of Dental en Craniofaciale Onderzoek, evenals verlenen R01AG031922 van de National Institutes of Health / National Institute on Aging.

1. Plasmide Transformatie van Target cDNA Deel I: Transformatie van plasmide (Duur: 3 uur plus een nacht incubatie) <ol><li> Warm SOC voedingsstof bouillon in een 42 ° C waterbad (500 pi per reactie) </li><li> Dooi competente cellen op ijs </li><li> Voeg 1 ui plasmide tot 25 uL competente cellen </li><li> Plaats op ijs gedurende 20 minuten </li><li> Heat shock cellen in 42 ° C waterbad gedurende 45 seconden </li><li> Onmiddellijk plaats cellen op ijs gedurende 2 minuten </li><li> Voeg 500 ul van 42 ° C voedingsstoffen bouillon aan elke flacon van cellen </li><li> Schudden bij 37 ° C gedurende 2 uur bij 255 omwentelingen per minuut (rpm) </li><li> Plaat 75 pi transformatie mix op Luria Bertani (LB) agar platen </li><li> Incubeer de platen omgekeerd bij 37 ° C gedurende de nacht </li></ol> Deel II: E. coli Cultuur (Verplicht Tijd: 15 minuten plus een nacht incubatie) <ol><li> Voor elke reactie, aliquot 3 ml LB bouillon en 3 pi van 50 mg / ml ampicilline in een cultuur buis </li><li> Schraap een bacterie kolonie van de agar plaat en toe te voegen aan elke cultuur buis </li><li> Schud kweekbuizen bij 37 ° C bij 255 rpm 's nachts </li></ol> Deel III: Plasmide-Prep (Duur: 1,5 uur) <ol><li> Isoleer plasmide van girale culturen het gebruik van de 5-premier FastPlasmid Mini Kit (Catalog # 2300000) </li><li> Om te controleren op de aanwezigheid van voorbereide plasmide, voert het DNA geëlueerd uit de kit op een 1% Tris-acetaat-EDTA (TAE) gel gekleurd met ethidiumbromide </li></ol> 2. In Situ DIG-gelabelde RNA-Probe Synthese Deel I: Linearisatie van plasmide (Verplicht Tijd: 2,5 uur) <ol><li> In een 1,5 mL microfugebuisje, te combineren: <table border="1"><tbody><tr><td> Bereid Plasmide </td><td> 20 ml </td></tr><tr><td> Restrictie-enzym * </td><td> 2 mL </td></tr><tr><td> Buffer ** </td><td> 10 ml </td></tr><tr><td> 10X Bovine Serum Albumine (BSA) </td><td> 10 ml </td></tr><tr><td> Diethyl Pyrocarbonate (DEPC) Water </td><td> 58 ml </td></tr><tr><td></td><td> 100 ml </td></tr></tbody></table></li><li> Incubeer bij 37 ° C gedurende 2 uur * Varieert met plasmide ** Varieert met restrictie-enzym </li></ol> Deel II: Transcriptie (Verplicht Tijd: 3 uur) <ol><li> In een 1,5 mL microfugebuisje, te combineren: <table border="1"><tbody><tr><td> Lineaire plasmide </td><td> 4 mL </td></tr><tr><td> 10X Transcriptie Buffer ** </td><td> 4 mL </td></tr><tr><td> Digoxigenine Label Mix </td><td> 4 mL </td></tr><tr><td> Polymerase * </td><td> 2 mL </td></tr><tr><td> RNase Inhibitor </td><td> 2 mL </td></tr><tr><td> DEPC Water </td><td> 24 ml </td></tr><tr><td></td><td> 40 ml </td></tr></tbody></table></li><li> Incubeer bij 37 ° C gedurende 1 uur </li><li> Voeg 2 ul van polymerase * </li><li> Incubeer bij 37 ° C gedurende 1 uur </li><li> Voeg 2 ul van DNase </li><li> Incubeer bij 37 ° C gedurende 20 minuten * Varieert met plasmide ** Varieert met polymerase </li></ol> Deel III: Neerslag (Benodigde tijd: 5 minuten plus 2 uur tot 's nachts incubatie, 1 uur naar centrifuge en resuspendeer) <ol><li> Voeg 4 ul van 0,2 M EDTA </li><li> Voeg 5 ul van 4M lithiumchloride </li><li> Voeg 150 ul van ijskoude 100% ethanol </li><li> Incubeer bij -80 ° C gedurende 2 uur om 's nachts </li><li> Centrifugeer bij 14.000 rpm gedurende 30 minuten bij 4 ° C, giet af supernatant </li><li> Droge pellet voor 7 minuten </li><li> Re-schorten in 20 uL DEPC water </li><li> Incubeer bij 37 ° C gedurende 5 minuten </li></ol> Deel IV: Fractionation - alleen uitvoeren als probe grootte is groter dan 0,6 kb (Duur: varieert op basis van probe grootte, meestal niet meer dan 20 minuten) <ol><li> In een 1,5 mL microfugebuisje, te combineren: <table border="1"><tbody><tr><td> RNA Probe </td><td> 20 ml </td></tr><tr><td> DEPC Water </td><td> 12 ml </td></tr><tr><td> Natriumbicarbonaat </td><td> 4 mL </td></tr><tr><td> Natriumcarbonaat </td><td> 4 mL </td></tr><tr><td></td><td> 40 ml </td></tr></tbody></table></li><li> Incubeer in een 60 ° C waterbad. Basis van de incubatietijd van de vergelijking: Tijd (min.) = (vanaf kb - gewenste kb) / (0,11 x vanaf kb x gewenste kb) Gemiddelde gewenste size = 0,6 kb </li></ol> Deel V: Final Neerslag (Benodigde tijd: 5 min.nuten plus 2 uur tot 's nachts incubatie, 1 uur naar centrifuge en resuspendeer, 1 uur voor gelelektroforese) <ol><li> Voeg 40 ul DEPC water </li><li> Voeg 8 ul Natriumacetaat </li><li> Voeg 1,04 ul ijsazijn </li><li> Voeg 240 ul ijskoude 100% ethanol </li><li> Incubeer bij -80 ° C gedurende 2 uur om 's nachts </li><li> Centrifugeer bij 14.000 rpm gedurende 30 minuten bij 4 ° C, giet af supernatant </li><li> Droge pellet voor 7 minuten </li><li> Re-schorten in 20 uL DEPC water </li><li> Vortex te mengen </li><li> Om te controleren op de aanwezigheid van riboprobe, voer het opnieuw opgehangen oplossing op een 1% TAE gel gekleurd met ethidiumbromide </li></ol> 3. Hele berg in situ hybridisatie Deel I: Fixatie van embryo's en Proteinase K Spijsvertering (Tijd Vereist: Fix 's nachts plus vier uur de volgende dag voor de opslag, 2,5 uur van opslag naar deel II) <ol><li> Verzamel geënsceneerde zebravis embryo's en 's nachts vast te stellen in 4% paraformaldehyde (PFA) bij 4 ° C </li><li> Was vast embryo's in fosfaat gebufferde zoutoplossing die 0,1% Tween-20 (PBST) 3 keer voor 10 minuten elk </li><li> Om de blootstelling van de embryo's om de experimentele reagentia, handmatig dechorionate embryo's (indien nodig) met behulp van fijne punt pincet zorgen </li><li> Uitdrogen embryo's door wassen in een gegradeerde serie van 25% en 50% methanol in PBST gedurende een uur elke wasbeurt, op te slaan in 100% methanol bij -20 ° C </li><li> Wanneer klaar voor gebruik, hydrateren embryo's in PBST door wassen in 50% (2 maal) en 25% (1 keer) methanol in PBST gedurende 10 minuten elk. Tot slot was twee keer voor 10 minuten elk in 100% PBST. Exacte timing is niet belangrijk voor PBST / methanol wast </li><li> Bleach embryo's in een 10% waterstofperoxide-oplossing in PBST, indien nodig, donkere pigmenten te verwijderen. Embryo's broeden in waterstofperoxide-oplossing voor 10-20 minuten, afhankelijk van de leeftijd van het embryo, en de dop van de microfugebuis moet open blijven voor-opbouw te voorkomen van de luchtdruk </li><li> Digest embryo's met 50 mg / ml proteïnase K verdund 1:5000 in PBST voor 3-15 minuten, afhankelijk van de leeftijd van het embryo </li><li> Re-fix embryo's in 4% PFA gedurende 30 minuten, en daarna wassen 3 keer in PBST gedurende 5 minuten per </li></ol> Deel II: Hybridisatie van riboprobes (Duur: 3 uur plus 's nachts voor hybridisatie, 1,5 uur de volgende dag naar deel III) <ol start="9"><li> Prehybridize embryo's met prehybridisatie oplossing (PHS) in een voorverwarmde 70 ° C waterbad gedurende 2-3 uur </li><li> Verwijder de PHS, voeg 0,5 ml hybridisatie-oplossing en 1,5 pi eerder gesynthetiseerd digoxigenine gelabeld riboprobes, incuberen bij 70 ° C gedurende de nacht. De temperatuur kan schommelen binnen een paar graden, afhankelijk van de riboprobe doel </li><li> De volgende dag, wassen embryo's bij 70 ° C in gegradeerde oplossingen van 75%, 50% en 25% PHS in 2X zoutoplossing-natriumcitraat (SSC) voor 10 minuten elk, daarna wassen in 0,2 X SSC gedurende 30 minuten bij 68 ° C </li><li> Was in maleïnezuur Buffer (MAB) 2 keer voor 10 minuten elk bij kamertemperatuur </li></ol> Deel III: Anti-digoxigenine (α-DIG) antilichaam Incubatie (Duur: 3 uur plus 's nachts te blokkeren, 2,5 uur de volgende dag naar deel IV) <ol start="13"><li> Transfer embryo's om een ​​12 wells plaat </li><li> Pre-block embryo's in 1-2 mL oplossing voor het blokkeren van minimaal 3 uur bij kamertemperatuur </li><li> Tegelijkertijd, pre-blok het antilichaam door het opstellen van een tweede deel van het blokkeren van oplossing en verdunnen van de anti-digoxigenine antilichaam 1:2000 in deze oplossing </li><li> Verwijder de pre-block en voeg 1-2 ml pre-geblokkeerde α-DIG-oplossing, overnachting incuberen bij 4 ° C </li><li> De volgende dag, wassen embryo's in MAB. Laat de embryo's in MAB incubeer gedurende 5 minuten, daarna voer een buffer verandert en incubeer gedurende 10 minuten twee, een 30 minuten en een 60 minuten interval. Exacte timing is niet nodig </li><li> Was de embryo drie keer voor vijf minuten elk in alkalische fosfatase (AP) buffer </li></ol> Deel IV: Beitsen en nabewerking (Duur: 1 uur tot 's nachts voor vlekken, afhankelijk van de gebruikte riboprobe, kan vier uur tot het begin van glycerol wast, 6-10 uur per glycerol wassen, worden opgeslagen in glycerol) <ol start="19"><li> Voeg 1-2 ml kleuroplossing om de embryo's, wikkel de plaat in folie en controleer vlekken op regelmatige tijdstippen (ongeveer om de 20 minuten) tot kleuring is voldoende </li><li> Was de embryo's met PBST 2 keer voor 5 minuten om de kleuring reactie te stoppen </li><li> Uitdrogen embryo's met behulp van 10 minuten wast in 25% (1 keer) en 50% (2 keer) methanol in PBST, dan is in 100% methanol, op de achtergrond te verwijderen vlekken </li><li> Laat embryo's in 100% methanol incubeer gedurende minstens 2 uur bij kamertemperatuur </li><li> Hydrateren in PBST met behulp van 10 minuten wast in 50% (2 maal) en 25% (1 keer) methanol in PBST, daarna wassen in 100% PBST twee keer </li><li> Overdracht gebrandschilderde embryos tot een 80% glycerol oplossing in PBST, met behulp van een getrapte reeks van wast, en bewaar bij 4 ° C. </li></ol> Recepten: <ul><li> LB agar platen-10 g LB-agar + 250 ml gedestilleerd water, autoclaaf, bij koel aan toe te voegen 250 uL ampicilline, giet 15-20 ml warme oplossing in elke petrischaal, laat agar stollen </li><li> LB bouillon-12,5 g LB bouillon + 200 ml gedestilleerd water, autoclaaf, laat afkoelen voor gebruik </li><li> 1% TAE gel-0.4 g agarose, 40 ml 1x TAE, 2 pL ethidiumbromide; belasting zeven pi plasmide (Plasmide Transformatie van Target cDNA) of 3 pi riboprobe en 4 pi DEPC water (in situ DIG-gelabelde RNA-Probe Synthesis) + 1 ui laden kleurstof, 5 ul DNA-ladder </li><li> Prehybridisatie oplossing-50% formamide, 5x SSC, 9.2mM citroenzuur, 1% Tween-20 </li><li> Hybridisatie-oplossing-prehybridisatie oplossing plus 500 ug / ml tRNA en 50 ug / ml heparine </li><li> MAB-100mm maleïnezuur, 150mm NaCl, 0,2 M NaOH, 0,1% Tween-20, pH tot 7,5 </li><li> Het blokkeren van Solution-3 delen MAB, 1 deel 10% Boehringer het blokkeren van reagens in MAB, een deel warmte gedeactiveerd lam serum </li><li> AP buffer-60mm Tris-HCl pH 9,5, 60mm NaCl, 30mm MgCl 2, 0,1% Tween-20 </li><li> Kleuroplossing-5-broom-4-chloor-3-indolyl fosfaat (BVIE) en Nitro blauw tetrazolium (NBT) in AP buffer </li></ul> 4. Representatieve resultaten Wanneer deze wordt uitgevoerd correct, zal de reactie tussen de NBT, BCIP, en alkalische fosfatase vormen een paarse neerslag die moet op de zebravis embryo verschijnen als een paarse vlek. Riboprobes moet eerder worden gesynthetiseerd uit cDNA dat correspondeert met het gen van belang. Daarom kan worden geconcludeerd enige smet gevisualiseerd vertegenwoordigt gebieden van de zebravis, waarin het gen van belang is getranscribeerd op die bepaalde ontwikkelingsfase. Voor de toepassing van deze cursus werden riboprobes gesynthetiseerd uit aldh1a2 (voorheen raldh2; Begemann et al., 2001;. Figuur 1); fgf8a (Reifers et al., 1998;. Figuur 2); deltaC (Oates et al., 2005.); myod1 (Weinberg et al., 1996.) shha (. Krauss et al., 1993), pax2a (Brand et al., 1996;. figuur 3) en myl7 (voorheen cmlc2;. Yelon et al., 1999) cDNA. Kleuring werd verwacht in de middellijn en in de anatomische structuren met inbegrip van de somieten, tailbud, myotoom, hersenen en het hart. Ace/fgf8a mutanten werd verwacht dat ze gebreken in veel van deze structuren. Kleuring werd makkelijk kunnen worden gevisualiseerd met behulp van een standaard dissectiemicroscoop. Aanvullende bronnen bevatten meer informatie en het oplossen van problemen aan de wensen van technieken die vergelijkbaar zijn met de hier beschreven (Clark, 2003;. D'Costa et al., 2009; Schmoldt et al., 2009;. Schoenwolf, 2009). <img src="/files/ftp_upload/2533/2533fig1.jpg" alt="Figuur 1" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figuur 1"> Figuur 1. Een zebravis embryo 24 uur na de bevruchting, die is gehybridiseerd met riboprobes specifiek voor aldh1a2. Specifieke kleuring is te zien in de ogen, achterhersenen, borstvin knop primordia, en somieten. Anterior is naar de top, posterior is naar de bodem. <img src="/files/ftp_upload/2533/2533fig2.jpg" alt="Figuur 2" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figuur 2"> Figuur 2. Een zebravis embryo bij de 13 somiet stadium van de ontwikkeling die is gehybridiseerd met een probe specifiek voor fgf8a. Specifieke kleuring is te zien in de telencephalon, dorsale diencephalon, middenhersenen-achterhersenen grens, somieten, en tailbud. Ventraal is naar links, dorsale is aan de rechterkant. <img src="/files/ftp_upload/2533/2533fig3.jpg" alt="Figuur 3" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figuur 3"> Figuur 3. A 22 uur na de bevruchting zebravis embryo dat is gehybridiseerd met een riboprobe specifiek voor pax2a, een robuuste marker nuttig voor het visualiseren van het zenuwstelsel. Specifieke kleuring kan worden gezien in het vaatvlies spleet, middenhersenen-achterhersenen grens, Otic blaasje, en het ruggenmerg neuronen. Dorsale bekijken met anterior aan de linkerkant.

<ol><li>Albertson, R. C., Yelick, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Roles+for+fgf8+signaling+in+left-right+patterning+of+the+visceral+organs+and+craniofacial+skeleton%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Roles for fgf8 signaling in left-right patterning of the visceral organs and craniofacial skeleton.</a> Dev. Biol. 283, 310-321 (2005).</li>
<li>Aramaki, M., Kimura, T., Udaka, T., Kosaki, R., Mitsuhashi, T., Okada, Y., Takahashi, T., Kosaki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryonic+expression+profile+of+chicken+CHD7%2C+the+ortholog+of+the+causative+gene+for+CHARGE+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Birth+Defects+Res+A+Clin+Mol+Teratol%22%5BJournal%5D)">Embryonic expression profile of chicken CHD7, the ortholog of the causative gene for CHARGE syndrome.</a> Birth Defects Res A Clin Mol Teratol. 79, 50-57 (2007).</li>
<li>Begemann, G., Schilling, T. F., Rauch, G. J., Geisler, R., Ingham, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+zebrafish+neckless+mutation+reveals+a+requirement+for+raldh2+in+mesodermal+signals+that+pattern+the+hindbrain%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">The zebrafish neckless mutation reveals a requirement for raldh2 in mesodermal signals that pattern the hindbrain.</a> Development. 128, 3081-3094 (2001).</li>
<li>Brand, M., Heisenberg, C. P., Jiang, Y. J., Beuchle, D., Lun, K., Furutani-Seiki, M., Granato, M., Haffter, P., Hammerschmidt, M., Kane, D. A., Kelsh, R. N., Mullins, M. C., Odenthal, J., van Eeden, F. J., Kane, D. A., Nüsslein-Volhard, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mutations+in+zebrafish+genes+affecting+the+formation+of+the+boundary+between+midbrain+and+hindbrain%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Mutations in zebrafish genes affecting the formation of the boundary between midbrain and hindbrain.</a> Development. 123, 179-190 (1996).</li>
<li>Clark, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aClark%2C+M+%22In+situ+Hybridization%3A+Laboratory+Companion%22">In situ Hybridization: Laboratory Companion</a>. , Wiley-VCH. (2003).</li>
<li>D'Costa, A., Shepherd, I. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+development+and+genetics%3A+Introducing+undergraduates+to+developmental+biology+and+genetics+in+a+large+introductory+laboratory+class%5BTitle%5D)+AND+%22Zebrafish%22%5BJournal%5D)">Zebrafish development and genetics: Introducing undergraduates to developmental biology and genetics in a large introductory laboratory class.</a> Zebrafish. 6, 169-177 (2009).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Emerging+Model+Organisms%3A+A+Laboratory+Manual%2C+Volume+1%22">Emerging Model Organisms: A Laboratory Manual, Volume 1</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, NY. (2008).</li>
<li>Emerging Model Organisms: A Laboratory Manual, Volume 2. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, NY. (2010).</li>
<li>Geetha-Loganathan, P., Nimmagadda, S., Scaal, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wnt+signaling+in+limb+organogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Organogenesis%22%5BJournal%5D)">Wnt signaling in limb organogenesis.</a> Organogenesis. 4, 109-115 Forthcoming.</li>
<li>Geetha-Loganathan, P., Nimmagadda, S., Scaal, M., Huang, R., Christ, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wnt+signaling+in+somite+development%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Anat%22%5BJournal%5D)">Wnt signaling in somite development.</a> Ann Anat. 190, 208-222 Forthcoming.</li>
<li>Huelsken, J., Behrens, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Wnt+signaling+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">The Wnt signaling pathway.</a> J Cell Sci. 15, 3977-3978 (2002).</li>
<li>Krauss, S., Concordet, J. P., Ingham, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+functionally+conserved+homolog+of+the+Drosophila+segment+polarity+gene+hh+is+expressed+in+tissues+with+polarizing+activity+in+zebrafish+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">A functionally conserved homolog of the Drosophila segment polarity gene hh is expressed in tissues with polarizing activity in zebrafish embryos.</a> Cell. 75, 1431-1444 (1993).</li>
<li>Oates, A. C., Mueller, C., Ho, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cooperative+function+of+deltaC+and+her7+in+anterior+segment+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Cooperative function of deltaC and her7 in anterior segment formation.</a> Dev. Biol. 280, 133-149 (2005).</li>
<li>Pizard, A., Haramis, A., Carrasco, A. E., Franco, P., López, S., Paganelli, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-mount+in+situ+hybridization+and+detection+of+RNAs+in+vertebrate+embryos+and+isolated+organs%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Whole-mount in situ hybridization and detection of RNAs in vertebrate embryos and isolated organs.</a> Curr Protoc Mol Biol. Chapter 14, (2004).</li>
<li>Reifers, F., Bohli, H., Walsh, E. C., Crossley, P. H., Stainier, D. Y., Brand, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fgf8+is+mutated+in+zebrafish+acerebellar+%28ace%29+mutants+and+is+required+for+maintenance+of+midbrain-hindbrain+boundary+development+and+somitogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Fgf8 is mutated in zebrafish acerebellar (ace) mutants and is required for maintenance of midbrain-hindbrain boundary development and somitogenesis.</a> Development. 125, 2381-2395 (1998).</li>
<li>Schmoldt, A., Forecki, J., Hammond, D. R., Udvadia, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exploring+differential+gene+expression+in+zebrafish+to+teach+basic+molecular+biology+skills%5BTitle%5D)+AND+%22Zebrafish%22%5BJournal%5D)">Exploring differential gene expression in zebrafish to teach basic molecular biology skills.</a> Zebrafish. 6, 187-199 (2009).</li>
<li>Schoenwolf, G. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSchoenwolf%2C+GC+%22Laboratory+Studies+of+Vertebrate+and+Invertebrate+Embryos%3A+Guide+and+Atlas+of+Descriptive+and+Experimental+Development%22">Laboratory Studies of Vertebrate and Invertebrate Embryos: Guide and Atlas of Descriptive and Experimental Development</a>. , 9th Edition, Pearson Education- Benjamin Cummings. Upper Saddle River, NJ. (2008).</li>
<li>Stickney, H. L., Barresi, M. J., Devoto, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Somite+development+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Dyn%22%5BJournal%5D)">Somite development in zebrafish.</a> Dev Dyn. 219, 287-303 (2000).</li>
<li>Weinberg, E. S., Allende, M. L., Kelly, C. S., Abdelhamid, A., Murakami, T., Andermann, P., Doerre, O. G., Grunwald, D. J., Riggleman, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developmental+regulation+of+zebrafish+MyoD+in+wild-type%2C+no+tail+and+spadetail+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Developmental regulation of zebrafish MyoD in wild-type, no tail and spadetail embryos.</a> Development. 122, 271-280 (1996).</li>
<li>Yelon, D., Horne, S. A., Stainier, D. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Restricted+expression+of+cardiac+myosin+genes+reveals+regulated+aspects+of+heart+tube+assembly+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Restricted expression of cardiac myosin genes reveals regulated aspects of heart tube assembly in zebrafish.</a> Dev. Biol. 214, 23-37 (1999).</li>
</ol>

WISH werd gebruikt in een vergelijkend gewervelde Biologie practicum om studenten te helpen de rol van genetica in anatomische ontwikkeling te begrijpen door het visualiseren van bekende genexpressie patronen. Voor het eerste deel van de cursus, de studenten uitgevoerd dissecties op organismen die verschillende ongewervelde taxa, waardoor ze ruim de tijd om te studeren, te begrijpen, te vergelijken, en het contrast gewervelde anatomie. Als inleiding op het tweede deel van de cursus, waren studenten krijgen een hoorcollege beschreven ontwikkeling van de zebravis en anatomie. De methoden en verwachte resultaten van de wens experiment werden ook besproken. Studenten werden dan gegeven levende zebravis op somitogenesis en prim-6 stadia van ontwikkeling, en op 2 en 5 dagen na de bevruchting (DPF) te onderzoeken onder de microscoop te ontleden. Dit was om de studenten een beter begrip van wat zebravis embryo&#39;s eruit zien en de aard van de morfologische veranderingen die zich voordoen over ontogenie. In de volgende laboratorium sessie werden de studenten gegeven zebravis embryo&#39;s, waarin WISH eerder was uitgevoerd. Ze werden gevraagd te bestuderen en de genexpressie patronen te beschrijven voor elk gen van belang (riboprobe gebruikt). Embryo&#39;s die voor WISH waren afkomstig van kruisingen tussen leden van een heterozygote ace/fgf8a lijn. Op basis van Mendeliaanse overerving, werd 25% van de embryo&#39;s uit de ace/fgf8a paringen zal naar verwachting worden homozygote mutanten en defecten vertonen in veel van de anatomische structuren gericht op het in deze cursus. Gebaseerd op gepubliceerde rapporten en niet-gepubliceerde waarnemingen in de Albertson lab, werden gebreken in de hersenen en het oneigenlijke het hart looping verwacht, evenals gebreken aan de somieten (Brand et al., 1996;. Albertson en Yelick, 2005; persoonlijke observaties). De studenten werd gevraagd om alle exemplaren, wild-type (heterozygote dieren zijn niet te onderscheiden van wild type broers en zussen in een vroeg stadium van ontwikkeling) en homozygote mutanten te onderzoeken, voor elk gen gepresenteerde expressie patroon. Zij werden vervolgens gevraagd naar het laboratorium van rapporten beschrijven hun resultaten schrijven en op basis van hun kennis van de anatomie en genetica, hoe defecte gen expressie kan anatomische afwijkingen hebben neergeslagen. Studenten leek dit laboratorium te oefenen met spanning en nieuwsgierigheid te ontvangen. De meesten hadden nog nooit gebruikt WISH voor en waren zeer geïnteresseerd in dit deel van de cursus. Studenten de verschillende patronen van genexpressie te vinden in de zebravis embryo&#39;s intrigerende, sommigen zelfs beschreef de kleurpatronen gevisualiseerd door ze te associëren met bekende ontwerpen en symbolen, zoals een smiley gezicht. De resulterende lab rapporten bleek dat de studenten had een algemeen begrip van de wens protocol en de expressie van genen in specifieke anatomische structuren. Studenten werden ook verplicht om de specifieke functies van de genen te begrijpen bestudeerd met behulp van WISH tijdens het lab (Stickney et al., 2000;. Huelsken et al., 2002;. Geetha-Loganathan et al., 2008a;.. Geetha-Loganathan et al., 2008b ). Het was duidelijk echter dat bepaalde studenten beperkte achtergrond kennis van de signaalwegen en genen van interesse had. Meer informatie over deze concepten in het WISH inleidende lezing kan een welkome aanvulling op het gebruik van WISH in de toekomst Vergelijkende gewervelde Biologie cursussen. Aangezien het protocol over het algemeen duurt vier opeenvolgende dagen, afhankelijk van het schema van de cursus kan de student slechts in staat zijn om een ​​deel van het experiment in de klas en de instructeur moet verantwoordelijk zijn voor de rest af te ronden. In onze vergelijkende gewervelde biologie klas, studenten de vlekken reacties in het laboratorium, terwijl de student-assistent verricht alle voorgaande stappen. Als het de voorkeur van de Studenten voeren WISH in de klas hebben, kan het protocol worden verdeeld in onderafdelingen die kunnen worden uitgevoerd over meerdere laboratorium sessies, afhankelijk van het tijdsbestek van de klas. Als het niet haalbaar is voor studenten om de hele protocol uit te voeren, zoals het was hier te wijten aan het lab vergadering slechts een keer een week kunnen studenten de kleuroplossing toe te voegen aan het begin van de les en, afhankelijk van de gebruikte riboprobe, hebben de kleuring te voltooien binnen een uur. De tijd die het duurt voor de vlek te ontwikkelen varieert sterk met elkaar riboprobe en een verscheidenheid aan experimentele condities en moet vooraf worden bepaald voor de les. Met name indien studenten alleen zal de vlek in het lab te ontwikkelen, zal instructeurs verantwoordelijk zijn voor alle voorgaande stappen, wat veel tijd en moeite buiten het klaslokaal vereist. Indien gewenst, kan een korter alternatief WISH worden immunohistochemie, met behulp van antilichamen labels aan eiwit lokalisatie te visualiseren, maar op dit moment, zebravis-specifieke antilichamen voor ontwikkelingsstoornissen genen zijn niet direct beschikbaar. Een andere optie zou zijn om WISH uit te voeren op verschillende gewervelde diersoorten eennd hebben de studenten de expressiepatronen van dezelfde genen te vergelijken in verschillende organismen (Pizard et al., 2004;. Aramaki et al., 2007;. Emerging modelorganismen, 2008; Emerging modelorganismen, 2010). Het overkoepelende doel van het gebruik van WISH in een vergelijkend gewervelde Biologie cursus was om de leerlingen laten zien hoe moleculaire biologische technieken worden gebruikt om de anatomische ontwikkeling te bestuderen. Het bood ook een mogelijkheid voor studenten om te speculeren over hoe veranderde genexpressie kan leiden niet alleen tot ontwikkeling misvormingen, maar ook voor evolutionaire verandering. Geformaliseerd als evolutionaire ontwikkelingsbiologie (vaak aangeduid als &quot;evo-devo&quot;), deze snel groeiende vakgebied is gericht op genotype en fenotype koppelen door middel van ontwikkeling, en om potentiële mechanistische basis van evolutionaire verandering te helderen. Met de opkomst van dit gebied zijn meer ecologen, organismale biologen en fysiologen gebruik moleculaire technieken in hun onderzoek. We betogen dat het gebruik van de wens van in een vergelijkend Vertebrate Biologie cursus zal helpen om het curriculum up-to-date met de huidige technologische en conceptuele vorderingen in het onderzoek, en een betere horizontale uitlijning van de bovenste niveau biologie cursussen te vergemakkelijken door het combineren van biological deelgebieden. Bovendien zal deze geïntegreerde benadering bieden studenten de mogelijkheid om een ​​assortiment van biologisch onderzoek technieken te leren in een cursus, wat leidt tot een meer gediversifieerde onderwijs en de bevordering van de toekomstige interdisciplinair wetenschappelijk onderzoek.

<ul><li> Autoclaaf </li><li> Micro-centrifuge </li><li> 37 ° C incubator (met shaker) </li><li> 4 ° C micro-centrifuge </li><li> Waterbad </li><li> Draaikolk </li><li> Gelelektroforese apparatuur </li><li> -20 ° C vriezer </li><li> -80 ° C vriezer </li><li> Rocker / Shaker </li><li> 4 ° C koelkast </li><li> Dissectiemicroscoop (bij voorkeur met een leer scherm of camera) </li></ul>

met behulp van whole mount in situ hybridisatie aan moleculaire biologie en organismale link

Using Whole Mount in situ Hybridization to Link Molecular and Organismal Biology

Hele monteren in situ hybridisatie (WISH) is een veelgebruikte techniek in de moleculair-biologische laboratoria gebruikt om de genexpressie te bestuderen door de lokalisatie van specifieke mRNA transcripten binnen het gehele monteren exemplaar. Deze techniek (aangepast van Albertson en Yelick, 2005) werd gebruikt in een hoger niveau undergraduate Vergelijkende gewervelde Biology Laboratory klaslokaal op Syracuse University. De eerste twee derde van de gewervelde Vergelijkende Biologie practicum geeft studenten de mogelijkheid om de embryologie en anatomie van verschillende organismen die verschillende ongewervelde taxa in de eerste plaats via de traditionele dissecties en het gebruik van modellen te bestuderen. Het laatste deel van de cursus betrokken een innovatieve benadering van het onderwijs door middel van observatie anatomie van gewervelde ontwikkeling gebruik van moleculaire technieken, waarin WISH werd uitgevoerd op zebravis embryo&#39;s. Een heterozygoot fibroblast groei factor 8 een (fgf8a) mutant lijn, aas, werd gebruikt. Als gevolg van Mendeliaanse overerving, ace intercrosses geproduceerd wild type, heterozygote en homozygote ace/fgf8a mutanten in een verhouding 01:02:01. RNA probes met bekende uitdrukking patronen in de middellijn en de ontwikkeling van anatomische structuren, zoals het hart, de somieten, tailbud, myotoom, en de hersenen werden gebruikt. WISH werd uitgevoerd met behulp van zebravis bij de 13 somiet en prim-6 podia, met studenten het uitvoeren van de kleuring reactie in de klas. De studie van de zebravis embryo&#39;s in verschillende stadia van ontwikkeling gaf de studenten de mogelijkheid om te observeren hoe deze anatomische structuren veranderd ontogenie. Bovendien hebben sommige ace/fgf8a mutanten weergegeven oneigenlijk hart looping, en defecten in somiet en ontwikkeling van de hersenen. De studenten in dit lab observeerde de normale ontwikkeling van de verschillende orgaansystemen met behulp van zowel externe anatomie als genexpressie patronen. Zij hebben ook geïdentificeerd en beschreven embryo&#39;s tonen oneigenlijk anatomische ontwikkeling en gen-expressie (dat wil zeggen, vermeende mutanten). Voor instructeurs bij instellingen die niet al in het bezit van de vereiste apparatuur en waar fondsen voor lab en vernieuwing van het curriculum beperkt zijn, kan de financiële kosten van de reagentia en apparaten een factor om te overwegen, evenals de tijd en de inspanning die nodig is van de kant van de instructeur, ongeacht de instelling. Toch, we beweren dat het gebruik van WISH in dit soort klaslokaal het laboratorium instelling kan een belangrijke schakel tussen ontwikkelings-genetica en anatomie te geven. Naarmate de technologie evolueert en de mogelijkheid om organismale ontwikkeling te bestuderen op moleculair niveau wordt makkelijker, goedkoper en steeds populairder, zijn veel evolutionair biologen, ecologen, fysiologen en wenden zich tot onderzoek strategieën op het gebied van de moleculaire biologie. Het gebruik van WISH in een vergelijkend gewervelde Biologie laboratorium klas is een voorbeeld van hoe moleculen en anatomie kunnen samenkomen binnen een cursus. Dit geeft bovenste niveau studenten de kans om moderne biologische onderzoekstechnieken, wat leidt tot een meer gediversifieerde onderwijs en de bevordering van de toekomstige interdisciplinair wetenschappelijk onderzoek de praktijk.

Whole mount<em&gt; In situ</em&gt; Hybridisatie (WISH) werd gebruikt in een hoger niveau undergraduate Vergelijkende gewervelde Biologie cursus in aanvulling op dissecties gewervelde dieren. Dit gaf de studenten de gelegenheid om genexpressie te bestuderen als anatomie, die de studie van moleculaire biologie en organismale binnen een cursus.

Met behulp van Whole Mount In situ Hybridisatie aan Moleculaire Biologie en organismale Link

Whole mount in situ hybridisatie (WISH) is een veelgebruikte techniek in moleculaire biologielaboratoria om genexpressie te bestuderen door de lokalisatie van ...

Het algemene doel van deze procedure is om patronen van genexpressie in zebravissenembryo's te observeren tijdens specifieke ontwikkelingsstadia. Dit wordt bereikt door eerst een digoxygengelabelde antisense riboprobe te hybridiseren met het mRNA van het gen van belang. De tweede stap is het detecteren van de riboprobe.Gebruik een antilichaam voor doxygen waarbij het antilichaam is geconjugeerd aan een alkalische fosfatase-enzym. De derde stap van de procedure is het kleuren door toevoeging van NBT en BCIP, die reageren met het alkalische fosfatase-enzym om een onoplosbaar paars precipitaat te vormen. De laatste stap van de procedure is het incuberen van voldoende gekleurde embryo's in methanol om aspecifieke kleuring te verminderen.Uiteindelijk kunnen resultaten die genexpressiepatronen in volledige zebravisembryo's in specifieke ontwikkelingsstadia tonen, worden verkregen middels whole-mount in situ hybridisatie. Het belangrijkste voordeel van deze techniek ten opzichte van bestaande methoden, zoals traditionele histologische demonstraties of dissecties in de klas, is dat het studenten de mogelijkheid biedt om conceptuele bruggen te slaan tussen moleculaire biologie en trends in de ontwikkeling en evolutie van organismen, wat zorgt voor een werkelijk integratieve ervaring. Hoewel deze methoden traditioneel zijn gebruikt om de ontwikkeling van enkele modelorganismen te bestuderen, kunnen ze eenvoudig worden toegepast op andere niet-modelorganismen om de conservatie van ontwikkelingspaden over vertebrata-taxa heen te begrijpen, evenals de punten waar deze paden afwijken en leiden tot evolutionaire noviteiten.Deze methode kan onbekend zijn voor bachelorstudenten, waardoor sommige studenten in het begin moeite kunnen hebben, maar het aanleren van deze methode zal hen van pas komen bij onderzoeksprojecten tijdens de bachelor en in vervolgvakken. Om met deze procedure te beginnen, gebruikt u een transferpipet om ongeveer 50 zebravisembryo's over te brengen naar een micro-afvalbuisje. Verwijder het overtollige vloeistof en pipetteer vervolgens 1,5 milliliters 4% paraformaldehyde in het buisje.Plaats de buis met embryo's gedurende de nacht bij kamertemperatuur op een agitator. Verwijder de volgende ochtend het fixatief en gooi dit weg. Voeg 1,5 milliliters fosfaatgebufferde zoutoplossing met 0,1% tween 20 toe aan de embryo's om deze te wassen.Gebruik een fijne pincet om de embryo's handmatig te coaten indien nodig, en gebruik een transferpipet om de gecoate embryo's in een schone microfused buis te plaatsen. Pipetteer vervolgens 1,5 milliliters van 25%methanol en PBST in de buis. Na incubatie gedurende één uur wordt zoveel mogelijk van deze oplossing geaspireerd zonder de embryo's te verstoren.Vervang dit vervolgens door 1,5 milliliters van 50% methanol in PBST en incubeer gedurende minimaal één uur. Vervang dit tot slot door 1,5 milliliters van 100% methanol en bewaar bij minus 20 degrees Celsius. De embryo's kunnen worden bewaard in methanol bij minus 20 degrees Celsius.Wanneer deze klaar zijn voor gebruik, pipetteer dan de methanol uit de buis en gooi de pipet weg. Voeg 50% methanol in PBST toe aan de buis en incubeer gedurende 10 minuten. Herhaal dit, was een tweede keer, aspireer vervolgens de oplossing en herhaal de incubatie met 25% methanol in PBST.Was tenslotte twee keer gedurende 10 minuten in 100% PBST en bereid een 10% waterstofperoxide-oplossing in PBST. Dompel de zebravissenembryo's in deze oplossing bij kamertemperatuur, met de dop van het microcentrifugebuisje open, gedurende 10 tot 20 minuten, afhankelijk van de leeftijd van het embryo. Om eventuele donkere pigmentatie te verwijderen, wordt de waterstofperoxide-oplossing met een transferpipet verwijderd en weggegooid.Spoel de embryo's meerdere keren in 1,5 milliliters PBST om de reactie te stoppen. Verdun een stockoplossing van proteinase K van 50 milligram per milliliter 1 op 5.000 in PBST. Meestal is dit één microliter proteinase K in 4,999 milliliters PBST.Verwijder de PBST bij de embryo's. Gebruik een transferpipet om de vloeistof weg te werpen en voeg 1,5 milliliters proteinase K-oplossing toe aan de buis. Laat de embryo's bij kamertemperatuur drie tot 15 minuten onderdompelen in de proteinase K-oplossing, afhankelijk van de leeftijd van de embryo's.Was meerdere keren met PBST om de reactie te stoppen. Verwijder vervolgens de PBST en dompel de embryo's gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur onder in 4% formaldehyde om opnieuw te fixeren; verwijder de paraformaldehyde met een transferpipet en gooi deze weg. Voeg 1,5 milliliters PBST toe aan de embryo's en was gedurende vijf minuten.Pipette de PBST voorzichtig uit het vials en gooi deze weg. Herhaal de wasstap met nog eens twee volumes PBST. Ga vervolgens over naar de hybridisatie van de rip-probe, verwarm het waterbad voor tot 70 °C en bereid de pre-hybridisatieoplossing.Gebruik vervolgens een transferpipet om de PBST te verwijderen en weg te gooien. Dompel de embryo's onder in 0,5 milliliters prehybridisatie-oplossing en incubeer deze gedurende twee tot drie uur in het waterbad van 70 degree Celsius, waarbij zorgvuldig wordt voorkomen dat de embryo's worden verstoord.Pipetteer de prehybridisatieloplossing uit de micro-afvalbuis en gooi deze weg. Pipetteer voorzichtig 0,5 milliliters hybridisatieloplossing in de buis. Voeg vervolgens snel de eerder gesynthetiseerde doxygen toe in de gelabelde ribo.Er worden riboprobe-concentraties gebruikt die variëren rond de 1 µg/mL in de buis. Incubeer dit gedurende de nacht bij 70 °C. Bereid de volgende dag oplossingen van 75%, 50% en 25% PHS in 2× saline sodium citrate, evenals oplossingen van 2× SSC en 0,2× SSC.Warm meer oplossingen op in het waterbad van 70 °C. Wanneer de oplossingen 70 °C hebben bereikt, haalt u ze uit het waterbad. Aspireer vervolgens de hybridisatieoplossing uit de buis en gooi deze weg.Voeg 0,5 milliliters van elke warme P-H-S-S-S-C-oplossing toe en incubeer de embryo's in elke oplossing gedurende 10 minuten bij 70 degrees Celsius. Incubeer de embryo's tot slot in de 0,2 times SSC-oplossing bij 68 degrees Celsius gedurende 30 minuten. Aspireer de 0,2 times SSC-oplossing uit de buis en gooi deze weg.Incubeer de embryo's in 1,5 milliliter appelzuurbuffer pH 7,5 bij kamertemperatuur gedurende 10 minuten. Herhaal dit en was een tweede keer. Bereid de blokkeringsoplossing voor volgens het beschreven protocol.Breng de embryo's in MAB over naar elke put van een 12-wells plaat. Verwijder het overtollige MAB en pipetteer één tot twee milliliter blokkeeroplossing in elke put.Incubeer bij kamertemperatuur met agitatie gedurende ten minste drie uur. Verdun het antigeen in antilichaam 1:2000 in de resterende blokkeringsoplossing. Incubeer bij kamertemperatuur gedurende ten minste drie uur met zachte agitatie.Zorg ervoor dat de embryo's niet worden verstoord. Pipetteer de blokkeringsoplossing uit de putjes van de plaat en gooi deze weg. Pipetteer voorzichtig de eerder bereide anti-doxygene antilichaam- en blokkeringsoplossing in de putjes en incubeer dit gedurende de nacht bij 4 °C.Was de volgende dag de embryo's in vijf opeenvolgende spoelingen van 1,5 milliliters appelzuurbuffer. Laat de embryo's vijf minuten incuberen in de appelzuurbuffer. Voer vervolgens bufferwisselingen uit en incubeer tweemaal gedurende 10 minuten.Eén interval van 30 minuten en één interval van 60 minuten. Aspireer de laatste wasbeurt van meic-zuurbuffer uit de wells en gooi de pipet weg. Breng 1,5 tot twee milliliters alkalische fosfatasebuffer aan in de wells en incubeer gedurende vijf minuten.Herhaal dit proces twee keer. Verwijder de alkalische fosfatasebuffer en voeg 1,5 tot twee milliliter kleuringsoplossing toe aan de putjes. Wikkel de gehele plaat in aluminiumfolie om deze tegen licht te beschermen en schud voorzichtig op intervallen van 20 minuten.Stop het schudden en observeer de embryo's onder de dissectiemicroscoop om te controleren of er voldoende kleuring is bereikt. Zodra er voldoende kleuring zichtbaar is, wordt de kleuringsoplossing met een pipet uit de wells verwijderd en weggegooid. Vervang deze door PBST om de kleuringsreactie te stoppen.Herhaal het wasproces met een ander volume PBST, pipetteer de PBST uit de wells en gooi deze weg om de embryo's te dehydrateren. Pipetteer 1,5 tot twee milliliter 25% methanol in PBST in de wells en incubeer gedurende 10 minuten. Herhaal dit proces tweemaal met 50% methanol in PBST gedurende nog eens 10 minuten per wasbeurt. Breng de embryo's vervolgens over naar 100% methanol en incubeer gedurende ten minste twee uur om aspecifieke kleuring te verminderen.Pipette na incubatie de methanol uit de wells en gooi deze weg om de embryo's te rehydrateren. Was tweemaal met 50% methanol in PBST, gevolgd door 25% methanol in PBST gedurende elk 10 minuten. Was vervolgens tweemaal met 100% PBST gedurende telkens 10 minuten.Breng tenslotte de gekleurde embryo's over naar een 80% glyceroloplossing in PBST middels een reeks graduele wasstappen en bewaar deze bij vier graden Celsius tot de observatie; bij een correcte uitvoering is dit resultaat zichtbaar. De expressie van het gen van belang wordt aangegeven door de verschijning van een paarse kleuring op het zebravissenembryo. Deze afbeelding toont een zebravissenembryo 24 uur na de bevruchting, dat is gehybridiseerd met RIBA-probes specifiek voor AAL DH one A two; specifieke kleuring is zichtbaar in de ogen, het rhombencephalon, de borstvinknop, de ria en de somieten.Deze afbeelding toont een zebravisembryo in het stadium van 13 somieten dat is gehybridiseerd met een probe specifiek voor FGF eight A. In dit geval is specifieke kleuring zichtbaar in de tline kelon, dorsale Dion, Kelon middenhersenen, grens van de achterhersenen, somieten en de staartknop. Deze afbeelding toont een zebravisembryo 22 uur na bevruchting dat is gehybridiseerd met de probe specifiek voor PAX two A, een robuuste marker die nuttig is voor de visualisatie van het zenuwstelsel.Zodra de methode onder de knie is, kan specifieke kleuring worden waargenomen in de choroide fissuur, de middenhersenen, de grens tussen de midden- en achterhersenen, de otische blaas en de neuronen van het ruggenmerg. Deze techniek kan worden aangepast om over meerdere laboratoriumsessies te worden uitgevoerd, afhankelijk van het rooster van de cursus. Mogelijk is aanvullende tijd en inspanning buiten de lesruimte vereist door de instructeur.Na het bekijken van deze video hopen we dat u zich prettiger voelt bij het idee om whole mount- en C2-hybridisatie in een laboratorium voor bachelorstudenten te introduceren. Naarmate studenten deze vaardigheden ontwikkelen, kan kennis van deze techniek hun overgang naar onderzoekservaring in de hogere jaren van de studie of in een graduate-programma vergemakkelijken.

using-whole-mount-situ-hybridization-to-link-molecular-organismal

Research

JoVE Journal

Biology

Biologie

Deze video toont twee-kleuren ganse berg in situ hybridisatie, een methode waarmee de ruimtelijke en temporele expressie patroon van twee verschillende genen kunnen worden gevisualiseerd in jonge kippenembryo's. Deze methode werd oorspronkelijk geïntroduceerd door David Wilkinson, Domingos Henrique, Phil Ingham en David Ish-Horowicz.

Dubbele Hele Mount in situ hybridisatie van het vroege embryo&#39;s Chick

Hele monteren in situ hybridisatie is een van de meest gebruikte technieken in de ontwikkelingsbiologie. Hier presenteren wij een hoge resolutie dubbele fluorescente in situ hybridisatie protocol voor de analyse van de precieze expressiepatroon van een enkel gen en voor het bepalen van de overlap van de expressie-domeinen van twee genen. We nemen een propidiumjodide nucleair anti-vlek weefsel organisatie te markeren.

Zebravis hele Mount High-Resolution Double Fluorescent In Situ Hybridisatie

Een combinatie van verschillende technieken om het verzamelen van gegevens te maximaliseren van muis weefsel wordt gepresenteerd.

De combinatie van Lipophilic kleurstof, In situ Hybridisatie, immunohistochemie, en Histologie

Hele Mount<em&gt; In situ</em&gt; Hybridisatie van E8.5 aan E11.5 muis embryo&#39;s

Hier beschrijven we een geheel gemonteerde...

Hele Mount RNA TL<em&gt; In situ</em&gt; Hybridisatie van<em&gt; Drosophila</em&gt; Embryo&#39;s

Door het combineren van methoden voor RNA whole...

RNA<em&gt; In situ</em&gt; Hybridisatie in Hele Mount Embryo&#39;s en histologie Aangepast voor Marine kraakbeenvissen

De zebravis, een kleine tropische vissen, is uitgegroeid tot een populair model voor het bestuderen van gen-functie tijdens gewervelde ontwikkeling en ziekte. De ruimtelijke en temporele expressie van de doelwitgenen worden...

Hoge resolutie Hele Mount<em&gt; In Situ</em&gt; Hybridisatie in zebravis embryo&#39;s om genexpressie en functie te bestuderen

We beschrijven een multi-target chromogene whole-mount in situ hybridisatie (MC-WISH) procedure in intacte Drosophila embryo's toestaan ​​gelijktijdige en specifieke detectie van drie verschillende mRNA distributie patronen door contrasterende kleur neerslagen.

Multi-target Chromogene Whole-mount<em&gt; In Situ</em&gt; Hybridisatie voor het vergelijken van genexpressie Domeinen in<em&gt; Drosophila</em&gt; Embryo

Deze video artikel beschrijft een eenvoudige in vivo methodiek die gebruikt kunnen worden om systematisch en efficiënt te karakteriseren componenten van complexe signaalwegen en regulatorische netwerken in vele ongewervelde embryo's.

De kracht van eenvoud: Sea Urchin Embryo&#39;s als<em&gt; In Vivo</em&gt; Developmental Modellen voor het bestuderen van complexe Cell-to-cell signaling Network Interactions

Visualisatie van de expressie van genen in embryonale Astyanax cavefish kunnen dit protocol. Deze aanpak is ontwikkeld met als doel het maximaliseren van gen expressie signaal, terwijl het minimaliseren van aspecifieke achtergrondkleuring.

Wholemount In Situ hybridisatie voor Astyanax embryo 's

Leer whole mount in situ hybridisatie voor genexpressiepatronen in zebrafishembryo's. Deze methode verbindt moleculaire biologie met organismeontwikkeling en biedt studenten praktische onderzoeksvaardigheden.

Met behulp van Whole Mount In situ Hybridisatie aan Moleculaire Biologie en organismale Link

Meer video's verkennen