Name: De voorbereiding van Adult Drosophila Ogen voor Thin Sectioning en microscopisch onderzoek (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-08-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 49 s
Description: Leer hoe je volwassen Drosophila ogen voorbereidt voor dunne secties en microscopisch onderzoek. Deze methode maakt gedetailleerde analyse van oogfenotypen en genetische interacties mogelijk.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ik wil graag Dr Jennifer Curtiss bedanken voor de foto&#39;s in Fig. 1 en Jeremy Fagan en Dr Florence Marlow voor het kritisch lezen van het manuscript. Ons werk wordt ondersteund door NIH subsidie ​​1R01GM088202.

1. Vlieg hoofd dissectie <ol><li> Zorg ervoor dat u alle materialen bij de hand (met inbegrip van gelatine gecoate glaasjes). Bereid glutaaraldehyde en Osmium fixatieven (zie hieronder). Per genotype te verankeren, aliquot 200μl glutaaraldehyde fix oplossing in 1,5 ml buizen op ijs. </li><li> Verdoven vliegen aan de CO 2 pad (we meestal te ontleden zeven vliegen hoofden tot zes insluiten per genotype in het geval een hoofd is vernietigd tijdens de procedure). </li><li> Houden en iets hoger druk op de borstkas van de vlieg-, rug-zijde, met een pincet en gebruik een scherpe scalpel af te snijden het hoofd. </li><li> Het stabiliseren van de vlieg hoofd door het aanraken van de hals met het pincet en zorgvuldig slice off een klein deel van een oog. Dit verhoogt de penetratie van het fixatief (als u van plan bent uw oog secties te gebruiken voor klonale analyse, snijd het oog met geen of kleinere klonen). Vermijd het aanraken en beschadiging van de intacte oog, dat later zal worden coupes. </li><li> Raak het hoofd met een pincet of het scalpel op het oppervlak van de cut-off oog en breng het hoofd in glutaraldehyde / fosfaat fixatief op ijs (de hoofden vaak drijven op de top van het fixatief) De ontlede koppen mag niet worden bewaard in glutaaraldehyde vast voor langere dan 15 minuten voor de toevoeging van Osmium. Herhaal stap 1.2-1.5 met de andere vliegen van hetzelfde genotype. </li></ol> 2. Fixatie en inbedding (gebruik handschoenen voor alle stappen!) <ol><li> Spin de flyheads in Eppendorf centrifuge gedurende 1 minuut bij 10.000 rpm. Blijven, zelfs als hoofden niet zinken. </li><li> Voeg 200μl van OSO 4 oplossing en fix voor ten minste 30 minuten en maximaal een uur op het ijs. </li><li> Met behulp van een Pasteur pipet, verwijder dan de glutaaraldehyde / Osmium-oplossing (zorg ervoor dat de juiste afvalverwerking procedures te gebruiken!) En te vervangen door 200μl Osmium oplossing. Incubeer op ijs voor 1-6 uur. Zorg altijd dat de koppen zijn volledig bedekt met vloeibare en nooit verwijder alle van de oplossing als de hoofden of de ogen zou kunnen instorten! </li><li> Met behulp van een Pasteur pipet, gooi fixatief, voeg 0,5-1ml 30% ethanol en incubeer gedurende ten minste 5 minuten op ijs (zorg ervoor dat de juiste afvalverwerking procedures te gebruiken omdat de ethanol bevat nu Osmium!). </li><li> Herhaal de bovenstaande stap met 50%, 70%, (80%), 90% en tweemaal 100% ethanol. Onder de 80% ethanol stap over als het gebruik van de ogen voor elektronen microscopische analyse. Na de 70% wasstap, kunnen de monsters worden verwijderd uit het ijs. </li><li> Vervang de ethanol met een gelijk volume van propyleenoxide (vluchtige, blijven werken in de kap). Incubeer gedurende 10 minuten bij kamertemperatuur. </li><li> Herhaal propyleenoxide te wassen. Werk in batches, indien de verwerking van een groot aantal genotypes in parallel om te voorkomen dat instorten van de ogen als gevolg van verdamping van het propyleen oxide. </li><li> Verwijder het merendeel van de propyleenoxide en met behulp van een plastic transferpipet, voeg ongeveer 500μl van een 1:1 hars: propyleenoxide oplossing. Evenwicht 's nachts bij kamertemperatuur. </li></ol> 3. Inbedding en regeling in mallen <ol><li> Zorg ervoor dat alle schimmels zijn gelabeld om spoor van uw verschillende genotypen te houden, vul dan de vormen met 100% hars. Vul niet te veel (geen 'hoge heuvels' over het oppervlak van de mallen bij het zoeken dwars door het matrijsoppervlak). Gebruik harde hars voor EM analyse. </li><li> Met behulp van een transferpipet, verwijder dan de 50% hars van de koppen, te vervangen door 100% hars, en incubeer gedurende 3-4 uur bij kamertemperatuur. Als hoofd worden geïnfiltreerd met hars, zullen ze zinken naar de bodem van de buis. </li><li> Met behulp van een tandenstoker die is hit op een hard oppervlak eenmaal op een kleine haak te creëren, de overdracht een hoofd op het moment dat in een mal. </li><li> Leg aluminiumfolie op het werkgebied van uw ontleden mogelijkheden om het te beschermen tegen de hars morsen. </li><li> Met behulp van een dissectie naald en zoekt al uw bereik ligt, wervelen de kop een beetje in de hars en zorgvuldig te verplaatsen naar de onderkant van de mal dicht bij het puntige uiteinde. </li><li> Lijn het oppervlak van het intacte (!) Oog (of uw toekomstige snijden het vliegtuig als je wilt doorsnede hebben) de hals naar beneden met de voorste wand van de mal, en zorg ervoor dat de tangentiële oppervlak van het oog ongeveer een half hoofd te houden diameter uit de buurt van de mal muur. In zeldzame gevallen, een oog instortingen die kan worden gezien als een lege ruimte tussen het oogoppervlak en het hoofd cuticula. Als je een ingestort oog, vervang deze dan met de 7 e reserve-oog. </li><li> Herhaal dit met alle hoofden. Eenmaal gedaan met alle uitlijningen, re-check alle ogen om ervoor te zorgen dat ze bewoog niet toen u de naald uit de hars. </li><li> Als je problemen hebt met de ogen bewegen als het verwijderen van de naald ontleden, de positie van de ogen zoals gewenst, snel intrekken van de naald een beetje uit de buurt van het hoofd en dan langzaam volledig verwijderen van de naald. </li><li> 'S nachts Bak de schimmels bij 70 ° C. </li></ol> 4. Trimmen en snijden <ol><li> Verwijder de verharde blokken van de mallen door het buigen van de mallen, keeping spoor van welk blok komt overeen met die genotype (bv op te slaan in kleine scintillatieflesjes). </li><li> Voor het trimmen, gebruik van een klauwplaat geschikt is voor uw microtoom dat gemonteerd is open op een blok van plexiglas of aluminium. Monteer het blok te trimmen, het oog omhoog, in de boorkop. </li><li> Onder de dissectie bereik met behulp van een Teflon coating scheermes beval, voorzichtig afgesneden alleen de bovenste laag van je blok. Dit laat een duidelijke ondergrond maar die moet u het oog te zien en kan dus de toekomst voorspellen vlak van snijden. Vermijd het snijden van uw vingers! </li><li> Snijd overtollig plastic aan beide zijden van het hoofd en aan de voorkant (dat wil zeggen wat vroeger naar de top van de mal worden bij het uitlijnen van de ogen) tot het grootste deel van het plastic rond het hoofd is afgesneden. Het beste is om het hoofd langzaam benadering door het afsnijden van meerdere dunne lagen plastic. </li><li> Met behulp van een schoon scheermesje, verwijder voorzichtig dunne lagen van de bovenkant van het oog in de exacte vliegtuig dat u wilt verderop (meestal tangentiaal aan het oog, onder een lichte hoek naar de originele mal oppervlak). </li><li> Ga door totdat je gewoon beginnen weg te snijden de buitenkant van het oog. Zorg ervoor dat u schone gebieden van het blad tot een glanzende, transparante oppervlak, waardoor afstemming maakt in de microtoom makkelijker te verkrijgen. </li><li> Om te besparen op scheermesjes, gebruik van oudere bladen voor de ruwe trimmen rond de zijkanten van het blok en gebruik een nieuw blad voor de fijne trimmen (eerste snede en 4.6). Op het einde heb je een driezijdige piramide met een licht gekanteld, cut-off top die overeenkomt met uw toekomstige sectie vliegtuig. </li><li> Monteer het blok in de microtoom. De werkelijke snijden is afhankelijk van het type microtoom en zal niet in detail beschreven hier. We maken gebruik van een Sorvall MT5000 met een histo kwaliteit diamant mes om 0,5 tot 1 uM delen te snijden. Voor lichte microscopische analyse, doe lichte variaties in paragraaf dikte van niet meer toe. Als snijden klonen gekenmerkt door een White + transgen, sectie 1 uM secties om te zorgen voor voldoende pigment korrels naast de rhabdomeres per sectie (afb. 2) hebben. </li><li> Secties zullen drijven op het water. Lift eerste 20 tot 30 secties met een afgeplat uiteinde van een houten Q-tip van onder het wateroppervlak in een draaiende beweging en dragen ze in een druppel water op een gelatine gecoat glas dia (bewaard op een verwarmingsplaat rond 100 ° C ). </li><li> Herhalen met een andere 20-30 secties. Wacht tot het water is verdampt en secties vasthouden aan de dia. Meestal delen van drie ogen gerangschikt in drie kolommen (drie ogen) door twp rijen (boven / onder secties) past goed op een dia. </li></ol> 5. Vlekken en microscopische analyse <ol><li> Tenzij snijden klonen, beits secties. Plaats slide met secties op een set verwarmingsblok op 90 ° C. Verdeel Toluidine-blauwe vlekken oplossing van een 30 ml injectiespuit bevestigd aan een 0.22μm filter op de glijbaan en vlek gedurende 10 seconden. Onmiddellijk uitgebreid spoelen met gedestilleerd water. De lucht drogen. </li><li> Met behulp van een plastic transferpipet, te distribueren 3 druppels DPX montage medium op de glijbaan en bedek met een dekglaasje aan. Top met 3 dubbeltjes en laat de montage medium hard (bijvoorbeeld 's nachts bij kamertemperatuur). </li><li> Beeld met een lichtmicroscoop. Gebruik een 5x of 10x lens om een ​​goede sectie te vinden en vervolgens naar een 63x olie-immersie lens schakelaar voor gedetailleerde analyse en fotograferen. We meestal gebruik van fase-contrast-instellingen, maar donkerveld optiek zo goed werkt. </li></ol> 6. Representatieve resultaten: Meestal zijn ogen ingebed in kunststof voor een gedetailleerde analyse van de externe ruwe oog fenotypes gedetecteerd als onderdeel van een genetische screen of in het proces van het testen van genetische interacties met genen waarvan bekend is of algemene oogstructuur of polariteit beïnvloeden. Typische resultaten van de ogen secties zijn weergegeven in figuur 3. Wild-type ommatidia (Fig. 3A) tonen de volledige fotoreceptor te vullen, omgeven door een rooster van pigmentcellen. In tegenstelling, in een strabismus (stbm, alias van-gogh 7) mutant, de ommatidial polariteit is verloren en, hoewel de volledige fotoreceptor complement aanwezig is, rotatie en chiraliteit zijn gerandomiseerde (Fig. 3B). Aangezien de stbm allel doorsnede was in aw - achtergrond, zijn de pigmentkorrels ontbreekt in Fig. 3B. Figuur 3C toont een voorbeeld van een klonale analyse. Drosophila Rho kinase (Drok) is vereist voor ommatidial rotatie als voor de structurele integriteit van het oog 8. Homozygote Drok twee klonen kunnen worden geïdentificeerd door de afwezigheid van pigment in de pigmentcellen en de rhabdomeres (typisch, zijn klonen geïnduceerd met behulp van eyeless-Forever en een P-element met een sterk uitgesproken witte marker-gen aanvulling op een achtergrond w - mutatie in het wild -type en heterozygote weefsel). Het is dus mogelijk om mutant op te sporen door hun gebrek aan pigment. Als gevolg van de cel-autonomie van de pigmentatie in de R-ceLLS eerder genoemde, genotypen van individuele O-cellen kan worden vastgesteld (zie de pijlen in Fig. 3C). <img src="/files/ftp_upload/2959/2959fig1.jpg" alt="Figuur 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 1"> Figuur 1. Drosophila oog is een uitstekend modelsysteem voor biologen, omdat, in tegenstelling tot het gladde oppervlak van een wild-type eye (A), het oppervlak van een mutant oog is extern vaak ruw (B), indicatief van onderliggende oog fenotypes . In alle figuren, anterior is naar links en dorsale om is. Foto's Met dank aan Dr Jennifer Curtiss, NMSU, Las Cruces, NM, USA. <img src="/files/ftp_upload/2959/2959fig2.jpg" alt="Figuur 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 2"> Figuur 2. Light microscopische beelden van enkele ommatidia coupes met behulp van de beschreven methode. Slechts zeven R-cellen zichtbaar zijn op een moment per ommatidium, omdat R7 ligt op de top van de R8. (A, A ') op de R7-niveau, is de cel lichaam van R7 geconstateerd tussen R1 en R6 (gele pijl in A'). In tegenstelling, op de R8-niveau (B), is de cel lichaam van R8 geconstateerd tussen R1 en R2 (gele pijl in B '). Blauwe pijlen markeren de pigmentkorrels die gebruikt kunnen worden als een cel-autonome pigment marker. <img src="/files/ftp_upload/2959/2959fig3.jpg" alt="Figuur 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 3"> Figuur 3. Tangentiële secties door middel van wild-type (A), stbm (B) en Drok (C) mutant volwassen Drosophila ogen. Schema's onder de secties geven de polariteit van ommatidia (zie (A) voor de pijlen). Cirkels vertegenwoordigen ommatidia met defecten in de afdrukband te vullen. Gele lijnen geven de dorsale / ventrale lijn van symmetrie (evenaar). In tegenstelling tot de goed georiënteerde ommatidia van wild-type (A), is de vlakke organisatie verloren in de stbm mutant (B). Merk op dat het gedeelte van de stbm mutant getoond mist pigment als gevolg van de w - mutant achtergrond. (C) Omdat Drok mutaties zijn dodelijk, moeten ze worden geanalyseerd in klonen. Zo, gepigmenteerde cellen zijn wild-type of heterozygoot (gevulde blauwe pijlpunten), terwijl R-cellen ontbreekt pigment (open blauw pijlpunten) zijn homozygoot mutant. Naast de rotatie gebreken, Drok mutanten ook vertonen structurele gebreken, met inbegrip ontbrekende of overtollige nummers van R-cellen. Merk op dat voor klonale analyse, de secties niet gekleurd om te voorkomen dat het zicht op de pigmentkorrels.

<ol><li>Harvey, K. F., Pfleger, C. M., Hariharan, I. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Drosophila+Mst+ortholog%2C+hippo%2C+restricts+growth+and+cell+proliferation+and+promotes+apoptosis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">The Drosophila Mst ortholog, hippo, restricts growth and cell proliferation and promotes apoptosis.</a> Cell. 114, 457-457 (2003).</li>
<li>Secombe, J., Li, L., Carlos, L., Eisenman, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Trithorax+group+protein+Lid+is+a+trimethyl+histone+H3K4+demethylase+required+for+dMyc-induced+cell+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dev%22%5BJournal%5D)">The Trithorax group protein Lid is a trimethyl histone H3K4 demethylase required for dMyc-induced cell growth.</a> Genes Dev. 21, 537-537 (2007).</li>
<li>Cagan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+of+Drosophila+eye+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Top+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Principles of Drosophila eye differentiation.</a> Curr Top Dev Biol. 89, 115-115 (2009).</li>
<li>Jenny, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Planar+cell+polarity+signaling+in+the+Drosophila+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Top+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Planar cell polarity signaling in the Drosophila eye.</a> Curr Top Dev Biol. 93, 189-189 (2010).</li>
<li>Tomlinson, A., Ready, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+fate+in+the+Drosophila+Ommatidium%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Cell fate in the Drosophila Ommatidium.</a> Dev. Biol. 123, 264-264 (1987).</li>
<li>Tomlinson, A., Ready, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+differentiation+in+the+Drosophila+ommatidium%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Neuronal differentiation in the Drosophila ommatidium.</a> Dev. Biol. 120, 366-366 (1987).</li>
<li>Jenny, A., Darken, R. S., Wilson, P. A., Mlodzik, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prickle+and+Strabismus+form+a+functional+complex+to+generate+a+correct+axis+during+planar+cell+polarity+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Embo+J%22%5BJournal%5D)">Prickle and Strabismus form a functional complex to generate a correct axis during planar cell polarity signaling.</a> Embo J. 22, 4409-4409 (2003).</li>
<li>Zheng, L., Zhang, J., Carthew, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((frizzled+regulates+mirror-symmetric+pattern+formation+in+the+Drosophila+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">frizzled regulates mirror-symmetric pattern formation in the Drosophila eye.</a> Development. 121, 3045-3045 (1995).</li>
<li>Reinke, R., Zipursky, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell-cell+interaction+in+the+Drosophila+Retina%3A+The+bride+of+sevenless+Gene+is+required+in+photoreceptor+cell+R8+for+R7+cell+development%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Cell-cell interaction in the Drosophila Retina: The bride of sevenless Gene is required in photoreceptor cell R8 for R7 cell development.</a> Cell. 55, 321-321 (1988).</li>
<li>Wolff, T., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((strabismus%2C+a+novel+gene+that+regulates+tissue+polarity+and+cell+fate+decisions+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">strabismus, a novel gene that regulates tissue polarity and cell fate decisions in Drosophila.</a> Development. 125, 1149-1149 (1998).</li>
<li>Winter, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+Rho-associated+kinase+%28Drok%29+links+Frizzled-mediated+planar+cell+polarity+signaling+to+the+actin+cytoskeleton%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Drosophila Rho-associated kinase (Drok) links Frizzled-mediated planar cell polarity signaling to the actin cytoskeleton.</a> Cell. 105, 81-81 (2001).</li>
<li>Xu, T., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+genetic+mosaics+in+developing+and+adult+Drosophila+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Analysis of genetic mosaics in developing and adult Drosophila tissues.</a> Development. 117, 1223-1223 (1993).</li>
<li>Stocker, H., Gallant, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aStocker%2C+H+%22Methods+Mol+Biol%22">Methods Mol Biol</a>. Dahmann, C. 420, Springer. 27-27 (2008).</li>
</ol>

Geen belangenconflicten verklaard.

Met behulp van Drosophila als modelorganisme, genetische screens geleid tot de identificatie van veel van de stichtende leden van genfamilies essentieel zijn voor het grootste deel van de sterk geconserveerde signaalwegen in hogere eukaryoten inclusief de mens. Aangezien onder laboratoriumomstandigheden, een functioneel oog is overbodig om te overleven, het oog is een bijzonder goed geschikt weefsel voor de ontdekking van nieuwe genen functies en de beoordeling van de genetische netwerken. Ultrastructurele analyse van de vlieg oog met behulp van de beschreven methode dus geleid tot fundamentele ontdekkingen relevant zijn voor ontwikkeling en ziekte. Aanvankelijk werd enkele cel klonale analyse uitgevoerd met behulp van X-ray veroorzaakte klonen in combinatie met bekende nauw verbonden cel-autonome recessieve markers. Meer recent is de beschikbaarheid van de FLP / FRT systeem om klonen te genereren aanzienlijk vergemakkelijkt de fenotypische analyse van de dodelijke mutaties in het oog van secties 6,9. Analyse van de ogen delen is niet beperkt tot tangentiële secties hier beschreven. Indien gewenst, kan de koppen worden uitgelijnd in elke richting in de matrijzen en dwarsprofielen kunnen worden verkregen naar diepere lagen in het hoofd, zoals de lamina en merg te bestuderen. Het protocol hier beschreven is dus een veelzijdige methode voor analyses van het oog en hoofd structuren Drosophila volwassenen.

Algemene uitrusting: <ul><li> Voor algemene fly veeteelt zie 10 </li><li> Standaard dissectie microscoop (bijv. Nikon SMZ-645 Stereo Zoom Microscope), bij voorkeur met een ring lichtbron om te voorkomen dat een schaduw van uw handen. </li><li> CO 2 Fly pad, bedekt met 3MM Whatman papier om bescherming tegen vuil bieden tijdens dissectie. </li><li> Gelatine gecoate glaasjes: los 10 g gelatine en 1g CrKSO 4 x 12 H 2 O in 1L water op een verwarmingsplaat (neem bijna aan de kook, duurt ongeveer 2 uur). Dip goed gewassen (zeep) en gespoeld (dH 2 O) dia&#39;s in de houders in de gelatine-oplossing en drogen aan de lucht bedekt met folie &#39;s nachts. </li><li> Verwarmen de oven (70 ° C; oude vacuüm ovens die gebruikt werden voor nitrocellulosefilter drogen van zijn zeer geschikt voor dit doel). </li><li> Microtoom in staat van ultradunne snijden (0,5-1 micrometer dikke secties), die bijvoorbeeld worden gebruikt door elektronenmicroscopie faciliteiten. We maken gebruik van een Sorvall MT5000 ultramicrotoom met een Histo kwaliteit diamant mes. Glas messen werken ook. </li></ul> Fixatie oplossingen: <ul><li> Bereid een voorraad oplossing van 0,2 M natriumfosfaat buffer, pH 7,2. </li><li> Bereid 2% glutaaraldehyde in 0,1 M natriumfosfaat buffer, pH 7,2 (kan worden opgeslagen bij 4 ° C gedurende 4 weken). Maak in ieder geval genoeg om te 200μl per genotype u wilt insluiten hebben. Te houden op het ijs. </li><li> Osmium oplossing: 2% Oso 4 in 0,1 M natriumfosfaat buffer, pH 7,2. Maak alleen genoeg om 200μl per genotype u wilt insluiten hebben, aangezien de oplossing kan niet worden opgeslagen. Te houden op het ijs. </li></ul> Glutaaraldehyde en OSO 4 zijn zeer giftig en moet gehanteerd worden met uiterste zorg in een goed geventileerde kap. Gebruik filter tips bij het ​​hanteren van OSO 4 om te voorkomen dat zwart worden van uw pipet. Uitdroging: Maak 30%, 50%, 70%, (80%), 90% en 100% ethanol oplossingen. Bij voorkeur koel 30%, 50%, 70% ethanol op ijs voor gebruik. Kleuroplossing: 1% Toluidine-blauw in 1% Borax. <table border="1"><tbody><tr><th></th><th> Zacht </th><th> Hard </th></tr><tr><td> Hars A </td><td> 54g </td><td> 50g </td></tr><tr><td> Verharder B </td><td> 44.5g </td><td> 50g </td></tr><tr><td> Accelerator C </td><td> 2.5g </td><td> 1.75g </td></tr><tr><td> Weekmaker D </td><td> 10g </td><td> 0,75 g </td></tr></tbody></table> Tabel 1. Hars voorbereiding Om de hars goed voor te bereiden, maar grondig mengen alle ingrediënten in een plastic beker met behulp van een magnetische roerder met een grote roer bar. Te vermijden bubbels. Na het mengen, aliquot in standaard scintillatieflesjes of soortgelijke containers en invriezen bij -20 ° C. Gebruik een zachte hars voor alle toepassingen, tenzij uw EM-faciliteit vraagt ​​voor de hardere formulering. Gebruik handschoenen om hars behandelen (carcinogeen in zijn niet-gepolymeriseerde vorm). Om hars polymeriseert op apparatuur en afval, bakken bij 70 ° C gedurende de nacht. Afval kan vervolgens veilig worden weggegooid en apparatuur gereinigd en hergebruikt. Gemorste niet-gepolymeriseerde hars kan worden gereinigd met isopropanol. <table border="1"><tbody><tr><th> Reagens </th><th> Leverancier </th><th> Catalogusnummer </th></tr><tr><td> Fly pad </td><td> bijvoorbeeld Genesee </td><td> 59-119 </td></tr><tr><td> Glutaraldehyde </td><td> Sigma </td><td> G7526-10 X 10 ML </td></tr><tr><td> Oso 4 </td><td> Polysciences, Inc </td><td> 0972A-20 </td></tr><tr><td> Propyleneoxide </td><td> Visser </td><td> 04332-1 </td></tr><tr><td> Scalpel handgrepen, voor # 3 </td><td> Visser </td><td> 22080046 </td></tr><tr><td> Scalpelmesjes # 11 </td><td> Visser </td><td> 08-916-5B </td></tr><tr><td> Transfer pipetten </td><td> Visser </td><td> 13-711-7M </td></tr><tr><td> Durcupan (R) ACM hars </td><td> Sigma (Fluka) </td><td> 44610-1EA </td></tr><tr><td> Staal ontleden van de naald </td><td> Visser </td><td> S17346 </td></tr><tr><td> Beem plat inbedding schimmel </td><td> Elektronenmicroscopie Sci. </td><td> 70904-12 </td></tr><tr><td> Teflon gecoate scheermesjes </td><td> Elektronenmicroscopie Sci. </td><td> 71970 </td></tr><tr><td> Q-tip (steriele swabs) </td><td> Visser </td><td> 14-959-81 </td></tr><tr><td> Objectglaasjes </td><td> Visser </td><td> 12-550-143 </td></tr><tr><td> Dekglaasjes nr. 1, 22X60 mm </td><td> Visser </td><td> 12-531K </td></tr><tr><td> Gelatine </td><td> Visser </td><td> ICN96010280 </td></tr><tr><td> Cr (III) K SO 4 dodecahydraat </td><td> Sigma </td><td> 243361 </td></tr><tr><td> Diamond Histo mes, 6mm </td><td> Diatome VS </td><td> 60-Zijn </td></tr><tr><td> Toluidine Blue O </td><td> Visser </td><td> BP107-10 </td></tr><tr><td> Borax (Na-tetraboraat) </td><td> Visser </td><td> AC20629-1000 </td></tr><tr><td> DPX afdekmedium </td><td> Sigma </td><td> 44581-100ML </td></tr></tbody></table> Tabel 2. Materialen

de voorbereiding van adult drosophila ogen voor thin sectioning en microscopisch onderzoek

Preparation of Adult Drosophila Eyes for Thin Sectioning and Microscopic Analysis

Drosophila is lange tijd gebruikt als modelsysteem om ontwikkeling te bestuderen, vooral te danken aan het gemak waarmee het genetisch handelbaar. In de loop der jaren, hebben een overvloed aan gemuteerde stammen en de technische trucs ontwikkeld om ingewikkelde vragen worden gesteld en beantwoord in een redelijke hoeveelheid tijd. Fundamenteel inzicht in het samenspel van onderdelen van alle bekende grote signaalwegen is verkregen in voorwaartse en omgekeerde genetische Drosophila studies. De vlieg oog heeft bewezen uitstekend geschikt zijn voor mutatie-analyse, omdat, onder laboratoriumomstandigheden, vliegen kan overleven zonder functionele ogen. Bovendien is het oppervlak van het insect oog bestaat uit zo&#39;n 800 individuele eenheid ogen (facetten of ommatidia) die een regelmatige, glad oppervlak vormen wanneer bekeken onder een microscoop dissectie. Zo is het gemakkelijk om te zien of er een mutatie zou kunnen ogen ontwikkeling of groei beïnvloeden door extern op zoek naar het verlies van de gladde oppervlak (&#39;ruw eye&#39; fenotype, Fig 1.) Of de totale grootte van het oog, respectievelijk (voor voorbeelden van schermen op basis van externe oog morfologie zie bijv. 1). Latere gedetailleerde analyses van het oog van fenotypes nodig fixatie, plastic inbedding en dunne-snijden van de volwassen ogen. De Drosophila oog ontwikkelt zich uit de zogenaamde eye verbeelding schijf, een zak van epitheliale cellen die prolifereren en differentiëren tijdens het larvale en popstadium fases (voor review zie bv 2). Elk ommatidium bestaat uit 20 cellen, waaronder acht fotoreceptoren (PR of R-cellen. Fig. 2), vier lens-afscheidende kegel cellen, pigment cellen (&#39;zeshoek&#39; rond R-cell cluster) en een varkenshaar. De fotoreceptoren van elke ommatidium, het meest gemakkelijk te herkennen door hun lichtgevoelige organellen, de rhabdomeres, zijn georganiseerd in een trapezium bestaande uit de zes &quot;buitenste&quot; (R1-6) en twee &#39;innerlijke&#39; fotoreceptoren (R7 / 8; R8 [Fig 2.] is onder R7 en dus alleen gezien in de paragrafen uit diepere delen van het oog). De trapezium van elk facet is precies afgestemd op die van haar buren en de algemene achterwaartse en dorsoventral assen van het oog (Fig. 3A). Met name de ommatidia van de dorsale en ventrale (zwarte en rode pijlen, respectievelijk) helften van het oog zijn spiegelbeelden van elkaar en komen overeen met twee chirale vormen vastgesteld tijdens planaire celpolariteit signalering (voor review zie bijv. 3). De methode om semi-dunne eye secties te genereren (zoals die voorgesteld in Fig. 3) die hier beschreven is enigszins gewijzigd van de ene oorspronkelijk beschreven door Tomlinson en Ready 4. Het laat de morfologische analyse van alle cellen, behalve voor de transparante kegel cellen. Daarnaast kan het pigment van de R-cellen (blauwe pijlen in Fig. 2 en 3) gebruikt worden als een cel-autonome marker voor het genotype van een R-cel, waardoor genetische eisen van de genen in een subset van R-cellen kunnen eenvoudig worden bepaald 5,6.

Een standaard aanpak voor volwassenen voor te bereiden<em&gt; Drosophila</em&gt; Ogen voor semi-dun snijden en licht microscopische analyse wordt hier gepresenteerd. Het protocol kan worden gebruikt voor grove morfologische analyse van oogafwijkingen, of met de aangegeven aanpassingen kunnen worden gebruikt om genetische eisen van de genen in specifieke celtypen van het oog (bijv. klonale analyse van de fotoreceptoren) of voor elektronen microscopische analyse te bepalen.

De voorbereiding van Adult Drosophila Ogen voor Thin Sectioning en microscopisch onderzoek

Drosophila wordt al lange tijd gebruikt als modelsysteem voor het bestuderen van ontwikkeling, voornamelijk vanwege de eenvoud waarmee het genetisch hanteerbaar is. In de loop der jaren is een overvloed aan mutantstammen en technische trucjes ontwikkeld om complexe vragen binnen een redelijke tijd te kunnen stellen en beantwoorden. Fundamentele inzichten in de wisselwerking tussen componenten van alle bekende belangrijke signaleringsroutes zijn verkregen in forward- en reverse-genetische Drosophila-studies. Het oog van de vlieg is uitzonderlijk goed gebleken voor mutationele analyse, aangezien vliegen onder laboratoriumomstandigheden kunnen overleven zonder functionele ogen. Bovendien bestaat het oppervlak van het insectenoog uit ongeveer 800 individuele eenheidogen (facetten of ommatidia) die, wanneer ze onder een dissectiemicroscoop worden bekeken, een regelmatig, glad oppervlak vormen. Hierdoor is het eenvoudig vast te stellen of een mutatie de oogontwikkeling of de groei beïnvloedt door extern te zoeken naar respectievelijk het verlies van het gladde oppervlak ('rough eye'-fenotype; Fig. 1) of de algehele ooggrootte (zie bijvoorbeeld 1 voor voorbeelden van screens op basis van externe oogmorfologie). Latere gedetailleerde analyses van oogfenotypes vereisen fixatie, inbedding in plastic en het maken van dunne coupes van volwassen ogen. Het Drosophila-oog ontwikkelt zich vanuit de zogenaamde oog-imaginale schijf, een zak epitheelcellen die prolifereren en differentiëren tijdens de larvale en pupale stadia (zie bijvoorbeeld 2 voor een review). Elk ommatidium bestaat uit 20 cellen, waaronder acht fotoreceptoren (PR of R-cellen; Fig. 2), vier lens-secreterende conuscellen, pigmentcellen (een 'hexagoon' rond de R-celcluster) en een borstelhaar. De fotoreceptoren van elk ommatidium, die het gemakkelijkst te identificeren zijn aan hun lichtgevoelige organellen, de rhabdomeren, zijn georganiseerd in een trapezoïde die bestaat uit de zes "buitenste" (R1-6) en twee "binnenste" fotoreceptoren (R7/8; R8 [Fig. 2] bevindt zich onder R7 en is daarom alleen zichtbaar in coupes van diepere delen van het oog). De trapezoïde van elk facet is precies uitgelijnd met die van de naburige facetten en met de algemene anteroposterieure en dorsoventrale assen van het oog (Fig. 3A). In het bijzonder zijn de ommatidia van de dorsale en ventrale helften (respectievelijk zwarte en rode pijlen) van het oog spiegelbeelden van elkaar en komen ze overeen met twee chirale vormen die zijn vastgelegd tijdens signalering van de planaire celpolariteit (zie bijvoorbeeld 3 voor een review). De hier beschreven methode voor het maken van semi-dunne oogcoupes (zoals gepresenteerd in Fig. 3) is een licht gewijzigde versie van de methode die oorspronkelijk werd beschreven door Tomlinson en Ready4. Deze methode maakt morfologische analyse van alle cellen mogelijk, behalve van de transparante conuscellen. Daarnaast kan het pigment van R-cellen (blauwe pijlpunten in Fig. 2 en 3) worden gebruikt als cel-autonome marker voor het genotype van een R-cel, waardoor de genetische vereisten van genen in een subset van R-cellen eenvoudig kunnen worden bepaald5,6.

Het algemene doel van deze procedure is het prepareren van volwassen drosophila-ogen voor dunne doorsneden, zodat gedetailleerde beoordelingen van mutante oogfenotypes, zoals defecten in de planaire celpolariteit, mogelijk zijn. Dit wordt bereikt door eerst de koppen van geanestheseerde vliegen af te snijden. Het oogweefsel wordt vervolgens gefixeerd en ingebed in een epoxyhars.Zodra de hars is gestold, worden de ingebedde ogen bijgesneden. Voor het maken van coupes is de laatste stap het dun doorsnijden van de ogen met een microtoom die is uitgerust met een diamantmes. Uiteindelijk maakt de analyse van de oogcoupe de karakterisering van oogfenotypen van nieuwe mutanten mogelijk, of de kwantificering van genetische interacties tussen genen van een signaleringsroute, zoals de PCP-route.Beide zullen helpen bij het karakteriseren van de fysiologische rol van nieuw geïdentificeerde genen. Deze methode kan helpen bij het beantwoorden van kernvragen in het Drosophila-onderzoek, zoals hoe nieuwe mutaties de oogontwikkeling beïnvloeden, of hoe genen samenwerken in genetische interactie-assays. Verschillende stappen van de procedure voor het inbedden van het oog, zoals het uitlijnen van de ogen in de coupesnijmallen, zijn veel gemakkelijker te begrijpen via beelden dan in tekstvorm. Begin met het aantrekken van een paar handschoenen ter voorbereiding op de fixatie van de vliegenkoppen met glutaaraldehyde en osmium, welke beide toxische chemicaliën zijn.Anestheseer vervolgens de vliegen met CO2 en tik ze op een vliegenpad beschermd door watmanpapier onder een dissectiemicroscoop; sorteer gewoonlijk zes vliegen plus een extra vlieg om te garanderen dat er zes ingebedde vliegenkoppen per genotype overblijven, druk voorzichtig met een pincet op de thorax van de vlieg en verwijder vervolgens de kop van de vlieg met een scalpel, stabiliseer de vliegenkop door de nek met de pincet aan te raken en snijd voorzichtig een klein deel van één oog af om de penetratie van het fixatief te verbeteren. Raak de kop aan met de pincet of de scalpel op het oppervlak van het afgesneden oog om de kop over te brengen naar glutaaraldehydefosfaat-fixatief op ijs. Zorg ervoor dat u gedurende het gehele fixatieproces handschoenen draagt.Label eerst alle vormen om het overzicht over de verschillende genotypen te bewaren. Vul vervolgens elke vorm met 100% hars, waarbij u erop let dat ze niet te vol worden gevuld. De bovenkant moet over het gehele oppervlak vlak zijn.Verwijder met een transferpipet de 50% hars van de koppen. Vervang dit door 100% hars en incubeer drie tot vier uur bij kamertemperatuur. Terwijl de koppen gedurende de incubatie equilibreren in de hars, zullen ze naar de bodem van de buis zinken.Tik een tandenstoker op een hard oppervlak om een klein haakje te maken. Gebruik dit instrument om één enkele vliegenkop in elke mal over te brengen. Plaats aluminiumfolie op het werkvlak van de dissectiemicroscoop om deze te beschermen tegen gemorste hars.Draai met behulp van de dissectiescoop de kop voorzichtig en lichtjes rond met de dissectienaald. Verplaats deze naar de bodem van de mal, dicht bij het gepunte uiteinde. Lijn het oppervlak van het intacte oog zorgvuldig uit met de voorwand van de mal, waarbij de nek naar beneden wijst.Zorg ervoor dat het raakvlak van het oog ongeveer een halve kopdiameter van de wand van de mal afblijft. Als de ogen verschuiven bij het verwijderen van de dissectienaald, positioneer de ogen dan opnieuw zoals gewenst, trek de naald snel iets terug van de kop en verwijder de naald vervolgens langzaam volledig. Wanneer alle koppen zijn uitgelijnd, controleer dan alle ogen opnieuw om er zeker van te zijn dat ze niet zijn verschoven.Wanneer u de naald uit de hars heeft verwijderd, richt u de kop indien nodig opnieuw uit, brengt u de vormen over naar een oven en bakt u deze gedurende de nacht bij 70 degrees. Verwijder na het overnacht bakken de uitgeharde blokken uit de vormen door de vormen te buigen. Houd bij welk blok bij welk genotype hoort door ze in gelabelde containers te bewaren.Om de blokken te trimmen, monteert u een blok op een microtoomhouder, zodanig dat het oog onder de dissectiescoop naar boven is gericht. Snijd met een met Teflon gecoat scheermesje voorzichtig alleen de bovenste laag van het blok af. Dit laat een helder oppervlak achter waardoor het oog zichtbaar is, waarna het snijvlak kan worden bepaald.Snijd vervolgens het overtollige plastic aan beide zijden van de kop en aan de voorkant weg, totdat het grootste deel van het plastic rond de kop is verwijderd. Het is het beste om de kop langzaam te naderen door met een schoon scheermesje meerdere dunne lagen plastic weg te snijden. Verwijder voorzichtig dunne lagen van de bovenzijde van het oog in het exact gewenste snijvlak.Zorg ervoor dat u voor elke snede verse delen van het scheermesje gebruikt en ga door tot net het buitenoppervlak van het oog is bereikt. Het resulterende getrimde blok zal een driezijdige piramide zijn met een licht gekantelde afgesneden bovenkant die overeenkomt met het snijvlak. Monteer het blok in de microtoom en begin met het maken van de coupes.Zolang er nog geen 20 tot 30 coupes zijn gegenereerd, zullen de resulterende coupes op het wateroppervlak in het reservoir drijven. Plaats een objectglas op een warmteplaat die is ingesteld op 100 °C. Til vervolgens de eerste reeks coupes met het platte uiteinde van een houten wattenstaafje met een draaiende beweging van onder het wateroppervlak op en breng ze daarna over naar een waterdruppel.Wacht op het objectglas tot het water is verdampt en de coupes aan het glas kleven, en herhaal dit vervolgens met nog eens 20 tot 30 coupes. Gewoonlijk passen coupes van drie ogen, verdeeld over zes waterdruppels, goed op één objectglas. Zodra alle coupes op het objectglas zijn verzameld, kunnen ze worden gekleurd en gemonteerd voor microscopie In een tangentiale coupe door het oog van een wild-type vlieg.De TIA vertonen een normale polariteit en zijn goed georiënteerd ten opzichte van de dorsoventrale symmetrielijn, die in het onderstaande schema is weergegeven met een gele lijn. In tegenstelling tot de goed georiënteerde tia van het wildtype-oog, is bij dit strabismus-mutant oog de tia-polariteit verloren gegaan; hoewel het volledige complement aan fotoreceptoren aanwezig is, zijn de rotatie en polariteit gerandomiseerd. Let ook op de afwezigheid van het pigment van het pigmentcelrooster en de individuele fotoreceptorcellen.Aangezien de strabismus-mutant zich in een white-minus genetische achtergrond bevond, is drosophila ro kinase of drop een homozygote letale mutatie, wat daarom clonale analyse vereist. Hier zijn homozygote mutante klonen gemarkeerd door de afwezigheid van pigment en vertonen zij rotatiedefecten, alsook structurele defecten, waaronder ontbrekende of een overschot aan fotoreceptorcellen op het niveau van individuele cellen. Voorbeelden van mutante en wild-type fotoreceptoren worden respectievelijk aangegeven door open of gevulde blauwe pijlpunten.Na het bekijken van deze video zou u een goed begrip moeten hebben van hoe u vliegenogen kunt inbedden en in coupes kunt snijden. Binnen ongeveer drie dagen zou u routinematig in staat moeten zijn om oogfenotypes in detail te analyseren, waardoor u de functie van nieuwe genen tijdens de oogontwikkeling kunt onderzoeken.

preparation-adult-drosophila-eyes-for-thin-sectioning-microscopic

Research

JoVE Journal

Biology

Biologie

We beschrijven een proces voor fixatie, inbedden, snijden, en de beeldvorming van laat...

De voorbereiding van embryo&#39;s voor Elektronenmicroscopie van de Drosophila Embryonale hart buis

De voorbereiding van de ontwikkeling en Adult Drosophila Hersenen en retinae voor Live Imaging

Dissectie en Immunohistochemie van larven, popstadium en Volwassen<em&gt; Drosophila</em&gt; Netvliezen

Deze video beschrijft hoe je Drosophila-hoofden in paraffine kunt insluiten met behulp van de kraagmethode, een techniek die vliegkoppen voorbereidt op seriële doorsneden. Paraffinesecties worden gebruikt voor histologisch onderzoek van de anatomie van de hersenen en voor de beoordeling van neurodegeneratie. Het aanbevolen protocol laat zien hoe meerdere vliegen in één voorbereiding kunnen worden verwerkt, waardoor de tijdsefficiëntie wordt verhoogd en experimentele artefacten worden...

Inbedding van volwassen drosophilahoofden in paraffine: weefsel voorbereiden op histologie

Deze video beschrijft hoe de volwassen Drosophila-hersenen kunnen worden ontleed en geïsoleerd - een procedure die nodig is voor het visualiseren van het orgaan, dat anders wordt verduisterd door de cuticula, het oog en het tracheaweefsel. Het voorbeeldprotocol toont een gedetailleerde demonstratie die hoogwaardige preparaten oplevert die kunnen worden gebruikt voor immunostaining- en beeldvormingsmethoden in de drosophila-neurobiologie.

Drosophila Volwassen hersendissectie: een methode in vliegneurobiologie

Deze video beschrijft hoe je het oog-hersencomplex kunt ontleden en isoleren van Drosophila poppen. Het aanbevolen protocol demonstreert de procedure die hoogwaardig weefsel oplevert, compatibel met bijvoorbeeld immunostaining en andere genexpressie-experimenten.

Dissectie van het oog-hersencomplex van Fly Pupae: een methode om netvliesweefsel te isoleren

De volwassen Drosophila hersenen waardevol voor de studie van neuronale circuits, hogere hersenfuncties, en complexe aandoeningen. Een efficiënte methode om hele hersenweefsel van de kleine vlieg hoofd ontleden zal brain-based studies vergemakkelijken. Hier beschrijven we een eenvoudige, een-stap dissectie protocol van volwassen hersenen met goed bewaard gebleven morfologie.

Een eenvoudige één stap Dissection protocol voor Whole-mount voorbereiding van Adult<em&gt; Drosophila</em&gt; Brains

SEM analyse is een effectieve methode om te helpen bij de identificatie van soorten of fenotypische discriminatie. Dit protocol beschrijft de methoden voor de behandeling van specifieke morfologische details van drie representatieve soorten organismen en zou breed toepasbare beoordeling van functies van veel organisch en weefseltypes (HLA).

Voorbereiding van de prokaryote en eukaryote organismen met behulp van chemisch drogen voor de morfologische analyse van Scanning elektronen microscopie (SEM)

Dit document stelt een chirurgische methode voor het ontleden van Drosophila pop netvlies samen met de protocollen voor de verwerking van weefsels voor RNA-extractie, immunohistochemistry en westelijke analyse.

Dissectie van de Drosophila pop netvlies voor Immunohistochemistry, westelijke analyse en RNA isolatie

Dit protocol beschrijft drie stappen om larvale en volwassen Drosophila optische kwabben voor te bereiden op beeldvorming: 1) hersendissecties, 2) immunohistochemie en 3) montage. De nadruk wordt gelegd op stap 3, omdat er verschillende montagerichtingen nodig zijn om specifieke optische lobstructuren te visualiseren.

Dissectie, immunohistochemie en montage van larvale en volwassen Drosophila-hersenen voor visualisatie van optische kwabben

Hier presenteren we een snelle, goedkope workflow voor beeldvorming met hoge resolutie van volwassen Drosophila-ogen om patronen en groeidefecten te kwantificeren. We beschrijven ons protocol voor monstervoorbereiding door middel van puntmontage, beeldacquisitie met hoge resolutie en beeldanalyse.

Een snelle, eenvoudige workflow voor het kwantificeren van externe volwassen Drosophila-structuren

Leer hoe je volwassen Drosophila ogen voorbereidt voor dunne secties en microscopisch onderzoek. Deze methode maakt gedetailleerde analyse van oogfenotypen en genetische interacties mogelijk.

De voorbereiding van Adult Drosophila Ogen voor Thin Sectioning en microscopisch onderzoek

Meer video's verkennen