Name: Ex Vivo Organotypische Corneal model van acute Epitheliale Herpes Simplex Virus Type I infectie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-11-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 55 s
Description: Leer een ex vivo orgaanotypisch hoornvliesmodel voor acute epitheliale herpes simplex virus type I-infectie met konijnen- en menselijke donorhoornvliezen. Dit model biedt betere fysiologische relevantie dan monocultuursystemen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

De steun van de Lions Eye Bank van Delaware Valley was van onschatbare waarde voor dit werk. Primaire muis monoklonaal antilichaam tegen ICP8 was een vriendelijke gift van Dr David Knipe (Harvard Medical School). We danken ook dr. Stephen Jennings (Drexel University College of Medicine) en dr. Peter Laibson (Wills Eye Institute) voor nuttige discussies en expertise.

Alle reagentia en materialen werden gekocht steriel werden voorafgaand aan de procedure gesteriliseerd. Dit artikel beschrijft de stappen van het opzetten van de ex vivo model begint met een pre-ontkernde oog. In onze experimenten gebruiken we verse hele oogballen uit jonge (8-12 wkn) albino konijnen (Pel-Freez Biologicals, Rogers, AR). Bovendien gebruiken we menselijke cornea verkrijgbaar bij het oog bank. Bij het uitvoeren van enucleatie jezelf, zorg om te voorkomen dat schade aan het hoornvlies of de limbus tijdens de procedure. Konijn enucleatie protocollen kunnen elders 2 worden gevonden. Deel 1: Excisie van de Corneoscleral Button <ol><li> Bevochtig een smalle strook van gaas met PBS en wikkel het rond de oogbol te vergemakkelijken vast te houden tijdens de procedure. </li><li> Met een scherp scalpel een tangentiële incisie in de sclera, ongeveer 0,5 cm vanaf de limbus. </li><li> Gebruik een scherpe schaar om de incisie te breiden en volledig accijnzen de corneoscleral knop. </li><li> Zodra de corneoscleral knop wordt geïsoleerd, plagen weg de iris terwijl u de sclerale velg met een pincet. Voorkom beschadiging van het endotheel of het uitoefenen van overmatige stress op het hoornvlies. </li></ol> Deel 2: Introductie van Hoornvlies in Organotypische Cultuur <ol><li> Geëxplanteerde cornea worden gekweekt in Minimum Essential Medium (MEM) aangevuld met niet-essentiële aminozuren (1X), L-Glutamine (2 mM), penicilline (200 U / ml) en streptomycine (200 ug / ml). Een antischimmelmiddel, zoals amfotericine, kunnen eveneens worden toegevoegd indien nodig. </li><li> Bereid een 1% agarose-oplossing in kweekmedium en bewaar deze bij 55 ° C. </li><li> Spoel de cornea in steriele PBS bevattende penicilline (200 U / ml) en streptomycine (200 ug / ml). </li><li> Plaats de cornea epitheel omlaag in een putje van een steriele spot plaat. </li><li> Voeg agarose bevattende medium om de endotheliale holte van de cornea net genoeg omvolledig vullen. Toestaan ​​~ 1 min voor de agarose is gestold. </li><li> Plaats het hoornvlies met de ondersteunende gel schavot epitheliale zijde naar boven in een 35 mm weefselkweekplaat en voeg kweekmedium aan het epitheliale oppervlak te bedekken. </li><li> Het hoornvlies kan worden gekweekt op deze manier meer dan een week, met een gemiddelde veranderingen per 48 uur. </li></ol> Deel 3: Infectie met HSV-1 en Behandeling met Experimental Drugs <ol><li> Voeg 1 ml medium bevattende de gewenste hoeveelheid virus in een 35 mm weefselkweekplaat. We meestal infecteren met 1x10 4 PFU van stam KOS HSV-1 per hoornvlies. Onze voorraad titers worden bepaald door het uitvoeren van plaque assays op CV-1 monolagen. </li><li> Leg de cornea met agarose steiger epitheliale omlaag in de virus bevattende medium. </li><li> Plaats de cornea in een weefselcultuurincubator te infecteren gedurende 1 uur met onderbroken rocking elke 10-15 minuten. </li><li> Na 1 uur, zuigen het virus-containersning medium en spoel 2-3 keer met PBS om resten virale deeltjes te verwijderen. </li><li> Plaats de cornea weer in de vorige positie door vers kweekmedium om het epitheliale oppervlak. </li><li> Experimentele behandelingen worden gestart vóór of na infectie, afhankelijk van de aard van het experiment. </li><li> Kweekmedium wordt elke 48 uur. </li></ol> Deel 4: Monsterneming <ol class="lalpha"><li> Medium voor plaque assay analyse. Meng het medium en onmiddellijk voor een plaque assay of winkel te gebruiken bij -80 ° C voor later gebruik als monsters op verschillende tijdstippen. </li><li> DNA, RNA, eiwit of cellen van hoornvliesepitheel <ol><li> Verwijder de agarose schavot en spoel het hoornvlies met PBS. </li><li> Accijnzen de ring van sclerale weefsel van het hoornvlies dat alleen het cornea-epitheel materiaal sneller te verzamelen. </li><li> Uzingen een scalpel, schraap de corneale epitheelcellen in de juiste buffer, afhankelijk van het soort materiaal te isoleren. Voor isolatie van DNA en RNA, gebruiken we de DNeasy Tissue Kit Blood &amp; en de RNeasy Mini Kit respectievelijk (QIAGEN, Hilden, Duitsland). Voor het verzamelen van eiwitlysaten gebruiken we Laemmli buffer. Voor flowcytometrie analyse van corneale epitheelcellen, we pre-incubeer de hoornvliezen in een kleine hoeveelheid trypsine om de cellen los te maken en ze in trypsine los met een scalpel. Aangezien schrapen het hoornvliesepitheel levert geen gelijke hoeveelheden weefsel is belangrijk om de juiste controles omvatten de analyse van de monsters. We gebruiken 18S rRNA als referentie transcript in qRT-PCR, GAPDH als referentiegen in qPCRs en nucleoline als ladingcontrole voor Western blots. </li></ol></li><li> Weefselmonsters voor immunohistochemie of immunofluorescentie <ol><li> Verwijder de agarose steiger en spoel het korenEA goed met PBS. </li><li> Let op experimentele doel met de cornea tot een paraffine tissue block of bevroren weefsel-blok zoals getoond in de video. We volgen standaardprocedures bij het opstellen van het hoornvlies weefsel secties. </li></ol></li></ol> Representatieve resultaten De meeste methoden voor het bestuderen van cellen in weefselkweek kan gemakkelijk worden aangepast voor gebruik in hoornvlies geïnfecteerd met HSV-1 ex vivo. Hier worden representatieve resultaten voor een aantal van de meest gebruikte technieken voor het bestuderen van HSV-1 infectie - qPCR (Figuur 1D), qRT-PCR (Figuur 1B), Western blot (Figuur 1F), plaque assay (figuur 1C) en tissue immunofluorescentie (Figuur 1E). <img src="/files/ftp_upload/3631/3631fig1.jpg" alt="Figuur 1" /> Figuur 1. Analyse van cornea geïnfecteerd met HSV-1 ex vivo. (A) Schematische weergave van de ex vivo model van acute hoornvliesepitheel HSV-1 infectie. (BF) Analyse van cornea geïnfecteerd volgens de methode beschreven in dit artikel video. Geëxplanteerde konijnen hoornvlies werden geïnfecteerd met 1x10 4 PFU / cornea van stam KOS HSV-1 en gekweekt in aanwezigheid (PAA) of afwezigheid (Mock) van phosphonoacetic acid (400 ug / ml), een bekende remmer van HSV-replicatie. (B) Totaal RNA werd verzameld op de aangegeven tijdstippen en virale transcriptie werd bepaald door qRT-PCR met primers voor HSV-1 polymerase. Primers tegen 18S rRNA werden gebruikt als referentie. n = 3. Foutbalken geven ± SEM. (C) Kweekmedium werd verzameld op 48 hpi en infectieuze deeltjes productie werd bepaald door plaque assay op CV-1 monolagen. (D) Totaal DNA werd verzameld op 48 hpi en virale genoomreplicatie werd beoordeeld in een qPCR assay met primers voor de HSV-1 genoom. Primers tegen GAPDH werden gebruikt als referentie. n = 3. Foutbalken geven ± SEM. (E) Mock behandelde hoornvliezen werden snel bevroren op 48 hpi, doorsnede, en met indirecte immunofluorescentie op de aanwezigheid van een virale vroege eiwitten (ICP8) in de geïnfecteerde epitheel. Kernen worden tegengekleurd met Höchst 33258. (F) Protein lysaten werden verzameld op 48 hpi en expressie van een viraal eiwit (ICP0) werd bepaald door Western blot. BCA assay werd gebruikt om gelijke belasting van monsters te garanderen. hpi = uur na infectie.

<ol><li>Kaye, S., Choudhary, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Herpes+simplex+keratitis%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Retin.+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Herpes simplex keratitis.</a> Prog. Retin. Eye Res. 25, 355-380 (2006).</li>
<li>Holmberg, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enucleation+of+exotic+pets%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Exotic+Pet+Medicine%22%5BJournal%5D)">Enucleation of exotic pets.</a> Journal of Exotic Pet Medicine. 16, 88-94 (2007).</li>
<li>Remeijer, L., Osterhaus, A., Verjans, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+herpes+simplex+virus+keratitis%3A+the+pathogenesis+revisited%5BTitle%5D)+AND+%22Ocul.+Immunol.+Inflamm%22%5BJournal%5D)">Human herpes simplex virus keratitis: the pathogenesis revisited.</a> Ocul. Immunol. Inflamm. 12, 255-285 (2004).</li>
<li>Foreman, D. M., Pancholi, S., Jarvis-Evans, J., McLeod, D., Boulton, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+organ+culture+model+for+assessing+the+effects+of+growth+factors+on+corneal+re-epithelialization%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">A simple organ culture model for assessing the effects of growth factors on corneal re-epithelialization.</a> Exp. Eye Res. 62, 555-564 (1996).</li>
<li>Xu, K. P., Li, X. F., Yu, F. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corneal+organ+culture+model+for+assessing+epithelial+responses+to+surfactants%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicol.+Sci%22%5BJournal%5D)">Corneal organ culture model for assessing epithelial responses to surfactants.</a> Toxicol. Sci. 58, 306-314 (2000).</li>
<li>Klausner, E. A., Peer, D., Chapman, R. L., Multack, R. F., Andurkar, S. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corneal+gene+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Control+Release%22%5BJournal%5D)">Corneal gene therapy.</a> J. Control Release. 124, 107-133 (2007).</li>
<li>Halford, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ICP0+antagonizes+Stat+1-dependent+repression+of+herpes+simplex+virus%3A+implications+for+the+regulation+of+viral+latency%5BTitle%5D)+AND+%22Virol.+J%22%5BJournal%5D)">ICP0 antagonizes Stat 1-dependent repression of herpes simplex virus: implications for the regulation of viral latency.</a> Virol. J. 3, 44(2006).</li>
<li>Bhattacharjee, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effective+treatment+of+ocular+HSK+with+a+human+apolipoprotein+E+mimetic+peptide+in+a+mouse+eye+model%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">Effective treatment of ocular HSK with a human apolipoprotein E mimetic peptide in a mouse eye model.</a> Invest Ophthalmol Vis. Sci. 49, 4263-4268 (2008).</li>
<li>Novitskaya, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Difficulties+imaging+herpes+simplex+keratitis+with+fluorescein+isothiocynate-labeled+anti-HSV-1+antibodies+in+an+ex+vivo+model%5BTitle%5D)+AND+%22Cornea%22%5BJournal%5D)">Difficulties imaging herpes simplex keratitis with fluorescein isothiocynate-labeled anti-HSV-1 antibodies in an ex vivo model.</a> Cornea. 28, 421-425 (2009).</li>
<li>Sharma, A., Shimeld, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+immunofluorescence+to+diagnose+herpes+simplex+virus+keratitis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Br.+J.+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">In vivo immunofluorescence to diagnose herpes simplex virus keratitis in mice.</a> Br. J. Ophthalmol. 81, 785-788 (1997).</li>
</ol>

Geen belangenconflicten verklaard.

In dit artikel video beschrijven we een methode voor het bestuderen acute hoornvliesepitheel HSV-1 infectie in een ex vivo model. Dit is een nuttig stap tussen de in vitro en in vivo modellen, omdat daardoor fysiologisch accurate validatie van cel kweek en daarmee beperkt de hoeveelheid dierproeven die moeten worden uitgevoerd. Bovendien is de ex vivo model een unieke en waardevolle gelegenheid aan epitheliale herpes infectie bestuderen intact menselijk hoornvlies. Hieronder ...

<table border="1"><tbody><tr><td> Reagentia / Supplies </td><td> Vennootschap </td><td> Catalogus # </td></tr><tr><td> Minimum Essential Medium (MEM) </td><td> Mediatech </td><td> 10-010-CV </td></tr><tr><td> Niet-essentiële aminozuren (100x oplossing) </td><td> Mediatech </td><td> 25-025 CI- </td></tr><tr><td> L-Glutamine </td><td> Mediatech </td><td> 25-005 CI- </td></tr><tr><td> Penicilline G Natriumzout </td><td> Sigma </td><td> P3032 </td></tr><tr><td> Streptomycinesulfaat Salt </td><td> Sigma </td><td> S9137 </td></tr><tr><td> Agarose </td><td> Invitrogen </td><td> 15510-027 </td></tr><tr><td> Fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS) </td><td> Bereid in lab </td><td> N / A </td></tr><tr><td> Trypsine EDTA (1x) &lt;/ Td&gt; <td> Mediatech </td><td> 25-053-CI </td></tr><tr><td> DNeasy Blood &amp; Tissue Kit </td><td> QIAGEN </td><td> 69504 </td></tr><tr><td> RNeasy Mini Kit </td><td> QIAGEN </td><td> 74104 </td></tr><tr><td> Laemmli buffer </td><td> Bereid in lab </td><td> N / A </td></tr><tr><td> Optimale Snijden Temperatuur (LGO) Compound </td><td> Tissue-Tek </td><td> 4583 </td></tr><tr><td> Hele Konijn Eyes (Young) </td><td> Pel-Freez </td><td> 41.211-2 </td></tr><tr><td> Human Cornea en Whole Eyes </td><td> Lokale Eye Bank </td><td> N / A </td></tr><tr><td> 12 Nou Porselein Spot Plate </td><td> Avogadro&#39;s Lab Supply </td><td> 1877 </td></tr><tr><td> 35 mm weefselkweekplaat </td><td> Valk </td><td> 353001 </td></tr><tr><td> 6 GoedCelkweekplaat </td><td> Greiner Bio-One </td><td> 657160 </td></tr><tr><td> Cryomold Intermediate </td><td> Tissue-Tek </td><td> 4566 </td></tr></tbody></table>

ex vivo organotypische corneal model van acute epitheliale herpes simplex virus type i infectie

Ex Vivo Organotypic Corneal Model of Acute Epithelial Herpes Simplex Virus Type I Infection

Herpes keratitis is een van de meest ernstige pathologieën geassocieerd met het herpes simplex virus type 1 (HSV-1). Herpes keratitis is momenteel de belangrijkste oorzaak van zowel hoornvlies-afgeleid en infectie-geassocieerde blindheid in de ontwikkelde wereld. Typische presentatie van herpes keratitis omvat infectie van het hoornvliesepitheel en soms de diepere hoornvlies stroma en endotheel, wat leidt tot die vaste hoornvlies pathologieën zoals littekens, dunner, en de dekking 1. Cornea HSV-1 infectie wordt traditioneel bestudeerd in twee soorten experimentele modellen. De in vitro model, waarin gekweekte monolagen van corneale epitheelcellen geïnfecteerd in een petrischaal, biedt eenvoud, hoge reproduceerbaarheid, snelle experimenten en relatief lage kosten. Anderzijds, het in vivo model, waarbij dieren zoals konijnen of muizen rechtstreeks geïnoculeerd in het hoornvlies, biedt een zeer geavanceerde fysiologischesysteem, maar heeft hogere kosten, meer experimenten nodig dierverzorging en een hogere variabiliteit. In deze video artikel we een gedetailleerde demonstratie van een nieuwe ex vivo model van hoornvliesepitheel HSV-1 infectie, die de kracht van beide de in vitro en in vivo modellen combineert. De ex vivo model gebruikt intact cornea organotypically in kweek gehouden en geïnfecteerd met HSV-1. Het gebruik van het ex vivo model maakt zeer fysiologisch gebaseerde conclusies, nog tamelijk goedkoop en vereist tijdsbesteding vergelijkbaar met die van de in vitro model.

In deze video artikel beschrijven we het gebruik van een nieuw<em&gt; Ex vivo</em&gt; Model van acute herpes simplex virus type I cornea-epitheel infectie.

Ex Vivo Organotypische Corneal model van acute Epitheliale Herpes Simplex Virus Type I infectie

Herpeskeratitis is een van de ernstigste pathologieën geassocieerd met het herpes simplex virus type 1 (HSV-1). Herpeskeratitis is momenteel de belangrijkste ...

Ik ben Jane Clifford. Ik ben professor en hoofd biochemie en moleculaire biologie aan het Drexel University College of Medicine, en mijn naam is Ola iv en ik ben een MD-PhD-student in het laboratorium van Dr. Clifford. De video die Oli en ik voor u hebben voorbereid, demonstreert de ex vivo kweek van hoornvliezen verkregen van konijnen en menselijke donoren.We hebben deze hoornvliezen gebruikt voor het bestuderen van herpesvirusinfecties en ze zijn zeker toepasbaar voor het bestuderen van andere ziekten van het hoornvlies; het is een bijzonder relevant ex vivo-model in vergelijking met cellen in monocultuur. Herpeskeratitis is een van de meest ernstige pathologieën geassocieerd met het herpes simplex virus type 1. Momenteel is dit de belangrijkste oorzaak van blindheid door infecties van het hoornvlies in de ontwikkelde wereld.Herpes keratitis wordt traditioneel bestudeerd in twee soorten experimentele modellen. Het in vitro-model, waarbij gekweekte monolagen van corneale epitheelcellen in een Petrischaal worden geïnfecteerd, biedt eenvoud, een hoge mate van reproduceerbaarheid, snelle experimenten en relatief lage kosten. Aan de andere kant biedt het in vivo-model van herpes keratitis, waarbij dieren zoals konijnen of muizen direct in het hoornvlies worden geïnoculeerd, een zeer geavanceerd fysiologisch systeem, maar brengt hogere kosten, langere experimenten, noodzakelijke dierverzorging en een grotere mate van variabiliteit met zich mee.In dit video-artikel geven we een gedetailleerde demonstratie van een nieuw ex vivo-model van acute HSV-1-infectie van het cornea-epitheel, dat de sterke punten van zowel in vitro- als in vivo-modellen combineert. Het ex vivo-model maakt gebruik van intacte cornea-organen die gewoonlijk in cultuur worden gehouden en worden geïnfecteerd met HSV. Het gebruik van het ex vivo-model maakt fysiologisch zeer onderbouwde conclusies mogelijk, terwijl het relatief goedkoop is en een tijdsinvestering vereist die vergelijkbaar is met die van het in vitro-model.Bereid het volgende voor voordat u met de procedure begint. Petrischaal, fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS), hoornvlieskweekmedium en scaffoldmedium, spotplaat, strook gaas, verse oogbol, scalpel, pincet en scherpe scharen. Bevochtig een smalle strook gaas met PBS en wikkel deze rond de oogbol om deze stevig vast te houden.Maak tijdens de procedure met een scherp scalpel een tangentiale incisie in de sclera, ongeveer een halve centimeter verwijderd van de limbus. Gebruik een schaar om de cornea-sclera-knop volledig uit te snijden. Naarmate de incisie wordt uitgebreid, zal de druk in de oogbol afnemen, waardoor het weefsel moeilijker vast te houden en te manipuleren is.Om deze reden raden wij aan om bij deze stap een betrouwbaar, scherp schaarpaar te gebruiken. Zodra de corneaal-sclerale knop is geïsoleerd, wordt de iris weggehaald terwijl de sclerale rand met een pincet wordt vastgehouden. Vermijd beschadiging van het endotheel of overmatige druk op het hoornvlies.Bereid een 1% agros-oplossing in medium voor en houd deze gereed. Spoel het hoornvlies bij 55 graden Celsius grondig af in steriele PBS met penicilline en streptomycine. Plaats het hoornvlies met de epitheliale zijde naar beneden in de put van een steriele Spotlight.Voeg agros met medium toe aan de endotheelconcaviteit van het hoornvlies. Gebruik net genoeg om deze volledig te vullen. Laat het agros ongeveer één minuut uitharden.Plaats het hoornvlies met het ondersteunende agros-steunsel met de epitheliale zijde naar boven in een weefselkweekschaal en voeg aangevulde MEM-medium toe om het epitheliale oppervlak te bedekken. Het hoornvlies kan op deze manier meer dan een week worden gekweekt, waarbij het medium elke 48 uur wordt ververst. Voeg één milliliter medium met de gewenste hoeveelheid virus toe aan een weefselkweekschaal.Plaats het hoornvlies met de agro-steiger met de epitheliale zijde naar beneden in het virushoudende medium. Plaats het hoornvlies in de weefselkweekincubator om gedurende één uur te infecteren, waarbij elke 10 tot 15 minuten kortstondig wordt geschud. Aspireer het virushoudende medium en spoel twee tot drie keer met PBS om eventuele resterende viruspartikels te verwijderen.Wees bij het spoelen met PBS voorzichtig om te voorkomen dat het hoornvlies loslaat van het agro-steigerwerk. Voeg vers medium toe om het epitheeloppervlak te bedekken. Experimentele behandelingen kunnen, afhankelijk van de aard van het experiment, vóór of na de infectie worden gestart.Het kweekmedium wordt elke 48 uur vervangen. Meng het medium grondig en gebruik het onmiddellijk voor een plaque-assay. Alternatief kan het worden bewaard bij min 80 graden Celsius voor later gebruik. Als er monsters op verschillende tijdstippen worden verzameld, spoel het hoornvlies dan goed af met PBS.Verwijder het agro-steunframe en snijd de ring van scleraal weefsel weg van het hoornvlies om ervoor te zorgen dat alleen corneaal epitheelmateriaal wordt verzameld. Schraap met een scalpel de corneale epitheelcellen in de juiste buffer, afhankelijk van het type materiaal dat geïsoleerd moet worden. Verwijdering van de scleralen rand zorgt ervoor dat het corneale stroma snel kan opzwellen door waterabsorptie.Aangezien zwelling het afschrapen kan bemoeilijken, raden wij aan deze stap snel uit te voeren en de Petrischaal na te spoelen om er zeker van te zijn dat het volledige monster is verzameld. Verwijder het hydrogel-steunmateriaal en spoel het hoornvlies grondig met PBS.Gebruik het hoornvlies om een paraffine-weefselblok of een bevroren weefselblok te maken, zoals hier gedemonstreerd, afhankelijk van uw experimentele doel. Bed het hoornvlies in Optimal Cutting Temperature compound in een monstergieter. Bevries het hoornvlies snel in een bad van ethanol en droogijs. Wat we in deze video hebben laten zien is de preparatie van hoornvliezen, de dissectie van het hoornvlies, het plaatsen ervan in een ex vivo cultuur en het infecteren van hoornvliezen met het herpesvirus.Dit heeft gezorgd voor de techniek voor een model dat zeer nuttig voor ons is geweest bij het ex vivo bestuderen van herpesvirusinfecties, en we hopen dat het ook nuttig zal zijn voor anderen bij hun experimenten met hoornvliescellen.

ex-vivo-organotypic-corneal-model-acute-epithelial-herpes-simplex

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

De meeste studies van de herpes ziekte van het hoornvlies gebruik maken van een primaire infectie model. Echter, primaire infectie met HSV-1 gewoonlijk niet tot menselijke ziekte. Hier beschrijven we een terugkerende herpes model van ziekte van het hoornvlies, die beter nabootst menselijke ziekte.

Terugkerende Herpetische Stroma Keratitis in Muizen, een model voor het bestuderen van de Mens HSK

This video describes a protocol to set up an ex vivo model for bacterial keratitis using a corneoscleral button dissected from the porcine eye. Inoculated bacteria traverse the corneal epithelial incisions to invade the underlying stroma and establish an infection within the corneal tissues that mimic the in vivo infection.

Porcine Ex vivo Cornea Model of Bacterial Keratitis: A Technique to Establish Bacterial Infection in Corneal Epithelial Cells

This video demonstrates the method to perform a plaque assay using a virus obtained from infected porcine cornea. The porcine cornea is used to test the antiviral efficacy of experimental drugs.

Determining Antiviral Efficacy of Experimental Drugs Through a Plaque Assay

De huid is een doelwitweefsel van het humane pathogeen herpes simplex-virus type 1 (HSV-1). Om de invasieroute van HSV-1 in weefsel te onderzoeken, hebben we een ex vivo infectiemodel opgezet van muis-epidermale vellen die de buitenste laag van de huid vertegenwoordigen.

Ex Vivo Infectie van Muizen Epidermis met Herpes simplex virus type 1

Een protocol voor een ex vivo hoornvlies orgel cultuur model nuttig voor wond genezing studies wordt beschreven. Dit modelsysteem kan worden gebruikt om te beoordelen van de effecten van de drug toxiciteit in een georganiseerde 3D meercellige omgeving of agenten om regeneratieve genezing te bevorderen.

Ex Vivo wondgenezing hoornvlies orgel cultuur Model voor Studies

Dit artikel beschrijft een stapsgewijs protocol om een ex vivo varkensmodel van bacteriële keratitis op te zetten. Pseudomonas aeruginosa wordt gebruikt als een prototypisch organisme. Dit innovatieve model bootst in vivo infectie na omdat bacteriële proliferatie afhankelijk is van het vermogen van de bacterie om hoornvliesweefsel te beschadigen.

Het opzetten van een Porcine Ex Vivo Cornea Model voor het bestuderen van medicamenteuze behandelingen tegen bacteriële keratitis

We beschrijven het gebruik van een varkenshoornvlies om de antivirale werkzaamheid van experimentele geneesmiddelen te testen.

Porcine Corneal Tissue Explant om de werkzaamheid van Herpes Simplex Virus-1 Antivirale middelen te bestuderen

Hier worden diermodellen op basis van muis en konijn ontwikkeld voor mechanisch en chemisch letsel van hoornvliesepitheel om nieuwe therapieën en het onderliggende mechanisme te screenen.

Ex vivo en in vivo diermodellen voor mechanische en chemische verwondingen van cornea-epitheel

We ontwikkelden een rattenmodel van ernstige hoornvliesontsteking door middel van hoornvliesepitheelcurettage in combinatie met hoornvlieshechtingen. De studie evalueerde ontstekingspatronen van het hoornvlies, epitheliale proliferatie en veranderingen in limbale stamcellen onder ontstekingsomstandigheden.

Het opzetten van een model voor ernstige hoornvliesontsteking bij ratten op basis van hoornvliesepitheelcurettage in combinatie met hoornvlieshechtingen

Dit artikel beschrijft een werkwijze waarbij men kunnen...

Ex vivo kweken van Whole, Het ontwikkelen van Drosophila Brains

Leer een ex vivo orgaanotypisch hoornvliesmodel voor acute epitheliale herpes simplex virus type I-infectie met konijnen- en menselijke donorhoornvliezen. Dit model biedt betere fysiologische relevantie dan monocultuursystemen.

Ex Vivo Organotypische Corneal model van acute Epitheliale Herpes Simplex Virus Type I infectie

Meer video's verkennen