Name: Locked Nucleic Acid Flow Cytometry-fluorescentie In situ Hybridisatie (LNA flow-FISH): een methode voor Bacteriële Kleine RNA-detectie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-01-10T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 45 s
Description: Leer LNA flow-FISH voor detectie van bacteriële kleine RNA in individuele cellen met behulp van flowcytometrie. Deze methode biedt inzicht in RNA-dynamiek op single-cell niveau.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Dit werk werd ondersteund door de Office of Naval Research via US Naval Research Laboratory kern fondsen.

1. LNA sondes en experimenteel design <ol><li> Ontwerp LNA probes die in de omgekeerde complement van uw getranscribeerd Srna / mRNA of te laten maken op maat ontworpen op <a href="http://www.exiqon.com">www.exiqon.com</a> . Bij gebruik van de aangepaste ontwerp-optie, dan weet je de volgorde, maar niet de LNA spiking patroon. De toevoeging van elke LNA residu in een DNA-of RNA-oligonucleotide resulteert in een toename van de T m tussen de twee en 10 ° C voor een LNA-RNA hybridisatie duplex 14. Idealiter zou de ontworpen LNA sondes worden tussen 20-25 nucleotiden in lengte (langere probes zijn moeilijker te synthetiseren) en hebben een T m van tussen de 85-90 ° C voor RNA hybridisatie. </li><li> Na het ontwerpen van de volgorde, gebruik BLAST <a href="http://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi">http://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi</a> of vergelijk de probe-sequentie om uw lokale database om ervoor te zorgen de probe is specifiek alleen om uw Srna / mRNA van belang. </li><li>Bij het bestellen van de LNA sonde, voeg een biotine-TEG wijziging aan het einde van de 5 &#39;van het LNA oligonucleotide. De biotinylatie is nodig voor post-hybridisatie kleuring met een streptavidine-dye conjugaat. Het is mogelijk om deze wijziging toe te voegen aan het 3 &#39;einde, indien nodig, maar de toevoeging aan het 5&#39;-uiteinde is minder duur en moet resulteren in hogere opbrengsten. </li><li> Drie negatieve controles dienen te worden opgenomen in de methode: (i) een &#39;no LNA&#39; controle waarbij een LNA sonde niet wordt toegevoegd tijdens de hybridisatie stap, (ii) een &#39;no kleurstof&#39; controle waarbij het LNA probe is gehybridiseerd met de doel Srna maar de hybridisatie evenement is niet te wijten aan de afwezigheid van de fluorescerende vlek ontdekt, en (iii) een &#39;niet-uitgedrukt Srna / mRNA&#39; control dat een LNA sonde die een niet-bestaande of niet-uitgedrukt Srna om doelen gebruikt om niet-specifieke hybridisatie monitor. </li><li> De specifieke LNA probe hier is complementair aan de Srna CsrB en heeft de sequentie 5&#39;-biotine-TEG-gTccAttTccCgtCctTagCagC-3 &#39;(LNA monomeren inhoofdletters). </li><li> Na ontvangst van gevriesdroogde LNA, mengen met nuclease-vrij water tot 50 ug / ml en op te slaan in 10-20 pi porties bij -20 ° C. </li></ol> Oplossingen <ul><li> 8% paraformaldehye (PFA), 10% azijnzuur in PBS: Mix 1 ml 32% PFA, 400 uL azijnzuur, 400 ul 10X PBS, pH = 7,4, en 2,2 ml nuclease-vrij water. Voor bevroren monsters, bevriezen in voor eenmalig gebruik fracties bij -20 ° C zonder azijnzuur. </li><li> 60% dextransulfaat oplossing: voeg 6,0 g dextraansulfaat om een ​​50 ml conische buis en water tot een eindvolume van 10 ml toe te voegen. Verwarm dit mengsel tot 65 ° C in een waterbad tot het dextraansulfaat is opgelost (kan 1-2 uur duren). Extra water moet mogelijk worden toegevoegd gedurende de solubilisatie proces om een ​​10 ml volume te behouden. Aliquot de 60% dextransulfaat-oplossing en bewaar bij -20 ° C tot gebruik. </li></ul> 2. Bevestiging <ol><li> Oogst 1x10 8 cellen van bioluminescente <em&gt; Vibrio Campbellii of uw bacteriën van belang en dragen ze in een 1,5 ml microcentrifugebuis. Deze hoeveelheid cellen geeft genoeg grondstof voor vier flow-FISH monsters (een specifieke LNA probe monster en drie negatieve controles). Extra 1,5 mL microcentrifugebuis fracties dienen te worden verzameld als andere Srna / mRNA soorten moeten worden getest. </li><li> Pellet de bacteriële cellen door centrifugeren bij 2300 xg gedurende vijf minuten. Gooi het supernatant door pipetteren en resuspendeer de cellen in 400 pi van 1X PBS. </li><li> Aan dit mengsel, voeg 400 ul van een 8% paraformaldehye (PFA) en 10% azijnzuur in 1x fosfaat-gebufferde zoutoplossing (1X PBS)-oplossing, meng goed, en incubeer gedurende 10 minuten bij 25 ° C mengen een keer na vijf minuten. Alle incubaties, tenzij anders vermeld, worden uitgevoerd in een verwarmde buis houder. De PFA oplossing moet vers worden bereid of gebruikt van bevroren fracties na de toevoeging van azijnzuur. Paraformaldehyde is een verknoping fixatief dat helps naar cel morfologie behouden en te behouden intracellulaire RNA. </li><li> Pellet van de cellen uit dit mengsel door centrifugeren bij 4500 xg gedurende twee minuten en verwijder het supernatant door pipetteren. Alle toekomstige stappen die centrifugeren vereisen, moeten gebruik maken van dezelfde instellingen (7K, 2 min). Het is belangrijk om dat na centrifugeren let op de bovenstaande vloeistoffen moeten worden verwijderd door pipetteren en niet decanteren. </li><li> Twee keer wassen van de cellen met 400 pi 1X PBS en resuspendeer de laatste cel pellet in 400 pi 1X PBS. De cellen zijn nu vast en kunnen worden opgeslagen bij 4 ° C in 400 ul 1X PBS tot zeven dagen. </li></ol> 3. Diethyl pyrocarbonate behandeling <ol><li> Bereid 400 ul van een 0,1% oplossing van diethyl pyrocarbonate (DEPC) in 1X PBS (400 pi van deze oplossing is noodzakelijk voor elke te testen monster, zodat schaal uit te voeren). De DEPC oplossing moet vers worden bereid uit een DEPC voorraad. DEPC behandeling inactiveert RNases door carbethoxylation en vermindert deachtergrond signaal. </li><li> Voeg 400 pi van de 0,1% DEPC oplossing om ieder vast bacteriële cel monster en meng goed door pipetteren. Incubeer dit mengsel bij 25 ° C gedurende 12 minuten. Twee keer wassen van de cellen met 400 pi 1X PBS, pellet de cellen (7K, 2 min) en verwijder het supernatant. </li></ol> 4. Permeabilisatie <ol><li> Voeg 1,0 mg lysozym tot 1 ml Tris-EDTA-buffer (10 mM Tris, 1 mM EDTA, pH 8,0) voor een 1,0 mg / ml oplossing. Deze oplossing moet vers worden bereid. Voeg 800 ul van de 1 mg / ml lysozym-oplossing om de cellen, meng zorgvuldig door pipetteren en incubeer bij 25 ° C gedurende 30 minuten met af en toe mengen. Pellet de cellen (7K, 2 min) en verwijder het supernatant. Lysozym fungeert als een permeabilisatie reagens door het hydrolyseren de peptidoglycaan aanwezig is in bacteriële celwanden. </li><li> Bereid een 3,0 pg / ml-oplossing van proteïnase K in TE-buffer. Deze oplossing moet vers worden bereid uit een 20 mg / ml proteïnase K voorraad die is opgeslagen bij -20 ° C.Proteinase K is een serine protease dat een verscheidenheid aan eiwitten verteert en helpt de toegankelijkheid van de sondes en reagentia aan het RNA. </li><li> Voeg 800 ul van de 3,0 pg / ml proteinase K oplossing voor de cel-pellet en meng goed door pipetteren. Incubeer bij 25 ° C gedurende 15 minuten met vortexen halverwege de incubatie. </li><li> Pellet de cellen (7K, 2 min), verwijder het supernatant en een keer was de cellen met 400 pi 1X PBS. Na het verwijderen van de was supernatant, resuspendeer de cellen in 400 microliter 1X PBS en voeg 100 ul van de resuspensie in vier nieuwe 1,5 mL microcentrifuge buizen. Pellet de cellen (7K, 2 min) en verwijder het supernatant. </li></ol> 5. Hybridisatie <ol><li> Bereid 100 ul van hybridisatie buffer (HB) voor elk monster. De HB is gemaakt van 50% formamide in volume, 10% dextransulfaat massa (voeg 16,7 pi van de 60% dextransulfaat oplossing voor elke 100 pi), 1X Denhardt&#39;s oplossing, 50 mM natriumfosfaat pH 7,0,2X natriumcitraat (SSC), 20 ug van geschoren zalmsperma DNA (SSSD) en 20 ug gist tRNA. </li><li> Elk van de onderdelen van het HB heeft een ander doel. Formamide verlaagt de smelttemperatuur van nucleïnezuur duplexen daarbij helpen met denaturatie van het RNA en het minimaliseren van celbeschadiging. Dextransulfaat wordt gebruikt als een volume-exclusief polymeer om de sonde te concentreren en de hybridisatie te verhogen. Denhardts oplossing, gist tRNA en SSSD dienen als een blokkerende middelen om niet-specifieke binding te verminderen. </li><li> In elk van de cel resuspensie-bevattende 1,5 ml Reactievaatjes, voeg 95 uL HB en 5,0 pi van de Srna / mRNA-specifieke LNA [20 pmol van specifieke LNA eindconcentratie] of water (voor de niet LNA negatieve controle). Bijvoorbeeld: <ol class="lalpha"><li> Tube 1 tot 95 pl HB + 5,0 pi Srna / mRNA-specifieke probe </li><li> Tube 2 tot 95 pl HB + 5,0 pi Srna / mRNA-specifieke probe (&#39;geen kleurstof&#39; negatieve controle) </li><li> Tube 3 tot 95 pl HB + 5,0 pi Srna/ MRNA sonde (&#39;niet-uitgedrukt Srna / mRNA &quot;negatieve controle) </li><li> Tube 4 tot 95 pl HB + 5,0 pi water (negatieve controle &#39;geen LNA&#39;) </li></ol></li></ol><ol start="4"><li> Incubeer alle vier de monsters bij 60 ° C gedurende 60 minuten. De hybridisatie temperatuur hangt af van het LNA sonde (s) T m en moet worden vastgesteld op ongeveer 30 ° C lager dan de voorspelde T m voor RNA gloeien. Zowel de verhoogde temperatuur en hybridisatie formamide in de HB zorgt voor de denaturatie van de secundaire structuur van de Srna of mRNA van belang. </li></ol> 6. Post-hybridisatie wast <ol><li> Na hybridisatie, voeg 1,0 mL 0.1X SSC met 0,1% Tween-20 (SSCT) om de hybridisatie mengsel. Dit is nodig om de cellen te worden verwijderd uit de viskeuze hybridisatie-oplossing. Pellet de cellen (7K, 2 min) en verwijder het supernatant. </li><li> Voeg 200 ul van 50% formamide, 2x SSC, 0,1% Tween-20 naar de cel pellets, meng zorgvuldig en incubaten gedurende 30 minuten bij 65 ° C in een verwarmings-blok. </li><li> Voeg 1 mL 0.1X SSCT aan het mengsel, pellet de cellen (7K, 2 min) en verwijder het supernatant. </li><li> Voeg 500 ui 0.1X SSCT om de cellen te resuspenderen en gedurende 40 minuten bij 65 ° C incuberen in een warmte-blok. Pellet de cellen (7K, 2 min) en verwijder het supernatant. </li></ol> 7. Blokkeren en vlekken <ol><li> Bereid de blokkerende buffer (BB) en het streptavidine-dye kleuroplossing. Bereid een 1X BB oplossing van een 5X voorraad (in de handel verkrijgbaar, zie reagentia). Voor elke set van vier buizen, voor te bereiden 1,2 ml 1X BB. </li><li> Voeg 200 ul 1X BB naar de cel pellets, mengen en incubeer gedurende 30 minuten bij 25 ° C. </li><li> Een streptavidine-geconjugeerde kleurstof wordt gebruikt om de gebiotinyleerde LNA sondes detecteren. Terwijl het blokkeren, een oplossing van 2 pg / mL DyLight 488 streptavidine of uw gewenste dye-streptavidine conjugaat in 1X BB gedurende 30 minuten (voor drie monsters, maken 300 pi). </li><li> Na incubatie met 1X BB, pellet de cellen (7K, 2 min) en verwijder het supernatant. Voeg 50 ul van de streptavidine-kleurstof oplossing voor de cel pellets, meng zorgvuldig en voor 12 minuten bij 25 ° C incuberen met constant mengen op een vortex of in een Thermomixer. Voor de &#39;no kleurstof&#39; controle, alleen maar 50 uL 1X blokkerende buffer. Voor de rest van het protocol, beschermen de buizen van licht met behulp van aluminiumfolie. </li><li> Ze wast de cellen met 500 pL 0.1X SSCT buffer en een keer met 400 pi 1X PBS met 0,1% Tween-20 (PBST). Pellet de cellen (7K, 2 min) en verwijder het supernatant. </li><li> Na de eerste streptavidine conjugaat-kleuring, wordt het signaal versterkt door de invoering van een gebiotinyleerd anti-streptavidine antilichaam aan het streptavidine-dye conjugaat en vervolgens vlekken een tweede keer met het streptavidine-kleurstof waardoor het signaal per gehybridiseerd LNA sonde (figuur 2) . </li><li> Voeg 100 ul van 1 ug / ml gebiotinyleerd anti-streptavidine antilichaam in 1X PBS, resuspend de cellen, en incubeer bij 25 ° C gedurende 30 minuten met af en toe mengen. Pellet de cellen (7K, 2 min), verwijder het supernatant en was twee keer met 400 pi 1X PBST. </li><li> Voeg 50 ul van de 2 ug / ml streptavidine-kleurstof oplossing voor de cellen, meng zorgvuldig en voor 12 minuten bij 25 ° C incuberen met constant mengen op een vortex of in een Thermomixer. Voor de &#39;no kleurstof&#39; controle, alleen maar 50 uL 1X blokkerende buffer. </li><li> Ze wast de cellen met 500 pL 0.1X SSCT buffer en een keer met 400 pi 1X PBST. </li><li> Resuspendeer de cellen in 200 pi 1X PBST en bewaar bij 4 ° C tot klaar voor flowcytometrie-analyse. Voor kleinere bacteriële cellen die het debiet te vertragen tot de kern te verkleinen. Bovendien, voor flowcytometers met voorwaartse verstrooiing drempel cutoffs, moet de cutoff te stellen zo laag mogelijk te zorgen voor de kleine bacteriële cellen worden gedetecteerd. </li><li> Voor DyLight 488 detectie, de flowcytometer worden uitgerust met een 488 nm laser en standaard emissiefactorenfilters voor FITC. Minstens 2x10 4 gebeurtenissen moeten worden verzameld. Voor compatibiliteit met flowcytometers uitgerust met verschillende lasers kunnen andere streptavidine-geconjugeerd fluoroforen gebruikt worden voor dit protocol. </li></ol> 8. Representatieve resultaten Een voorbeeld van cellen die zijn vast en effectief gepermeabiliseerd is te zien in de flowcytometrie dot plot in figuur 3A. Bij gebruik van de hierboven beschreven voorwaarden voor permeabilisatie, de cel populatie klein en homogeen met vermelding van enkele cel aggregaten. Wanneer hogere (5 mg / ml) concentraties van lysozym worden gebruikt, cellen hebben meer kans te aggregeren en tonen forward scatter verhoogde waarden, indicatief voor grotere deeltjes (Figuur 3B). Een voorbeeld van flow cytometrie gegevens van een succesvolle LNA flow-FISH experiment is weergegeven in Figuur 4. Het histogram toont de specifieke detectie van een doel Srna samen met drie negatieve controles.De &#39;geen kleurstof&#39; negatieve controle geeft de minste fluorescentie, gevolgd door de &#39;nee LNA&#39; en &#39;niet-uitgesproken Srna&#39; negatieve controles. Tot slot, het monster met de Srna-specifieke probe LNA produceert de grootste fluorescentie. Zodra de methode en LNA sondes worden gevalideerd op deze manier, kunnen extra experimenten worden ontworpen om veranderingen in het Srna signaal te controleren in de tijd, in reactie op mutaties of gevarieerde cultuur, enz. <img alt="Figuur 1." src="/files/ftp_upload/3655/3655fig1.jpg" /> Figuur 1. Schets van de algemene regeling van een LNA flow-FISH experiment voor de detectie van bacteriële Srna. <img alt="Figuur 2." src="/files/ftp_upload/3655/3655fig2.jpg" /> Figuur 2. Kleuring en vermeerdering van het LNA flow-FISH signaal. a) Hybridisatie van de gebiotinyleerde LNA sonde. b) kleuring met de fluorescerende DyLight 488 streptavidine conjugaat. c) Binding van de gebiotinyleerde anti-streptavidin antilichaam aan de DyLight 488 streptavidine. Het antilichaam kan binden streptavidine door zijn antigeen-bindingsplaats of kan worden gebonden aan streptavidine via haar biotine residuen. d) Versterking van het signaal door verdere kleuring met de fluorescerende DyLight 488 streptavidine conjugaat. <img alt="Figuur 3." src="/files/ftp_upload/3655/3655fig3.jpg" /> Figuur 3. Flowcytometrie dot plots naar voren laten zien ten opzichte van zijwaartse verstrooiing resultaten voor a) 1 mg / ml lysozym, 3 pg / ml proteinase K permeabilisatie en b) 5 mg / ml lysozym, 3 ug / ml proteinase K permeabilisatie. <img alt="Figuur 4." src="/files/ftp_upload/3655/3655fig4.jpg" /> Figuur 4. Histogram analyse van de LNA flow-FISH resultaten. Het fluorescerende signaal gegenereerd uit elk monster wordt weergegeven door de vier sporen: zwart - Srna-specifieke LNA probe; rood - negatieve controle &#39;niet-uitgesproken Srna&#39;; blue - negatieve controle &#39;nee LNA&#39;; paars -Negatieve controle &#39;geen kleurstof&#39;.

<ol><li>Rufer, N., Dragowska, W., Thornbury, G., Roosnek, E., Lansdorp, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Telomere+length+dynamics+in+human+lymphocyte+subpopulations+measured+by+flow+cytometry%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Telomere length dynamics in human lymphocyte subpopulations measured by flow cytometry.</a> Nat. Biotechnol. 16, 743-747 (1998).</li>
<li>Lansdorp, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterogeneity+in+telomere+length+of+human+chromosomes%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Mol.+Genet%22%5BJournal%5D)">Heterogeneity in telomere length of human chromosomes.</a> Hum. Mol. Genet. 5, 685-691 (1996).</li>
<li>Pernthaler, A., Amann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+Fluorescence+In+Situ+Hybridization+of+mRNA+and+rRNA+in+Environmental+Bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Simultaneous Fluorescence In Situ Hybridization of mRNA and rRNA in Environmental Bacteria.</a> Appl. Environ. Microbiol. 70, 5426-5433 (2004).</li>
<li>Jen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow-FISH+analysis+and+isolation+of+clostridial+strains+in+an+anaerobic+semi-solid+bio-hydrogen+producing+system+by+hydrogenase+gene+target%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Microbiol.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Flow-FISH analysis and isolation of clostridial strains in an anaerobic semi-solid bio-hydrogen producing system by hydrogenase gene target.</a> Appl. Microbiol. Biotechnol. 74, 1126-1134 (2007).</li>
<li>Robertson, K. L., Verhoeven, A. B., Thach, D., Chang, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+Viral+RNA+in+Infected+Cells+with+LNA+Flow-FISH%5BTitle%5D)+AND+%22RNA%22%5BJournal%5D)">Monitoring Viral RNA in Infected Cells with LNA Flow-FISH.</a> RNA. 16, 1679-1685 (2010).</li>
<li>Friedrich, U., Lenke, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+Enumeration+of+Lactic+Acid+Bacteria+in+Mesophilic+Dairy+Starter+Cultures+by+Using+Multiplex+Quantitative+Real-Time+PCR+and+Flow+Cytometry-Fluorescence+In+Situ+Hybridization%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Improved Enumeration of Lactic Acid Bacteria in Mesophilic Dairy Starter Cultures by Using Multiplex Quantitative Real-Time PCR and Flow Cytometry-Fluorescence In Situ Hybridization.</a> Appl. Environ. Microbiol. 72, 4163-4171 (2006).</li>
<li>Thomsen, R., Nielsen, P. S., Jensen, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dramatically+improved+RNA+in+situ+hybridization+signals+using+LNA-modified+probes%5BTitle%5D)+AND+%22RNA%22%5BJournal%5D)">Dramatically improved RNA in situ hybridization signals using LNA-modified probes.</a> RNA. 11, 1745-1748 (2005).</li>
<li>Silahtaroglu, A. N., Tommerup, N., Vissing, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FISHing+with+locked+nucleic+acids+%28LNA%29%3A+evaulation+of+different+LNA%2FDNA+mixmers%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Cell.+Probes%22%5BJournal%5D)">FISHing with locked nucleic acids (LNA): evaulation of different LNA/DNA mixmers.</a> Mol. Cell. Probes. 17, 165-169 (2003).</li>
<li>Obika, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis+of+2%27-O%2C+4%27-C-methyleneuridine+and+-cytidine.+Novel+bicyclic+nucleosides+having+a+fixed+C3%27-endo+sugar+puckering%5BTitle%5D)+AND+%22Tetrahedron.+Lett%22%5BJournal%5D)">Synthesis of 2'-O, 4'-C-methyleneuridine and -cytidine. Novel bicyclic nucleosides having a fixed C3'-endo sugar puckering.</a> Tetrahedron. Lett. 38, 8735-8738 (1997).</li>
<li>Koshkin, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((LNA+%28locked+nucleic+acids%29%3A+synthesis+of+the+adenine%2C+cytosine%2C+guanine%2C+5-methylcytosine%2C+thymine%2C+and+uracil+bicyclonucleoside+monomers+oligomerisation%2C+and+unprecedented+nucleic+acid+recognition%5BTitle%5D)+AND+%22Tetrahedron%22%5BJournal%5D)">LNA (locked nucleic acids): synthesis of the adenine, cytosine, guanine, 5-methylcytosine, thymine, and uracil bicyclonucleoside monomers oligomerisation, and unprecedented nucleic acid recognition.</a> Tetrahedron. 54, 3607-3630 (1998).</li>
<li>Kubota, K., Ohashi, A., Imachi, H., Harada, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+in+situ+hybridization+efficiency+with+locked-nucleic-acid-incorporated+DNA+probes%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Improved in situ hybridization efficiency with locked-nucleic-acid-incorporated DNA probes.</a> Appl. Environ. Microbiol. 72, 5311-5317 (2006).</li>
<li>Robertson, K. L., Thach, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((LNA+flow-FISH%3A+A+flow+cytometry-fluorescence+in+situ+hybridization+method+to+detect+messenger+RNA+using+locked+nucleic+acid+probes%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Biochem%22%5BJournal%5D)">LNA flow-FISH: A flow cytometry-fluorescence in situ hybridization method to detect messenger RNA using locked nucleic acid probes.</a> Anal. Biochem. 390, 109-114 (2009).</li>
<li>Waters, L., Storz, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulatory+RNAs+in+bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Regulatory RNAs in bacteria.</a> Cell. 136, 615-628 (2009).</li>
<li>Petersen, M., Wengel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((LNA%3A+a+versatile+tool+for+therapeutics+and+genomics%5BTitle%5D)+AND+%22Trends.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">LNA: a versatile tool for therapeutics and genomics.</a> Trends. Biotechnol. 21, 74-81 (2003).</li>
<li>Corput, M. P. C. vd, Grosveld, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence+in+Situ+Hybridization+Analysis+of+Transcript+Dynamics+in+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Fluorescence in Situ Hybridization Analysis of Transcript Dynamics in Cells.</a> Methods. 25, 111-118 (2001).</li>
<li>Silveira, A. C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+non-coding+RNAs+in+environmental+vibrios%5BTitle%5D)+AND+%22Microbiology%22%5BJournal%5D)">Identification of non-coding RNAs in environmental vibrios.</a> Microbiology. 156, 2452-2458 (2010).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

Het LNA flow-FISH methode hier gepresenteerde werd gebruikt om de uitdrukking van een Srna detecteren van de Gram-negatieve mariene bacterie Vibrio Campbellii waarvan de expressie is eerder bevestigd via microarray-based expressie profilering en reverse transcriptie polymerase chain reaction 16. Tot op heden hebben we gebruik gemaakt van deze methode om de expressie van een groot aantal RNA&#39;s (bijvoorbeeld trans-gecodeerde Srna, Srna dat de proteïne activiteit, riboswitches, en mRNA moduleren) monitor. Als zodanig, we zijn ervan overtuigd dat de methode flexibel is en kan worden gebruikt om een ​​Srna of mRNA doel te detecteren en kan worden aangepast voor gebruik in alle bacteriesoorten of celtype. Indien wijziging van dit protocol is nodig voor andere celtypes, de belangrijkste variabele om te overwegen manipuleren is de permeabilisatie stap. Bijvoorbeeld, wanneer het wijzigen van de permeabilisatie voorwaarden hier beschreven, moeten wijzigingen in de concentraties van lysozym en proteinase K worden getest. Wij vonden dat een verdubbeling ofverdrievoudiging van de hoeveelheid lysozym en proteinase K heeft geleid tot grote veranderingen in de LNA flow-FISH resultaten. Bovendien, bij het testen van extra permeabilisatie voorwaarden, moeten de cellen worden geanalyseerd voor klonteren, cel verlies, en de beste verkrijgbare signaal op de achtergrond fluorescentie ratio. De mate van cel klonteren kan worden getest door microscopie en / of flowcytometrie. Door middel van flowcytometrie, cel klonten aanwezig zijn als staarten in een voorwaartse vs zijwaartse verstrooiing dot plot en de juiste permeabilisatie methode zal dit tailing effect te minimaliseren. Deze methode is ook vatbaar voor multiplex detectie Srna zonder grote aanpassingen aan de beschreven protocol als extra LNA probes gelabeld met andere haptenen zoals digoxigenine kunnen worden toegevoegd tijdens de hybridisatie stap en vervolgens gedetecteerd met een anti-digoxigenine antilichaam en secundair antilichaam-fluorofoor conjugaat. Momenteel is de enige beperking die we hebben ondervonden met deze methode is het onvermogen om voldoende signaal van zwak ex generereningedrukt Srna soorten en er wordt gewerkt aan de detectiegrens bepalen (in absolute aantal kopieën per cel). Over het geheel genomen de LNA flow-FISH-methode biedt de mogelijkheid om bacteriële Srna of mRNA expressie te meten op de enkele cel-niveau in een high throughput manier om inzichten over de aanwezigheid en relatieve rijkdom van een Srna soort en de mate waarin de expressie ervan varieert bieden in een populatie.

<table border="1"><tbody><tr><td> Naam van het reagens </td><td> Vennootschap </td><td> Catalogus nummer </td><td> Reacties </td></tr><tr><td> 10X fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS), pH 7,4 </td><td> Applied Biosystems / Ambion </td><td> AM9625 </td><td></td></tr><tr><td> Nuclease-vrij water </td><td> Applied Biosystems / Ambion </td><td> AM9932 </td><td> (Niet DEPC behandeld) </td></tr><tr><td> 32% paraformaldehyde </td><td> Electron Microscopy Sciences </td><td> RT 15714 </td><td> Ethanol gratis </td></tr><tr><td> Azijnzuur </td><td> Acros Organics </td><td> 327290010 </td><td></td></tr><tr><td> Diethyl pyrocarbonate (DEPC) </td><td> Sigma Aldrich </td><td> D5758 </td><td&gt; Keep uitgedroogd </td></tr><tr><td> Lysozym </td><td> Sigma Aldrich </td><td> L2879 </td><td></td></tr><tr><td> Proteinase K (20 mg / ml) </td><td> Applied Biosystems / Ambion </td><td> AM2546 </td><td></td></tr><tr><td> Formamide </td><td> Applied Biosystems / Ambion </td><td> AM9342 </td><td> Gedeïoniseerd, hoeveelheid en vries </td></tr><tr><td> Dextransulfaat MW&gt; 500.000 </td><td> Sigma Aldrich </td><td> D8906 </td><td> Aliquot 60% oplossing en bevriezen </td></tr><tr><td> Denhardt&#39;s oplossing 50x concentreren </td><td> Sigma Aldrich </td><td> D2532 </td><td> Aliquot en vries </td></tr><tr><td> Natriumcitraatbuffer 20X </td><td> Applied Biosystems / Ambion </td><td> AM9770 </td><td></td></tr><tr> &lt;td&gt; zalmsperma DNA (geschoren) 10 mg / ml </td><td> Applied Biosystems / Ambion </td><td> AM9680 </td><td> Aliquot en vries </td></tr><tr><td> Gist tRNA (10 mg / ml) </td><td> Life Technologies / Invitrogen </td><td> 15401-011 </td><td> Aliquot en vries </td></tr><tr><td> Tween-20 </td><td> Sigma Aldrich </td><td> P9416 </td><td></td></tr><tr><td> 5X in situ hybridisatie blokkeeroplossing </td><td> Vector Laboratories </td><td> MB-1220 </td><td></td></tr><tr><td> DyLight 488 streptavidine </td><td> Vector Laboratories </td><td> SA-5488-1 </td><td></td></tr><tr><td> Gebiotinyleerd anti-streptavidine </td><td> Vector Laboratories </td><td> BA-0500 </td><td> Aliquot en vries </td></tr></tbody></table>

locked nucleic acid flow cytometry-fluorescentie in situ hybridisatie (lna flow-fish): een methode voor bacteriële kleine rna-detectie

Locked Nucleic Acid Flow Cytometry-fluorescence in situ Hybridization (LNA flow-FISH): a Method for Bacterial Small RNA Detection

Fluorescentie in situ hybridisatie (FISH) is een krachtige techniek die wordt gebruikt voor het detecteren en lokaliseren van specifieke nucleïnezuursequenties in de cellulaire omgeving. Met het oog op de doorvoer te verhogen, kan FISH worden gecombineerd met flowcytometrie (flow-FISH) voor de detectie van gerichte nucleïnezuursequenties in duizenden individuele cellen mogelijk te maken. Als gevolg hiervan, flow-FISH biedt een duidelijk voordeel ten opzichte lysaat / ensemble op basis van nucleïnezuur detectiemethoden, omdat elke cel wordt behandeld als een onafhankelijke waarneming, waardoor het toelaat sterker statistische en variantie analyses. Deze attributen hebben geleid tot het gebruik van FISH en flow-FISH methoden in een aantal verschillende toepassingen en het nut van deze methoden is succesvol aangetoond in de lengte van telomeren bepaling 1,2, cellulaire identificatie en genexpressie 3,4, monitoring virale vermenigvuldiging in geïnfecteerde cellen 5, en de bacteriële gemeenschap analyse en inventarisatie6. Traditioneel is de specificiteit van FISH en flow-FISH methoden zijn bijgebracht door DNA-oligonucleotide probes. Onlangs echter, is de vervanging van DNA-oligonucleotide-probes met nucleïnezuur analogen als FISH en flow-FISH probes verhoogde zowel de sensitiviteit en specificiteit van elke techniek te wijten aan de hogere smelttemperatuur (T m) van deze analogen voor natuurlijke nucleïnezuren 7,8 . Gesloten nucleïnezuur (LNA) probes zijn een soort van nucleïnezuur dat analoge LNA nucleotiden verrijkt door een DNA-of RNA-sequentie 9,10 bevatten. In combinatie met flow-FISH, hebben LNA sondes eerder is aangetoond dat de conventionele DNA-probes 7,11 beter te presteren en zijn met succes gebruikt om de eukaryote mRNA 12 en virale RNA te detecteren in zoogdiercellen 5. Hier hebben we deze mogelijkheid uit te breiden en beschrijven een LNA flow-FISH methode die de specifieke detectie van RNA-vergunningen in bacteriële cels (figuur 1). In het bijzonder zijn wij geïnteresseerd in de detectie van kleine niet-coderende RNA-regelgeving (Srna), die hebben vergaard grote belangstelling in de afgelopen jaren zoals ze zijn gevonden om te dienen als de belangrijkste elementen van de regelgeving in veel kritische cellulaire processen 13. Er zijn echter beperkt tools om sRNAs en de uitdagingen voor het opsporen van Srna in bacteriële cellen te bestuderen is deels te wijten aan de relatief kleine omvang (meestal 50 tot 300 nucleotiden in lengte) en een lage overvloed van Srna moleculen, evenals de algemene moeilijkheid in het werken met kleinere biologische cellen met verschillende cellulaire membranen. In deze methode, beschrijven we fixatie en permeabilzation voorwaarden die de structuur van de bacteriële cellen te behouden en toestaan ​​dat de penetratie van LNA sondes en signaalversterking stappen die de specifieke detectie van lage abundantie Srna (figuur 2) in te schakelen.

Een nieuwe high-throughput methode is beschreven die het mogelijk maakt de detectie en de relatieve kwantificatie van kleine RNA en mRNA expressie van enkele bacteriële cellen met behulp van gesloten nucleïnezuur probes en flowcytometrie-fluorescentie<em&gt; In situ</em&gt; Hybridisatie.

Locked Nucleic Acid Flow Cytometry-fluorescentie In situ Hybridisatie (LNA flow-FISH): een methode voor Bacteriële Kleine RNA-detectie

Fluorescentie in situ hybridisatie (FISH) is een krachtige techniek die wordt gebruikt om specifieke nucleïnezuursequenties in de cellulaire...

Het algemene doel van deze procedure is het detecteren van de expressie van bacterieel RNA in individuele bacteriële cellen. Dit wordt eerst bereikt door het ontwerpen van een locked nucleic acid- of LNA-probe met een biotine-TEG-modificatie aan het 5'-uiteinde. Wanneer de bacteriële cellen vervolgens worden gefixeerd, behandeld met dathyl, percarbonaat of dsy en daarna worden gepermeabiliseerd, wordt het RNA gedenatureerd en wordt de LNA-probe gehybridiseerd.Ten derde worden de cellen gewassen, geblokkeerd en gekleurd. Ten slotte wordt de cellulaire fluorescentie gemeten via flowcytometrie. Uiteindelijk kunnen veranderingen in de RNA-expressie in de tijd en binnen populaties worden geëvalueerd.Deze methode kan helpen bij het beantwoorden van kernvragen over de relatieve aanwezigheid en abundantie van RNA-soorten binnen een enkele cel, en in welke mate deze expressie verandert binnen homogene of heterogene populaties. Hoewel deze methode momenteel wordt gebruikt om de expressie van bacteriële kleine RNA's te monitoren, kan deze in theorie worden gebruikt om RNA in potentieel elk celtype te detecteren. Gebruik na het ontwerpen van de LNA-sondesequentie blast om er zeker van te zijn dat de sonde specifiek is voor enkel het betreffende SRNA of mRNA.Voeg bij het bestellen van de probe een biotine-TEG-modificatie toe aan het 5'-uiteinde van het LNA-oligonucleotide. De biotine-koppeling is noodzakelijk voor kleuring na hybridisatie met een gestript avidine-DI-conjugaat. Drie negatieve controles moeten in de methode worden opgenomen: één A, geen LNA-controle, waarbij geen LNA-probe wordt toegevoegd tijdens de hybridisatie.Stap twee: een controle zonder kleurstof, waarbij de LNA-probe hybrideert met het doel-sRNA, maar de hybridisatiegebeurtenis niet wordt gedetecteerd vanwege de afwezigheid van de fluorescerende kleurstof. En drie: een controle voor een niet-geëxpresseerd sRNA of mRNA, waarbij gebruik wordt gemaakt van een LNA-probe die gericht is op een niet-bestaand of niet-geëxpresseerd sRNA om aspecifieke hybridisatie te monitoren. Begin met het oogsten van 1 × 10⁸ cellen van de betreffende bacteriën en breng deze over in een 1,5 milliliter microcentrifugebuis. Pelleteer vervolgens de bacteriële cellen bij 2300 ×g gedurende vijf minuten na het centrifugeren.Verwijder het supernatant door middel van pipetteren en niet door schenken. Resuspendeer vervolgens het pellet in 400 µL PBS, voeg 400 µL A PFA azijnzuur PBS fixeeroplossing toe en meng de cellen goed. Incubeer de suspensie nu gedurende 10 minuten bij 25 °C.Vortex één keer na vijf minuten, nadat de cellen opnieuw zijn gecentrifugeerd. Ditmaal op 4.500 ×g gedurende twee minuten. Was het pellet twee keer met 400 µL PBS.Resuspendeer tot slot het pellet in 400 µL PBS en bewaar de nu gefixeerde cellen bij vier graden gedurende maximaal zeven dagen. Begin met het toevoegen van 400 µL van een vers bereide 1% dsy-oplossing aan elk gefixeerd bacterieel cellmonster. Meng vervolgens de celoplossingen goed door te pipetteren.Incubeer dit mengsel gedurende 12 minuten bij 25 °C en voeg na het tweemaal wassen van de cellen met 400 µL PBS 800 µL van een vers bereide lysozymoplossing toe aan de cellen. Meng de cel-lysozymoplossing grondig door middel van vortexen en incubeer de cellen gedurende 30 minuten bij 25 °C met af en toe mengen. Voeg na het centrifugeren van de cellen 800 µL van een vers bereide proteinase K-oplossing toe aan het pellet en meng de resuspendeerde celoplossing grondig door middel van pipetteren.Incubeer de cellen gedurende 15 minuten bij 25 °C, waarbij halverwege de incubatieperiode wordt gevortexd. Nadat de cellen zijn gecentrifugeerd en gewassen met 400 µL PBS, worden de cellen opnieuw gesuspendeerd in nog eens 400 µL PBS. Voeg vervolgens 100 µL van de suspensie toe aan vier afzonderlijke microcentrifugebuisjes van 1,5 mL, pellet vervolgens de cellen en verwijder de supernatanten. Incubeer nu alle vier de monsters in elk 100 µL hybridisatiebuffer bij 60 °C gedurende 60 minuten. Voeg na de hybridisatie één mL SSC plus Tween 20 of SSCT toe aan het hybridisatiemengsel om de cellen uit de viskeuze hybridisatieoplossing te kunnen verwijderen.Voeg na het pelletiseren 200 µL formamide-SSCT-oplossing toe aan de pellets en meng dit grondig. Incubeer de monsters vervolgens gedurende 30 minuten bij 65 °C in een warmteblok. Voeg nu 1 mL SSCT toe aan het mengsel en resuspendeer de cellen in 500 µL SSCT na het opnieuw pelletiseren van de cellen; incubeer de celoplossing vervolgens 40 minuten in het warmteblok.Na het centrifugeren van de cellen wordt er 200 µL blokkeringsbuffer aan de pellets toegevoegd, waarna de cellen gedurende 30 minuten bij 25 °C worden geïncubeerd. Na het centrifugeren wordt er voor de controle zonder kleurstof opnieuw 50 µL van een gestripte avidine- en kleurstofoplossing aan de pellets toegevoegd en worden de cellen grondig gemengd. Voeg 50 µL blokkeringsbuffer toe.Incubeer alle monsters vervolgens nog 12 minuten bij 25 graden Celsius met constant mengen in een thermomixer, waarbij de buisjes met aluminiumfolie tegen het licht worden afgeschermd. Was de cellen daarna één keer met 500 microliters SSCT-buffer en één keer met 400 microliters PBS plus tween 20 of PBST. Voeg na het verwijderen van de supernatanten 100 microliters gebiotinyleerde antis, strippin en PBS toe gedurende 30 minuten bij 25 graden Celsius met af en toe mengen; dit antilichaam zal binden aan het strippin DI-conjugaat dat in de vorige stap is geïntroduceerd.Pelleteer vervolgens de cellen en was deze twee keer met 400 µL PBST, waarna een tweede kleuring wordt uitgevoerd door 50 µL van de gestripte avid- en kleurstofoplossing aan de cellen toe te voegen en grondig te mengen. Deze stap verhoogt de signaaloutput per gehybridiseerde LNA-probe voor de controle zonder kleurstof. Voeg opnieuw 50 µL van enkel de blokkeringsbuffer toe en incubeer vervolgens alle buisjes 12 minuten bij 25 °C in een thermomixer onder constant mengen.Na incubatie met de kleurstofoplossing worden de cellen opnieuw gewassen met 500 µL SSCT-buffer en vervolgens eenmaal met 400 µL PBST na de tweede wasbeurt. Resuspendeer het pellet in 200 µL PBST en bewaar de cellen bij 4 °C tot ze klaar zijn voor flowcytometrische analyse. Stel voor kleinere bacteriële cellen de stroomsnelheid van de flowcytometer in op traag om de core size te verkleinen. Stel daarnaast, bij flowcytometers met drempelwaarden voor forward scatter, de cutoff zo laag mogelijk in om ervoor te zorgen dat de kleine bacteriële cellen worden gedetecteerd.Een voorbeeld van cellen die effectief zijn gefixeerd en gepermeabiliseerd wordt hier getoond in deze flowcytometrie dotplot bij gebruik van de zojuist beschreven condities. Voor de permeabilisatie is de celpopulatie klein en homogeen, wat duidt op weinig celaggregaten. Wanneer hogere concentraties lysozym worden gebruikt, zijn cellen echter eerder geneigd te aggregeren en vertonen ze verhoogde forward scatter-waarden, wat wijst op grotere deeltjes zoals te zien is in deze dotplot.Hier wordt een voorbeeld getoond van flowcytometriegegevens van een succesvol LNA flow fish-experiment. Het histogram demonstreert de specifieke detectie van een target SRNA samen met drie negatieve controles. De 'geen sterf'-negatieve controle in paars produceert de minste fluorescentie, gevolgd door de 'geen LNA'- en de 'niet-geëxpresseerd SRNA'-negatieve controles in respectievelijk blauw en rood.Ten slotte vertoont de monster met de SRNA-specifieke LNA-sonde de sterkste fluorescentie in zwart. Eenmaal beheerst, kan deze techniek in ongeveer zes uur worden uitgevoerd indien correct worden uitgevoerd. Bovendien verschaft deze techniek meer informatie en is deze kosteneffectiever dan R-T-P-C-R.Na deze procedure kunnen aanvullende probes worden gelabeld met andere HAPS en toegevoegd tijdens de hybridisatiestap om multiplex RNA-detectie mogelijk te maken.I.

locked-nucleic-acid-flow-cytometry-fluorescence-situ-hybridization

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie en Infectie

We hebben onlangs melding gemaakt van een nieuwe benadering voor het genereren van fluorogene DNAzyme probes die kan worden toegepast op het opzetten van een eenvoudige, "mix-and-lezen" TL-test voor bacteriële detectie. Deze speciale DNA probes katalyseren de splitsing van een chromofoor gemodificeerde DNA-RNA chimère substraat in aanwezigheid van ruwe extracellulaire mengsel (CEM) door een bepaald bacterie, waardoor vertaling bacteriële detectie in fluorescentiesignaal generatie. In dit...

Detectie van bacteriën met behulp van fluorogene DNAzymes

Detectie van virale RNA door fluorescentie<em&gt; In situ</em&gt; Hybridisatie (FISH)

We hebben een fluorescente in situ hybridisatie protocol voor de detectie van een persistente DNA virusgenoom in weefselcoupes van diermodellen. Dit protocol maakt het bestuderen infectie proces codetection van het virale genoom, zijn RNA producten en virale of cellulaire eiwitten in enkele cellen.

Detectie van het genoom en de transcripties van een persistente DNA Virus in neuronale weefsels door Fluorescent In situ Hybridisatie Gecombineerd met Immunokleuring

Dit manuscript beschrijft een methode voor het labelen van individuele boodschapper-RNA (mRNA) afschriften met fluorescently-geëtiketteerden DNA sondes, voor gebruik in single-molecuul fluorescentie in situ hybridisatie (smFISH) proeven in E. coli. smFISH is een visualisatie methode waarmee de simultane detectie-, lokalisatie- en kwantificering van afzonderlijke mRNA moleculen in vaste afzonderlijke cellen.

Methode voor het labelen van afschriften in individuele Escherichia coli cellen voor Single-molecuul fluorescentie In Situ hybridisatie experimenten

Dit protocol beschrijft een toepassing van fluorescentie met één molecuul in situ hybridisatie (smFISH) om de in vivo kinetiek van mRNA-synthese en -afbraak te meten.

Indringende mRNA Kinetics in ruimte en tijd in Escherichia coli met behulp van Two-Color Single-Molecule Fluorescentie in Situ Hybridisatie

Hier wordt een protocol gepresenteerd voor een fluorescentiebeeldvormingsbenadering, multiplex immunofluorescent cell-gebaseerde detection van DNA, RNA en protein (MICDDRP), een methode die in staat is tot gelijktijdige fluorescentie eencellige visualisatie van virale eiwitten en nucleïnezuren van verschillende type en gestrandheid. Deze aanpak kan worden toegepast op een breed scala aan systemen.

Eencellige multiplexed fluorescentie beeldvorming om virale nucleïnezuren en eiwitten te visualiseren en HIV, HTLV, HBV, HCV, Zika-virus en influenza-infectie te controleren

Intestinale microben, waaronder extracellulaire bacteriën en intracellulaire pathogenen zoals het Orsay-virus en microsporidia (schimmels), worden vaak geassocieerd met wilde Caenorhabditis-nematoden . Dit artikel presenteert een protocol voor het detecteren en kwantificeren van microben die C. elegans-nematoden koloniseren en / of infecteren, en voor het meten van de pathogenenbelasting na gecontroleerde infecties in het laboratorium.

RNA-fluorescentie in situ hybridisatie (FISH) om microbiële kolonisatie en infectie in caenorhabditis elegans darmen te visualiseren

Het huidige protocol beschrijft een methode van RNA-fluorescentie in situ hybridisatie om de lncRNA's te lokaliseren in menselijke osteosarcoomcellen.

RNA-fluorescentie in situ hybridisatie voor lange niet-coderende RNA-lokalisatie in menselijke osteosarcoomcellen

De op DNAzyme gebaseerde nanomachines kunnen worden gebruikt voor zeer selectieve en gevoelige detectie van nucleïnezuren. Dit artikel beschrijft een gedetailleerd protocol voor het ontwerp van op DNA gebaseerde nanomachines met een 10-23-kern met behulp van gratis software en hun toepassing bij de detectie van een Epstein-Barr-virusfragment als voorbeeld.

DNAzyme 10-23 - Op basis van nanomachines voor nucleïnezuurherkenning

Het protocol beschrijft een tandem-immunofluorescentiehybridisatietest met in formaline gefixeerd in paraffine ingebed weefsel om microRNA en gemultiplexte eiwitten tegelijkertijd te detecteren en te kwantificeren.

MicroRNA-amplificatie en -herkenning door middel van locked-nucleic-acid in situ hybridisatie als een nieuwe detectie- en kwantificeringsmethode

Leer LNA flow-FISH voor detectie van bacteriële kleine RNA in individuele cellen met behulp van flowcytometrie. Deze methode biedt inzicht in RNA-dynamiek op single-cell niveau.

Locked Nucleic Acid Flow Cytometry-fluorescentie In situ Hybridisatie (LNA flow-FISH): een methode voor Bacteriële Kleine RNA-detectie (Video) | JoVE Journal

Locked Nucleic Acid Flow Cytometry-fluorescentie In situ Hybridisatie (LNA flow-FISH): een methode voor Bacteriële Kleine RNA-detectie

Meer video's verkennen