Name: Methoden voor intraveneuze toediening Zelf in een muismodel (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-08T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 9 s
Description: Leer de intraveneuze zelftoedieningsmethode voor gedragsfarmacologie bij muizen. Dit artikel toont chirurgische technieken voor katheterimplantatie in de vena jugularis en het behoud van katheterpatentie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Experimenten op dieren werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen en voorschriften uiteengezet door de Canadese Raad van Animal Care en de McGill University Animal Care Comite. Dit onderzoek werd ondersteund door fondsen toegekend aan KG van de Canadese Institutes of Health Research (CIHR). Geen belangenconflicten verklaard.

1. Stallen en Acclimatisatie Procedures <ol><li> Mannelijke en vrouwelijke CD-1 muizen zijn ondergebracht met hetzelfde geslacht nestgenoten, tot 5 dieren per kooi, in standaard kunststof kooien met beta-chip beddengoed en nestlet pads, met draadrooster deksels voor flessen water en voedsel tegemoet te komen. Standaard muis chow en water zijn ad libitum beschikbaar in de woning kooien gedurende het experiment. </li><li> Muizen worden bijgehouden op een omgekeerde licht-donker schema (lampjes op 22:00 tot 10:00). </li><li> Muizen mogen de IVSA testen kamers acclimatiseren een week voor de start van experimentele procedures. </li></ol> 2. Operante Training <ol><li> Alle gedrags-procedures, waaronder gezoete melk training en intraveneus druggebruik zelftoediening sessies worden uitgevoerd met behulp van operante kamers meet 15,9 x 14 x 12,7 cm, uitgerust met 2 ultra-gevoelige muis hendels, lepel kopjes, stimulus verlichting en microliter spuit pompen (Med Associates Inc, St. Albans, VT, USA). Chambers zijn aangesloten op een computer met behulp van Med Associates Smart CR-interface en Med-PC-software voor het schema van de wapening te programmeren en gegevens te verzamelen. </li><li> Naïeve muizen zijn gewend aan de operante kamers en getraind om hefboom pers met een gezoete melk beloning (0,1 ml), die in dipper beker. Operante melk training wordt gegeven in 1-uur sessies gedurende 5-7 dagen. Voltooiing van een vaste verhouding (FR) schema op de actieve hendel resulteerde in de presentatie van de dipper beker en de verlichting van een stimulus licht. De gezoete melk oplossing bestond uit sucrose (10 mg / ml, ACS Reagent, Sigma-Aldrich Inc St-Louis MO, USA) toegevoegd volle melk (3,25% vet). Operante training met een gezoete melk oplossing of een vloeibaar voedingsmiddel bekrachtiger is een veel voorkomende techniek die wordt gebruikt om te vergemakkelijken operante reageren in muizen 1,2. </li></ol> 3. Voorbereiding van de apparatuur te worden gebruikt tijdens de operatie RequIRED apparatuur - 20, 23 en 26 gauge naalden, slijpmachine, 1 cc spuiten, Tygon tubing, soldeerbout, heparine, antibiotica en pijnstillende. <ol><li> Bereid een naald om het inbrengen van de katheter geleiden in de halsader van scheren in een 20 gauge naald. De schacht van de naald wordt geschoren beneden met behulp van een slijpmachine om een ​​kanaal binnen de naald om de katheter slang te begeleiden in de ader te vormen. De naald kanaal moeten zorgvuldig worden gecontroleerd op metalen deeltjes die kunnen zijn gedeponeerd. Eventuele obstructies om het kanaal moet worden geschraapt met behulp van fijne getipt tang. </li><li> Aan twee 1-cc injectiespuiten te gebruiken voor het spoelen en controleren van de catheter. Bereid twee spuiten door middel van 12 cm stukken Tygon-buis en vastzetten aan een uiteinde 26 gauge naalden bevestigd aan 1 cc injectiespuiten en strekken van de andere uiteinden van de slangen over 23 gauge naalden. Een injector worden gevuld met 0,9% steriele zoutoplossing en de andere met een gehepariniseerde ticarcilline oplossing (33 mg ticarcillineen 0,3 mg heparine per 10 ml steriele zoutoplossing). </li><li> Bereid katheter canule caps. Tygon-buis is gespannen over een 23 gauge naald en 1 cm gesneden uit de afschuining. Smelt het open uiteinde van de buis een dikke afdichting. De buis moet worden gesmolten zodat de gehele canule cap lang genoeg om over de katheter canule, met het afgedichte uiteinde dat strak over het uiteinde van de canule. Merk op dat als de dop te lang is, bestaat het risico dat het zal worden gebogen en vervolgens doorboord tijdens het proces van de schroef-on catheter omvat. Aldus zorgvuldige voorbereiding van de catheter caps wordt aanbevolen om een ​​goede fit aan de canule voorzien. </li><li> Bereid vereiste oplossingen. Alle reagentia zijn aangeschaft bij Sigma-Aldrich Inc (St-Louis MO, USA). <ol class="lalpha"><li> Gehepariniseerde ticarcilline oplossing catheter spoelen - Los 0,33 g ticarcilline (dinatriumzout) en 0,003 g heparine in 10 ml steriele zoutoplossing. 0,03 ml van de oplossing wordt gespoeld thrdoorgedreven de katheter dagelijks. De antibiotische oplossing wordt toegediend om bloedstolsels en infecties te voorkomen uit ontwikkelingslanden. </li><li> Amikicin (antibioticum) voor subcutane injectie - een enkelvoudige subcutane injectie wordt na een operatie in een dosis van 10 mg / kg om postoperatieve infecties. </li><li> Ketoprofen (analgeticum) voor subcutane injectie - een enkelvoudige subcutane injectie wordt na een operatie bij een dosis van 5 mg / kg aan een postoperatieve pijn te beheersen. </li></ol></li></ol> 4. Catheter Implantatie chirurgie Vereiste apparatuur en reagentia: Isofluraan, steriele zoutoplossing, alcohol (70%), 1 en 3 cc spuiten gevuld met een steriele zoutoplossing, 1-cc aangepaste spuiten, antibiotica en pijnstillende oplossingen bereid in paragraaf 3 hierboven, muis katheters (CamCaths, Cambridgeshire, UK ), katheter deksels (crystal doppen van HRS Scientific, Montreal, Quebec), oog glijmiddel, 4 cm plastic balk naar de ader verheffen (ditkan worden geconstrueerd uit een plastic Q-tip), polysporin, steriele swabs en gaas gebogen en rechte forceps, slagader klemmen, fijne schaar. <img src="/files/ftp_upload/3739/3739step1.jpg" alt="Stap 1" fo:content-width="3in" fo:src="/files/ftp_upload/3739/3739step1highres.jpg"/><ol><li> Gebruik aseptische standaardtechnieken de chirurgische bank, de chirurgische instrumenten en de katheters worden gesteriliseerd operatie. Goede sterilisatie technieken omvatten stoomautoclaaf voor de chirurgische instrumenten en katheters gekocht CamCaths. Glaskraal sterilisatie kan ook gebruikt worden op de uiteinden van de chirurgische instrumenten. Ethyleenoxide sterilisatie kan worden ingezet op meer delicate katheters of materialen die risico smelten. Een meer gedetailleerde beschrijving van knaagdier chirurgische aseptische technieken zijn te vinden in de bijgevoegde referenties 1,2. Opzet van de bank, is instrumenten en neuskegel voor handhaving van de anesthesie geïllustreerd in de foto. </li><li> Muizen zijn verdoofd met isofluraan gas, en gehandhaafd onder verdoving met behulp van een beademingsbuis onder een opvangsysteem. Eye smeermiddel (Tears Naturale PM) wordt toegepast op beide ogen om ze niet uitdrogen tijdens de procedure. Een geschikte chirurgische marge op geschoren rug van het dier en de hals. Voordat er incisies worden gemaakt, zijn de chirurgische velden beperkt met steriele lakens. </li><li> Om de katheter voor het inbrengen bereiden in het rechter atrium van het hart, wordt de overmaat katheterbuis afgesneden 1,2 cm van de lamp van de katheter. Dit is de optimale lengte die voor volwassenen CD-1 muizen, ongeveer 8 weken oud, 20-25 gram lichaamsgewicht. De lengte van katheterbuis enigszins aan te passen (proefondervindelijk), gebaseerd op de stam, grootte en leeftijd van de muizen. Voorafgaand aan inbrengen wordt de spuit met een steriele zoutoplossing (sectie 3.2) aan de katheter canule, en de katheter wordt gespoeld en gecontroleerd op lekken. Houdendeze spuit bevestigd aan de katheter gedurende de chirurgische procedure. Het zal worden gebruikt om de katheter te spoelen, en zuig bloed in stap 4.7. </li><li> Na de sterilisatie met 70% alcohol, is een 2 cm lange midscapular incisie gemaakt uitgaande midden op de rug en eindigt net onder de nek om de basis van de catheter tegemoet. Bindweefsel dient te worden gedwongen elkaar met een tang om ruimte te maken voor de katheter basis onder de huid. </li><li> Plaatsen van het dier op zijn rug een tweede ondiepe 1 - 2 cm diagonaal incisie wordt gemaakt van het rechter sleutelbeen gaat omhoog om de dieren kaak, nadat het gebied is gereinigd met 70% alcohol. De halsader wordt oppervlakkig te vinden onder de huid van de nek. Ter voorbereiding van het inbrengen van de catheter, wordt buis van de basis van de katheter getrokken door de incisie op de rug en bracht dichtbij de halsader door het passeren van de buis onder de huid net over de rechterschouder. Het einde van de katheterbuis isvervolgens gekoppeld aan een arterieklem en geplaatst aan de zijde van het dier te houden in plaats. </li><li> De juiste halsader ligt door voorzichtig af te stappen oppervlakkige bind-en vetweefsel van de incisie in de nek van het dier. Bindweefsel rond de ader is gebroken met elkaar gebogen forceps en de ader wordt vervolgens verhoogd met een steriele plastic bar. Losse geopend hechtdraad knopen zijn gemaakt rond elk uiteinde van de ader en de katheter slang is voorzien van schroefdraad door de bovenste knoop en lus over de hechtdraad te rusten ongeklemde over de rechter schouder. </li><li> Voorafgaand aan het inbrengen, natte zowel de 20 gauge inbrengnaald en ader met steriele zoutoplossing om wrijving te verminderen. De naald evenwijdig aan de ader en voorzichtig ingebracht nabij de bodem van de verhoogde ader (Opmerking: ongeveer 0,5 cm van de naald dient om in de ader). Met behulp van een tang, schuif de katheter buis in de schacht van de naald in de ader. Weerstand zou erop wijzen dat de slang is binnen bindweefsel en niet binnen de ader. Duw 0,03 cc van een zoutoplossing door de ader om ervoor te zorgen dat er geen lekken zijn. Lekken zou erop wijzen dat de ader kan worden doorboord of dat de katheter buis plaatsing moet worden aangepast. Opmerking: Om te controleren of de slang in de ader, proberen op te stellen wat bloed met behulp van de bijgevoegde zoutoplossingspuit. Als er bloed niet onmiddellijk kan worden vastgesteld, kan de ader of hartwand worden het afsluiten van de catheter tip, of de ader niet is doorboord; zet het slangetje en probeer het opnieuw. Naald reïntegratie kan nodig zijn als het bloed nog steeds niet kan worden opgesteld. </li><li> Met het oog op de katheter op zijn plaats, druk op de katheter lamp om het invoegpunt en verwijder de naald. Bind de bodem knoop en vervolgens de katheter gelijk te trekken tegen de bar voordat u de koppeling van de tweede knoop recht boven de lamp. Test om te kijken of het bloed kan worden opgesteld en de knopen licht indien nodig los te maken. Stop de katheter buis onder de huid en hechtingde ventrale incisie rond de nek van het dier. Toepassing Polysporin Heal Fast met een steriel wattenstaafje applicator of andere antibiotische zalf die bij voorkeur een analgetische de gesloten incisie. </li><li> Met het dier op de buik, plaatst de katheter base onder de huid van de rug in de bereide incisie. Zorg ervoor dat het teveel aan slangen minimaal een lus en goed verborgen onder de katheter uitvalsbasis om de kansen van het dier kauwen en piercing te minimaliseren. Hechten de insnijding aan beide zijden van de katheter base en pas Polysporin Heal Fast met een steriel wattenstaafje applicator. </li><li> Spoel de katheter met 0,03 cc van de gehepariniseerde ticarcilline oplossing met behulp van de spuit met de slang is geplakt (paragraaf 3.2). Cap de canule met de plastic canule dop en schroef op de witte katheter deksel. In sommige muizen die vers van een operatie, kan het bloed lekken uit de katheter vóór de canule wordt afgedekt. Het is belangrijk om opnieuw te spoelen het dier en rapidly vervang de canule los voordat het bloed de kans te laten stromen. De dieren moeten worden gespoeld op een dagelijkse basis te katheter doorgankelijkheid te behouden. </li><li> Na afwrijven van het injectiegebied tussen de dieren achterpoten met 70% ethanol, subcutaan injecteren de analgetische ketoprofen in een dosis van 5 mg / kg enerzijds en het antibioticum amikicin bij een dosis van 10 mg / kg aan de andere zijde. </li><li> Na verdoving wordt stopgezet, worden dieren toegestaan ​​om in een schone kooi te herstellen met gemakkelijke toegang tot voedsel en water gedurende 5 tot 7 dagen. Muizen moeten worden geplaatst in een verwarmde kast &#39;s nachts aan post-operatieve hypothermie te voorkomen. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/3739/3739step2.jpg" alt="Stap 2" fo:content-width="4.75in" fo:src="/files/ftp_upload/3739/3739step2highres.jpg"/> 5. Behavioural testen - Intraveneuze Self-administratie <ol><li> Voorafgaand aan gedrags-testen katheters worden gespoeld met 0,9% steriele zoutoplossing. Muizen worden daarna plaatsend in de operant kamers en met de infusie lijnen en infusiepompen. Active hefboompersen resulteren in een 3,2 sec 18 ul infusieperiode combinatie met de belichting van een stimulus licht. Elke hefboom pers wordt gevolgd door een 8 sec time-out periode waarin de stimulus blijft branden. </li><li> Naar aanleiding van de operante sessie, worden muizen katheters gespoeld met de gehepariniseerde ticarcilline oplossing voordat ze terug naar hun kooi. </li><li> Muizen mogen zelf toedienen gedurende 3 opeenvolgende 2-uur sessies bij elke dosis. Doses werden in willekeurige volgorde voor elke muis, zoals in het volgende hoofdstuk. </li><li> Patency katheter wordt dagelijks vastgesteld door zowel de zoutoplossing en antibioticumoplossing kan worden gespoeld door de katheter. Bovendien kan een ketamine / midazolam proef uitgevoerd zoals beschreven in de bijgevoegde referentie 5. Kortom, tekenen van anesthesie zoals immobiliteit binnen 5 sec van een infuus van 0,02-0,03 ml ketamine (15 mg / ml),of midazolam (0,75 mg / ml) midazolam is het bewijs van een octrooi katheter 5. </li></ol>

<ol><li>Rocha, B. A., Ator, R., Emmett-Oglesby, M. W., Hen, R. Intravenous Cocaine Self-Administration in Mice Lacking 5-HT1B Receptors. Pharmacology Biochemistry and Behavior. 57 (3), 407-412 (1997).</li>
<li>Zapata, A., Chefer, V. I., Ator, R., Shippenberg, T. S., Rocha, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioural+sensitization+and+enhanced+dopamine+response+in+the+nucleus+accumbens+after+intravenous+cocaine+self-administration+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Behavioural sensitization and enhanced dopamine response in the nucleus accumbens after intravenous cocaine self-administration in mice.</a> European Journal of Neuroscience. 17 (3), 590-596 (2003).</li>
<li>Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+of+Rodent+Surgery+for+the+New+Surgeon%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon.</a> J. Vis. Exp. (47), e2586(2011).</li>
<li>Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHoogstraten-Miller%2C+SL+%22Techniques+in+Aseptic+Rodent+Surgery+Current+Protocols+in+Immunology%22">Techniques in Aseptic Rodent Surgery Current Protocols in Immunology</a>. , John Wiley & Sons, Inc. 1.12-1.14 (2001).</li>
<li>Thomsen, M., Caine, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+Intravenous+Drug+Self-Administration+in+Rats+and+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Neuroscience.+%22%5BJournal%5D)">Chronic Intravenous Drug Self-Administration in Rats and Mice.</a> Current Protocols in Neuroscience. . 9, 20.1-20.40 (2005).</li>
<li>Gill, K. J., Boyle, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Confirmation+of+quantitative+trait+loci+for+cocaine+induced+activation+in+the+AcB%2FBcA+series+of+recombinant+congenic+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacogenetics%22%5BJournal%5D)">Confirmation of quantitative trait loci for cocaine induced activation in the AcB/BcA series of recombinant congenic strains.</a> Pharmacogenetics. 13, 329-338 (2003).</li>
<li>Gill, K. J., Boyle, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+influences+on+drug-induced+psychomotor+activation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Genes%2C+Brain+%26+Behavior%22%5BJournal%5D)">Genetic influences on drug-induced psychomotor activation in mice.</a> Genes, Brain & Behavior. 7, 859-868 (2008).</li>
<li>Boyle, A. E., Gill, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensitivity+of+AXB%2FBXA+recombinant+inbred+lines+of+mice+to+the+locomotor+activating+effects+of+cocaine%3A+A+QTL+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacogenetics%22%5BJournal%5D)">Sensitivity of AXB/BXA recombinant inbred lines of mice to the locomotor activating effects of cocaine: A QTL analysis.</a> Pharmacogenetics. 11 (3), 255-264 (2001).</li>
<li>Boyle, A. E., Gill, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+verification+of+previously+identified+QTLs+for+cocaine-induced+activation+using+a+panel+of+B6.A+chromosome+substitution+strains+%28CSS%29+and+A%2FJxC57Bl%2F6J+F2+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacology%22%5BJournal%5D)">A verification of previously identified QTLs for cocaine-induced activation using a panel of B6.A chromosome substitution strains (CSS) and A/JxC57Bl/6J F2 mice.</a> Psychopharmacology. 207 (2), 325-3234 (2009).</li>
<li>Thomsen, M., Caine, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Psychomotor+stimulant+effects+of+cocaine+in+rats+and+15+mouse+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Clinical+Psychopharmacology%22%5BJournal%5D)">Psychomotor stimulant effects of cocaine in rats and 15 mouse strains.</a> Experimental and Clinical Psychopharmacology. 19 (5), 321-341 (2011).</li>
<li>Thomsen, M., Caine, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+drug+self-administration+in+mice%3A+practical+considerations%5BTitle%5D)+AND+%22Behavior+genetics%22%5BJournal%5D)">Intravenous drug self-administration in mice: practical considerations.</a> Behavior genetics. 37 (1), 101-118 (2007).</li>
</ol>

Geen belangenconflicten verklaard.

Diermodellen van drugsmisbruik zijn bijzonder bruikbaar bij het begrijpen van de genetische basis van geneesmiddel-gerelateerd gedrag. Bijvoorbeeld, muizen met verschillende genetische profielen tonen erfelijke verschillen in hun gevoeligheid voor cocaïne 6-8 en helpen identificeren van potentiële gen kandidaten bemiddelen van de fenotypische variabiliteit waargenomen 9. De intraveneuze katheterisatie procedures beschreven in dit document zijn gebruikt met aanzienlijk succes drug IVSA onderzoeken verschillende stammen van muizen en muizen met verschillende genetische achtergrond 10. De procedures die in deze video te markeren belangrijke factoren om op focussen tijdens en na de catheterisatie operatie om betrouwbare intraveneuze zelftoediening gegevens te verkrijgen. Eerste, de plaatsing van de katheterbuis binnen de rechter atrium is essentieel, om catheter niet voorkomen blot stolsels. Tijdens de operatie is het belangrijk ervoor te zorgen dat de cathetereinde is onbelemmerd, en niet afgesloten door ofwel het hart of de ader weefsel. Ten tweede wordt dagelijks katheter doorspoelen nodig zowel voor als na operante sessies om verstoppingen te voorkomen. Tenslotte moet de katheter canule constant bedekt met zowel de canule caps en kristal bedekt wanneer de dieren in hun kooien, de toegang van puin. Kleine verstopping van de katheter canule kan worden verdreven met behulp van een fijne 26 gauge naald, echter dagelijkse spoelen met de gehepariniseerde antibiotische oplossing is vereist, met name op dagen dat de dieren niet worden getest op IVSA. Voor het uitvoeren van dier overleven een operatie, een goede kennis van aseptische technieken, analgesie en anesthesie nodig is. Hoewel deze video vervangt niet juiste chirurgische training kan worden gebruikt als richtlijn voor onderzoekers die de technieken die noodzakelijk zijn voor dit paradigma verkrijgen.

<table border="1"><tbody><tr><td> Naam van het reagens </td><td> Vennootschap </td><td> Catalogusnummer </td><td> Opmerkingen (optioneel) </td></tr><tr><td> Ticarcilline dinatriumzout </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> T5639-1G </td><td> 1 gram fles </td></tr><tr><td> Tears Naturale PM (Eye smeermiddel) </td><td> Alcon </td><td> N / A </td><td> 3,5 gram tube Dit oog smeermiddel kan worden gevonden in de meeste apotheken. Elke oftalmische oog smeermiddel worden gebruikt. </td></tr><tr><td> Cocaïne </td><td> Medisca Pharmaceutique </td><td> 0723-06 </td><td> 1 gram fles </td></tr><tr><td> Ketamine </td><td> Medisca Pharmaceutique </td><td> 1754-04 </td><td> 25 gram fles </td></tr><tr><td> Midazolam </td><td> Medisca Pharmaceutique </td><td> 2519-06 </td><td> 1 gram fles </td></tr><tr><td> Heparin natriumzout </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> H4784-250mg </td><td> 250 gram fles </td></tr><tr><td> Ketoprofen </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> K1751-1G </td><td> 1 gram fles </td></tr><tr><td> Amikicin sulfaatzout </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> A2324-5G </td><td> 5 gram fles </td></tr><tr><td> Sucrose ACS Reagens </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> S5016-500G </td><td> 500 gram fles </td></tr><tr><td> Standaard muis katheters met zachte mesh </td><td> CamCaths </td><td> MIVSA/20/26/BC-1S </td><td> Tubing specificaties: 26SWG; 0,451; 0,254 </td></tr><tr><td> Crystal cap applicator </td><td> HRS Wetenschappelijke </td><td> 313CAC </td><td> Dit is de witte katheter dop. </td></tr><tr><td> Tygon Micro Boring Tubing </td><td> Thomas Wetenschappelijke </td><td> 9561S41 </td><td> Tubing specificaties (boring x od x wanddikte in inches): 0,01 x 0,03 x 0,01 </td></tr>
 </tbody>
</table>

methoden voor intraveneuze toediening zelf in een muismodel

Methods for Intravenous Self Administration in a Mouse Model

Diermodellen zijn ontwikkeld om de versterkende effecten van geneesmiddelen, waaronder intraveneuze zelftoediening (IVSA) paradigma bestuderen. De voordelen van een IVSA paradigma de versterkende eigenschappen van drugs zoals cocaïne onderzoeken omvatten het feit dat het geneesmiddel in plaats van zelf toegediend experimentator toegediend, het schema van de wapening kan worden gewijzigd en nauwkeurige meting van de hoeveelheden geneesmiddel en verbruikt de timing en het patroon van IV injectie kan worden verkregen. Bovendien is de intraveneuze toedieningsweg vermijdt potentiële verwart met betrekking tot first-pass metabolisme of smaak, en produceert een snelle stijging in het bloed en de hersenen drug niveaus. Zoals uiteengezet in deze video, kan intraveneuze zelftoediening worden verkregen zonder voorafgaande voedsel beperking of voorafgaande drug opleiding na zorgvuldige plaatsing van de katheter tijdens de operatie en zorgvuldige dagelijkse katheter spoelen en onderhoud. Experimentele procedures die in dezepapier voorzien van een beschrijving van de stallen en acclimatisatie methoden, operante training met behulp van gezoete melk-oplossingen, en katheter implantatie chirurgie.

<img src="/files/ftp_upload/3739/3739fig1.jpg" alt="Figuur 1" /> Figuur 1. Het patroon reageren voor intraveneuze drug zelftoediening variëren per geneesmiddel doseringsgebied en muizenstam toegepast. De gepresenteerde figuur toont cocaine zelftoediening data na succesvolle operaties catheterisatie volgens de procedure beschreven in de video. De figuur toont de gemiddelde (± SEM) cocaïne infusies verdiend en de gemiddelde (± SEM) cocaïnegebruik (mg / kg lichaamsgewicht) in een heel scala van 4 cocaïne doses geleverd in een willekeurige volgorde op een FR1 schema van de wapening. Abscis: dosis eigen beheer geneesmiddel per infusie. Links Ordinate: totaal aantal infusies verdiend tijdens de 2-uur operante sessie. Rechts Ordinate: totale cocaïne-inname in mg / kg tijdens de 2-uur testsessie. Alle 13 katheters bleef patent voor de duur van de studie (4 weken). Een one-way ANOVA uitgevoerd op de dosis bleek dat mice werden toedienen cocaïne in een dosis-afhankelijke wijze [F (1,12) = 42,8, p &lt;0,05]. Er is een toename in cocaïnegebruik de dosis-response curve [F (3,36) = 29,6, p &lt;0,05] ondanks een daling hefboom op bij de hogere doses. Elk datapunt representeert het gemiddelde van 3 testsessies bij elke dosis cocaïne (± SEM) verzameld in CD-1 muizen (n = 13 / dosis, mannetjes en vrouwtjes gecombineerd). Vergelijkingen van actieve (drug-versterkte) vs inactieve hendel reageert in de dosis-respons curve werd gemaakt van tweeweg ANOVA opdat muizen onderscheid tussen de twee hendels. Voor de CD1-muizen, de analyse toonde een voorkeur voor de actieve hendel [F (1,12) = 10,255, p &lt;0,05] over de gehele dosis-response curve (gegevens niet getoond).

De intraveneuze zelftoediening (IVSA) paradigma wordt beschouwd als de gouden standaard bij de behandeling van de versterkende eigenschappen van drugs bij knaagdieren zijn. Dit manuscript beschrijft de experimentele procedures en chirurgische technieken die nodig zijn om betrouwbare IVSA gegevens te verkrijgen. Met name zorgvuldige catheter implantatie en onderhoud gemarkeerd.

Methoden voor intraveneuze toediening Zelf in een muismodel

Diermodellen zijn ontwikkeld om de versterkende effecten van geneesmiddelen te bestuderen, waaronder het paradigma van intraveneuze zelftoediening (IVSA). De voordelen ...

Hallo, mijn naam is Elizabeth Kotick en ik kom uit het laboratorium van Dr. Katherine Gill bij de verslavingsunit van het McGill University Health Center. Vandaag ga ik u laten zien hoe u de katheterisatiechirurgie uitvoert die nodig is voor het conducting van studies naar intraveneuze zelftoediening. Ik zal u laten zien hoe u de katheter plaatst, samen met enkele tips voor het behouden van de doorgankelijkheid van de katheter.Tijdens de sessies van intraveneuze zelftoediening van nicotine worden de dieren via plastic slangetjes aangesloten op Tai, waarbij nicotine-infusies worden toegediend door de gekoppelde infusiepompen. De operante boxen zijn aangeschaft bij Med Associates. Elke box is uitgerust met twee ultrasensitieve muishendels.Er zijn enkele zaken die voorafgaand aan de operatie voorbereid moeten worden om de katheter in de ader in te brengen. Een naald van 20 gauge moet worden aangepast om de slang in de ader te kunnen schuiven. Schaaf ongeveer twee centimeter van het bovenste gedeelte van de naaldschacht af, waardoor een kanaal ontstaat dat wordt gebruikt om de katheterslang in de ader te geleiden.Bereid vervolgens de spuiten voor om de katheter door te spoelen en te controleren. Aan één uiteinde van een slangetje van 12 centimeter is een naald van 26 gauge bevestigd, terwijl het andere uiteinde over een naald van 23 gauge is getrokken. Om het slangetje gemakkelijker aan de kathetercanule te kunnen bevestigen, heeft u twee spuiten nodig zoals deze: één gevuld met de geheparineerde T carcin-oplossing en de andere met fysiologische zoutoplossing.Bereid tot slot het dopje voor de kathetercannule voor. De kathetercannule moet worden afgedekt om te voorkomen dat er vuil in komt. Deze dopjes worden gemaakt door plastic slangetjes over naalden van 23 gauge te trekken.De slang wordt op één centimeter van de naaldpunt doorgeknipt en het open uiteinde wordt gesmolten om de slang af te dichten. Saline wordt door de naald gespoten om er zeker van te zijn dat de doppen lekdicht zijn. De muiscatheters zijn verkregen van Cam Cs in het Verenigd Koninkrijk. Knip het overtollige stuk slang van de catheter af, zodat er 1,2 centimeter overblijft vanaf het uiteinde van de catheterballon.Bevestig vervolgens de spuit met fysiologische zoutoplossing aan de externe metalen canule van de katheter en spoel door om op lekken te controleren. Muizen worden geanestheseerd met isofluraangas gemengd met zuurstof en blijven gedurende de gehele operatie onder anesthesie. Met behulp van een beademingsbuis worden de zuurstof- en isofluraanniveaus ingesteld op basis van het lichaamsgewicht van het dier en indien nodig tijdens de operatie aangepast; controleer of het dier correct is geanestheseerd door met de pincet in de achterpoten te knijpen en monitor de muis gedurende de hele operatie op respiratoire distress en de diepte van de anesthesie.Aangezien de operatie tussen de 20 en 30 minuten duurt, wordt er een ooglubricant in beide ogen aangebracht. De muis wordt vóór de operatie geschoren. Maak een plek vrij voor de basis van de katheter op de rug van het dier.Trek de huid op de rug van het dier voorzichtig omhoog en maak een kleine longitudinale incisie in het midden van de scapula van ongeveer twee centimeter lang. Begin in het midden van de rug en breid dit uit tot net onder de nek. Scheid het bindweefsel met kracht om ruimte te maken voor de basis van de katheter en breng zoutoplossing aan op de incisie.Trek de huid aan beide zijden van de incisie voorzichtig naar elkaar toe en draai het dier om. De rechter tegularvene bevindt zich oppervlakkig onder de huid van de nek en kan worden blootgelegd door een ondiepe incisie te maken. Maak een diagonale snede van ongeveer één tot twee centimeter lang, beginnend rond het rechter sleutelbeen en naar boven lopend in richting de kaak van het dier.De slang vanuit de basis van de katheter moet via de ventrale incisie in de nek worden doorgevoerd, zodat deze toegankelijk is voor inbrengen in de vene. Leid de pincet onder de huid van de schouders en breek door het bindweefsel heen. Om de rugincisie te bereiken, trekt u de slang door de huid naar de ventrale opening rond de nek van het dier.Klem het uiteinde van de slang af met arterieklemmen en laat deze geklemd aan de rechterzijde van het dier. Breng fysiologische zoutoplossing aan op de incisie en isoleer de rechter vena jugularis. Verwijder zeer voorzichtig eventueel bindweefsel en vetweefsel dat het zicht kan belemmeren en lokaliseer de vene.Til de ader aan de bovenkant voorzichtig op en gebruik de gebogen pincet om vetweefsel en bindweefsel rondom en onder de ader te scheiden. Plaats de gebogen pincet onder de ader en open deze met uw vrije hand. Schuif een steriele kunststof staaf onder de ader.Zodra de ader is blootgelegd, verwijdert u net genoeg vet om een duidelijk en ongehinderd zicht op de ader te verkrijgen. Druppel periodiek zoutoplossing op de blootgestelde ader om deze vochtig te houden. Bereid hechtnoden rond de ader voor om de kathetertubing te kunnen vastzetten zodra deze in de vena jugularis is geplaatst.Zet hechtingen onder de ader bij beide uiteinden en maak aan elk uiteinde een enkele, zeer losse open knoop. Leid de katheterleiding door de bovenste knoop en lus deze over de hechtingsdraad naar de overige zijde over de rechter schouder. Spuit ownzoutoplossing door de katheter om de leiding te verzwaren voor het inbrengen van de katheterleiding in de vena jugularis.De gemodificeerde 20 gauge naald wordt gebruikt om de ader door te prikken; bevochtig zowel de ader als de insertienaald met saline om de wrijving tijdens de insertie te verminderen, trek voorzichtig aan de plastic staaf en voer de naald in vlakbij het onderste gedeelte van de ader. Voeg net genoeg in zodat een halve centimeter van de naald is ingebracht. Schuif de cathetertubing over de naald en in de ader.Er mag geen weerstand voelbaar zijn. Weerstand zou erop wijzen dat u zich in het bindweefsel bevindt. Om er zeker van te zijn dat u zich in de ader bevindt, probeert u terug te trekken aan de katheterspuit om te controleren of u bloed kunt aspireren.Zodra de slang is geplaatst, verwijdert u de naald en duwt u het katheterballonnetje naar het insteekpunt. Knoop het onderste uiteinde vast en zorg ervoor dat de katheterslang strak tegen de stang aanligt voordat u de tweede knoop direct boven het ballonnetje legt. Hiermee wordt de katheter stevig op zijn plaats gefixeerd.Verwijder de staaf en maak aan elk uiteinde een tweede knoop. Duw de katheterslang en de hechtdraden onder de huid voordat u hecht. Gebruik de arterieklem om de hechtnald door de huid te leiden en sluit de incisie.Het aantal hechtingen zal variëren afhankelijk van de grootte van de incisie. Met het dier op zijn buik. Positioneer de basis van de katheter op de rug van het dier. Breng fysiologische zoutoplossing aan op de incisie en schuif de basis van de katheter onder de huid.Zorg ervoor dat de slang minimaal is gelust en zich onder de basis bevindt om de kans op doorboring te minimaliseren. Hecht de huid rond de basis van de katheter. Het aantal hechtingen is afhankelijk van de grootte van de incisie.Gewoonlijk zijn drie tot vier hechtingen voldoende. Controleer of er nog steeds bloed uit de katheter kan worden getrokken. Spoel tot slot de katheter door met de gehepariniseerde oplossing om infecties en de vorming van bloedstolsels te voorkomen.Maak de slang los die aan de canule van de katheter is verbonden. Verwijder vervolgens de zoutoplossingsslang en vervang deze snel door de slang van de spuit met de geheparineerde T Carin-oplossing. Spoel de katheter door met 0,03 tot 0,05 ccs van de oplossing.Maak opnieuw de slang los die aan de canule is verbonden. Pak de katheterdop vast met de pincet en verwijder in één vloeiende beweging de slang van de canule en vervang deze door de katheterdop. Deze stap moet snel worden uitgevoerd om te voorkomen dat er bloed naar boven komt.Draai de witte katheterkap vast en zorg ervoor dat de kap stevig zit zonder de punt van de canule te doorprikken. Dien bij de muis subcutane injecties van een analgeticum en een antibioticum toe. Injecteer het analgeticum ketoprofen aan één zijde in een dosis van 5 mg/kg en het antibioticum amikacine aan de andere zijde in een dosis van 10 mg/kg.Laat de muis na het beëindigen van de anesthesie herstellen in een schone kooi met gemakkelijke toegang tot voedsel en water. Betrouwbare gegevens over intraveneuze zelftoediening kunnen worden verkregen door de technieken te volgen die in deze video worden gepresenteerd. Het is echter belangrijk om de doorgankelijkheid van de katheter te behouden.Dit wordt bereikt door zorgvuldige plaatsing van de katheter in het rechteratrium, dagelijks spoelen van de katheter voor en na de operatiesessies, en door ervoor te zorgen dat de kathetercanule constant is afgedekt om het binnendringen van vuil te voorkomen.

methods-for-intravenous-self-administration-in-a-mouse-model

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

Grondige preklinische testen van geneesmiddelen die handelen in het centrale zenuwstelsel gaat vaak gepaard met het beoordelen en vergelijken van drugs biodistributie in associatie met specifieke routes van toediening. Hier zijn drie veel gebruikte methoden van systemische toediening (intraveneus, intraperitoneaal, en mondeling) en een methode voor lokale levering (convectie-enhanced levering) aangetoond in muizen.

Systemische en lokale Drug Delivery voor de behandeling van ziekten van het centrale zenuwstelsel in knaagdiermodellen

Veilig werken en op humane wijze met onderzoek knaagdieren is een kerncompetentie in de afhandeling en terughoudendheid methoden. Dit artikel presenteert de basisprincipes nodig is om veilig te behandelen en effectief verbindingen toe te dienen aan muizen en ratten.

Handmatig Restraint en Common Compound Administratie Routes bij muizen en ratten

Dit artikel legt uit twee zeer verschillende methoden voor injectie: 1) in de hersenen (intracerebroventriculaire) en 2) systemische (intraveneus) op de therapeutische middelen te introduceren in het centrale zenuwstelsel van neonatale muizen.

Levering van therapeutische middelen door intracerebroventriculaire (ICV) en intraveneuze (IV) injectie in Muizen

In this video, we describe a method for implanting a catheter into the jugular vein of a mouse model through which experimental agents such as drugs and tracer dyes can be delivered intravenously in vivo. Such an arrangement when connected to other systems can also be used for monitoring hemodynamics and blood sampling.

Catheter Based Intravenous Injection of Experimental Agents: A Technique for Delivering Experimental Agents Intravenously Through Jugular Vein in Mouse Model

Source: Kanazawa, T., et al. Novel Methods for Intranasal Administration Under Inhalation Anesthesia to Evaluate Nose-to-Brain Drug Delivery. J. Vis. Exp. (2018)This video demonstrates the intranasal administration of radiolabeled drugs in an anesthetized mouse to achieve nose-to-brain drug delivery. It explains how drugs cross the nasal epithelium and travel via neuronal pathways to reach the brain, as well as how ciliary motion influences drug retention and clearance. Additionally, the video...

Intranasal Drug Administration in Mice via Pipette and Reverse-Cannulation for Nose-to-Brain Drug Delivery

Diermodellen van pediatrische ziekte vroeg begin en agressieve ziekteprogressie ervaren. Klinisch relevante afgifte van therapie aan jonge muismodellen kan zijn technisch moeilijk. Dit protocol beschrijft een niet-invasieve werkwijze voor intraveneuze injectie pasgeboren muizen binnen de eerste twee dagen postnatale leven.

Intraveneuze injecties in pasgeboren muizen

Dit protocol biedt een stapsgewijze procedure voor het uitvoeren van meervoudige intraveneuze toediening van bolusdoses en invasieve hemodynamische monitoring bij muizen. Onderzoekers kunnen dit protocol gebruiken voor toekomstige screening van therapeutische verbindingen voor hypertensie van de longslagader.

Meervoudige intraveneuze bolusdosering en invasieve hemodynamische beoordeling in een door hypoxie geïnduceerd model voor hypertensie van de longslagader van muizen

Het huidige protocol beschrijft een interventionele radiologieprocedure die is vastgesteld voor intrathymische injectie bij muizen om het risico van open chirurgie te vermijden en de nauwkeurigheid van blinde percutane injecties te verbeteren.

Een minimaal invasieve, nauwkeurige en efficiënte techniek voor intrathymische injectie bij muizen

Hier wordt een eenvoudige en snelle aanpak beschreven voor het uitvoeren van intracerebroventriculaire injecties bij muizen met behulp van een benadering uit de vrije hand (dat wil zeggen zonder stereotaxisch apparaat).

Intracerebroventriculaire injecties uit de vrije hand bij muizen

Drug zelftoediening en ultrasone vocalisaties (USV) worden gebruikt als gedragsmatige evaluaties in dierproeven, maar zelden in combinatie. Het doel van dit artikel is het beschrijven van de voordelen van het opnemen van USVs tijdens de drug zelf de administratieve procedures om affectieve reacties beoordelen drugservaring.

Beoordeling van Ultrasone Spreken Tijdens Drug Zelf-toediening bij ratten

Leer de intraveneuze zelftoedieningsmethode voor gedragsfarmacologie bij muizen. Dit artikel toont chirurgische technieken voor katheterimplantatie in de vena jugularis en het behoud van katheterpatentie.

Methoden voor intraveneuze toediening Zelf in een muismodel

Meer video's verkennen