Methoden voor intraveneuze toediening Zelf in een muismodel
8 december 2012
De intraveneuze zelftoediening (IVSA) paradigma wordt beschouwd als de gouden standaard bij de behandeling van de versterkende eigenschappen van drugs bij knaagdieren zijn. Dit manuscript beschrijft de experimentele procedures en chirurgische technieken die nodig zijn om betrouwbare IVSA gegevens te verkrijgen. Met name zorgvuldige catheter implantatie en onderhoud gemarkeerd.
Hallo, mijn naam is Elizabeth Kotick en ik ben hier vanuit het lab van Dr. Katherine Gill bij de verslavingseenheid van het McGill University Health Center. Vandaag ga ik je laten zien hoe je een katheterisatieoperatie uitvoert die nodig is voor intraveneuze zelftoedieningsstudies. Ik laat je zien hoe je de katheter inbrengt en ook enkele tips voor het handhaven van de katheterdoorlaatbaarheid.
Tijdens nicotine-intraveneuze zelftoedieningssessies worden de dieren aangesloten op Tai via plastic slangen en nicotine-infusies worden afgegeven door de aangesloten infusiepompen. Operante boxen werden gekocht bij med associates. Elke box is uitgerust met twee ultragevoelige muisbedieningselementen.
Er zijn een paar artikelen die voorafgaand aan de operatie moeten worden voorbereid om de katheter in de ader in te brengen. Een 20 gauge naald moet worden aangepast om de slang door de ader te kunnen schuiven. Scheer ongeveer twee centimeter van het bovenste gedeelte van de naaldschacht af en maak een kanaal dat wordt gebruikt om de katheterslang in de ader te leiden.
Bereid vervolgens de spuiten voor het spoelen en controleren van de katheter. Twaalf centimeter slang wordt aan het ene uiteinde bevestigd aan de 26 gauge naald van de spuit, terwijl het andere uiteinde over een 23 gauge naald wordt uitgerekt. Om de slang gemakkelijker aan de kathetercannula te bevestigen, heb je twee spuiten nodig zoals deze gevuld met de heparine T-carcin-oplossing, de andere met zoutoplossing.
Bereid ten slotte de kathetercannula-dop voor. De kathetercannula moet worden afgedekt om te voorkomen dat vuil binnendringt. Deze doppen worden gemaakt door plastic slangen over 23 gauge naalden te strekken.
De slang wordt een centimeter vanaf het naaldpunt afgesneden en het open uiteinde wordt gesmolten Om de slang af te sluiten, wordt zoutoplossing door de naald geduwd om ervoor te zorgen dat er geen lekken in de doppen zitten. Muiskatheters werden verkregen bij Cam Cs in het Verenigd Koninkrijk. Snijd het overtollige slang uit de katheter zodat er 1,2 centimeter overblijft vanaf het uiteinde van de katheterbol.
Bevestig vervolgens de spuit met zoutoplossing aan de buitenste metalen cannule van de katheter en spoel af om op lekken te controleren. Mis worden verdoofd met isoflurinegas gemengd met zuurstof en worden gedurende de operatie onder narcose gehouden. Met behulp van een ademhalingsbuis worden de niveaus van zowel zuurstof als isoflurine ingesteld op basis van het lichaamsgewicht van het dier en worden tijdens de operatie aangepast, zorg ervoor dat het dier goed verdoofd is door met uw pincet in de achterpoten te knijpen en bewaak de muis tijdens de operatie op ademhalingsproblemen en de diepte van de narcose.
Aangezien een operatie tussen de 20 en 30 minuten duurt, breng een oogsmeer aan op beide ogen. De muis wordt voorafgaand aan de operatie geschoren. Bereid een ruimte voor voor de katheterbasis op de rug van het dier.
Trek voorzichtig de huid op de rug van het dier omhoog en maak een kleine longitudinale incisie van ongeveer twee centimeter lengte in het midden van de schouderbladen. Begin halverwege de rug en verleng tot net onder de nek. Trek bindweefsel uit elkaar om ruimte te maken voor de katheterbasis en breng zoutoplossing aan op de incisie.
Trek voorzichtig de huid aan beide kanten van de incisie samen en draai het dier om. De rechter tegulaireven zal zich oppervlakkig onder de huid van de nek bevinden en kan worden blootgelegd door een S-shallow incisie te maken. Maak een diagonale snede van ongeveer een tot twee centimeter lang, uitgaande van rond de rechter sleutelbeen, omhoog richting de kaak van het dier.
De slang vanaf de basis van de katheter moet door de ventrale incisie in de nek worden geleid om toegankelijk te zijn voor inbrenging in de ader. Leid de pincet onder de huid van de schouders en breek door het bindweefsel. Om de rugincisie te bereiken, trek de slang door de huid naar de ventrale opening rond de nek van het dier.
Grijp het uiteinde van de slang met arterieklemmen en laat het geklemd aan de rechterkant van het dier. Breng zoutoplossing aan op de incisie, isoleer de rechterhalsader. Verplaats voorzichtig eventueel bindweefsel en vetweefsel dat uw zicht kan belemmeren en lokaliseer de ader.
Til voorzichtig de ader rond de bovenkant op en gebruik de gebogen pincet om vetweefsel en bindweefsel rond en onder de ader te verbreken. Plaats de gebogen pincet onder de ader en open ze met uw vrije hand. Plaats een steriele plastic staaf onder de ader.
Zodra de ader is opgetild, verwijder net genoeg vet om u een duidelijk onbelemmerd zicht op de ader te geven. Druppel periodiek zoutoplossing op de blootgestelde ader om deze nat te houden. Maak naaldknobbels rond de ader om de katheterslang op zijn plaats te kunnen bevestigen zodra deze in de halsader is ingebracht.
Naalden onder de ader aan beide uiteinden en maak een enkele zeer losse open knoop aan elk uiteinde. Draad de katheterslang door de bovenste knoop en lus deze over het draaddraad tot de rest over de rechterschouder. Duw zoutoplossing door de katheter om de slang te wegen om de katheterslang in de halsader te brengen.
De aangepaste 20 gauge naald wordt gebruikt om de ader te doorboren, maak zowel de ader als de inbrengnaald nat met zoutoplossing om wrijving tijdens de inbrenging te verminderen, trek voorzichtig terug aan de plastic staaf en breng de naald dichter bij het onderste deel van de ader. Net genoeg zodat een halve centimeter van de naald erin zit. Schuif de katheterslang langs de naald en de ader in.
Er mag geen weerstand zijn. Weerstand zou aangeven dat u zich in bindweefsel bevindt. Om er zeker van te zijn dat u zich in de ader bevindt, probeer de katheterspuit terug te trekken om te zien of u bloed kunt aftrekken.
Zodra de slang op zijn plaats is, verwijder de naald en duw de katheterbol naar het inbrengpunt. Bind de onderste knoop en zorg ervoor dat de katheter
Overzicht
Dit artikel beschrijft het paradigma van intraveneuze zelftoediening (IVSA), een standaardmethode voor het bestuderen van geneesmiddelversterking bij knaagdieren. Het legt de nadruk op de chirurgische technieken en procedures die nodig zijn om betrouwbare IVSA-gegevens te verkrijgen, met name met focus op katheterimplantatie en -onderhoud.
Belangrijke studiecomponenten
Wetenschapsgebied
- Neurowetenschap
- Gedragsfarmacologie
- Knaagdiermodellen
Achtergrond
- IVSA is een veel gebruikte methode om de versterkende eigenschappen van geneesmiddelen te beoordelen.
- Betrouwbare gegevensverzameling is cruciaal voor het begrijpen van verslavingsmechanismen.
- Juiste chirurgische technieken zijn essentieel voor succesvolle katheterimplantatie.
- Onderhoud van katheterdoorlaatbaarheid is cruciaal voor experimentele integriteit.
Doel van het onderzoek
- Om de procedures voor katheterisatiechirurgie bij knaagdieren te beschrijven.
- Om tips te geven voor het behoud van katheterfunctionaliteit tijdens experimenten.
- Om de betrouwbaarheid van IVSA-gegevensverzameling te verbeteren.
Gebruikte methoden
- Voorbereiding van chirurgische gereedschappen en materialen voor katheterinbrenging.
- Gegevens stappen voor katheterimplantatie in de jugulaire ader.
- Bewaking van anesthesie en chirurgische omstandigheden tijdens de procedure.
- Technieken voor het waarborgen van katheterdoorlaatbaarheid en het voorkomen van obstructies.
Belangrijkste resultaten
- Er werden succesvolle katheterimplantatietechnieken aangetoond.
- Richtlijnen voor het behoud van katheterdoorlaatbaarheid werden geschetst.
- Gegevens chirurgische stappen werden verstrekt om reproduceerbaarheid te waarborgen.
- Er werd nadruk gelegd op het bewaken van het welzijn van dieren tijdens de procedure.
Conclusies
- Juiste chirurgische technieken zijn essentieel voor betrouwbare IVSA-onderzoeken.
- Het behoud van katheterfunctionaliteit is essentieel voor gegevensintegriteit.
- Deze studie dient als een uitgebreide gids voor onderzoekers op dit gebied.
Veelgestelde vragen
Executive Industry Relevance
Intravenous self-administration (IVSA) in mouse models provides a critical preclinical platform for evaluating the reinforcing properties of compounds, enabling target validation in addiction and neuropsychiatric drug discovery. By allowing animals to self-administer test substances, this method reduces experimenter bias and yields quantitative data on drug intake patterns, supporting mechanistic de-risking and predictive confidence in early-stage target assessment. The approach facilitates translational continuity from target engagement to behavioral output, informing go/no-go decisions in portfolio prioritization for CNS therapeutics.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Enables interrogation of therapeutic hypotheses by measuring voluntary drug intake as a functional readout of target engagement in reward pathways.
- Operational Value: Supports biological de-risking through direct assessment of compound reinforcement, clarifying target liability and abuse potential early in discovery.
- Predictive Value: Generates quantitative dependent variable measurements (e.g., infusion frequency, intake patterns) that aid in predictive confidence and portfolio triage for CNS-targeted molecules.
Screening & Assay Development
- Assay Readiness: Prepares validated biological systems for downstream compound evaluation by establishing reliable catheter-based drug delivery and stable baseline responding.
- Reproducibility: Emphasizes standardized surgical techniques and catheter maintenance protocols to ensure consistent quantitative outputs across experiments and laboratories.
- Platform Utility: Enables reliable compound screening through precise measurement of drug consumption timing and quantity, supporting assay scalability and reuse in reinforcement testing.
Translational & Preclinical Research
- Disease Relevance: Models human drug self-administration behavior, providing a disease-relevant system for studying addiction mechanisms and evaluating therapeutic interventions.
- Translational Continuity: Bridges discovery and preclinical work by offering a consistent behavioral assay that can be used across target validation and lead optimization stages.
- Risk-Adjusted Advancement: Informs preclinical go/no-go decisions by identifying compounds with undesirable reinforcement profiles, reducing late-stage attrition due to abuse liability.
Pipeline & Workflow Integration
IVSA integrates into the discovery continuum from target validation through lead identification to preclinical assessment, serving as a functional assay for reinforcement liability that complements in vitro and in vivo pharmacokinetic profiling.
- Discovery Biology: Supports hypothesis testing and pathway clarification by linking molecular targets to motivated behavior through self-administration outcomes.
- Screening: Delivers assay readiness and quantitative outputs (e.g., infusion rate, breakpoint under progressive ratio) that enable reliable comparison of test compounds against controls.
- Analytics: Provides statistical analysis capabilities for comparing conditions, such as intake over time or response patterns, essential for evaluating compound effects and variability.
- Translational Research: Connects to preclinical continuity by maintaining a consistent behavioral readout that aligns with clinical endpoints related to drug use and relapse.
- Enterprise Reuse: Functions as a reusable platform across multiple projects and compound series, reinforcing standardization and cross-study comparability in addiction research.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Enhances predictive confidence in target validation by reducing mechanistic ambiguity through direct behavioral measurement of reinforcement.
- Operational Value: Promotes standardization and reproducibility via detailed surgical and catheter maintenance procedures, minimizing technical variability.
- Strategic Value: Improves go/no-go decision-making by identifying abuse liability early, increasing capital efficiency and reducing late-stage biological risk in CNS programs.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted prioritization by flagging compounds with high reinforcement potential, supporting informed advancement decisions.
Implementation Considerations
- Requires expertise in rodent surgery, catheterization techniques, and anesthetic monitoring to ensure animal welfare and procedural success.
- Depends on specialized instrumentation including infusion pumps, operant chambers with ultrasensitive levers, and sterile surgical tools for consistent catheter placement.
- Necessitates cross-team standardization of catheter flushing, capping, and maintenance protocols to prevent occlusion and ensure data integrity across studies.
- Involves adaptation considerations for different mouse strains, catheter types, and drug formulations, with attention to venous access and catheter patency over time.
- Includes practical limitations such as catheter-related complications (e.g., infection, thrombosis) that require vigilant monitoring and may affect longitudinal data collection.
