Het gebruik van Cystometry in kleine knaagdieren: Een studie van de blaas Chemosensation
August 21st, 2012
Cystometry is een efficiënte techniek om de blaas functie van kleine dieren te meten In vivo. De blaas wordt continu toegediend met een snelheid gecontroleerd door middel van een intravesicale catheter, terwijl de plasbuis wordt vrij gelaten voor mictie. Dit zorgt voor repetitieve vullen en ledigen van de blaas, terwijl intravesicale druk en uitgescheiden volume opgenomen.
Het doel van deze procedure is om de invloed van chemische verbindingen op de opslag en de ledigingsfuncties van de blaas te bepalen. Dit wordt bereikt door eerst een katheter in de blaas te implanteren. Na een korte herstelperiode wordt via de katheter gedurende 30 minuten een controleoplossing geïnfundeerd.
Terwijl de intravesicale druk en het geleegd volume gedurende nog eens 30 minuten worden geregistreerd, wordt het dier geïnfundeerd met een verbinding van belang. Uiteindelijk kunnen de resultaten laten zien hoe irriterende chemicaliën ook het ledigingspatroon door middel van de analyse van de ledigingsfrequentie. Het belangrijkste voordeel van deze techniek boven bestaande methoden, zoals het registreren van de contractiliteit van de geïsoleerde blaas, is dat de functie van dit orgaan in meer fysiologische omstandigheden kan worden bestudeerd.
Bijvoorbeeld, de regulerende acties van het centrale zenuwstelsel worden behouden. Visuele demonstratie van deze methode is cruciaal, aangezien de chirurgische stappen moeilijk te leren zijn omdat er een aantal technische details en manoeuvres zijn die moeten worden waargenomen om het succes van het experiment te garanderen. Om de buis die u in de blaas wilt implanteren eerst voor te bereiden, snijdt u een PE 50 buis op de gewenste lengte en plaatst u een klein wit stukje 18 gauge katheter over de hoofdkatheter.
Maak vervolgens een kleine manchet aan het uiteinde door een uiteinde van de buis te vlammen en spoel het af met zoutoplossing om eventuele lucht te verwijderen. Induceer nu anesthesie bij een vrouwelijke rat van 10 tot 12 weken oud met isofluorine. Na het induceren van anesthesie, stelt u het onderhoudsniveau van isofluorine in.
Plaats het dier op zijn rug en plaats een kleine anesthesiemasker gemaakt van een 10 cc spuit. Na het scheren van de buik en het desinfecteren van de dermis gaat u verder met de operatie. De volgende operatie wordt op dezelfde manier uitgevoerd op zowel ratten als muizen.
Begin met het uitvoeren van een lagere midline laparotomie om de blaas bloot te leggen. Hierna begint het meest cruciale deel van de operatie. Plaats onder een chirurgisch microscoop een purse string-naad in de blaashoogte met behulp van niet-absorbeerbare monofilament zes nul naad.
Voer vervolgens met behulp van een naald een kleine cystostomie uit in de purse string. Voer de cuffed PE 50 katheter door deze opening in. Dunnere katheterbuizen zoals PE 10 kunnen een hogere en meer variabele weerstand hebben, dus worden ze niet aanbevolen.
Bevestig de purse string rond de buis met een chirurgische knoop. Trek vervolgens voorzichtig de katheter naar buiten totdat de cuffed tip direct onder de naad zit. Het stukje 18 gauge katheter wordt naar de naad geduwd om lekkage te voorkomen.
Controleer op lekkages tussen de katheter en de blaas. Met een zachte infusie van zoutoplossing. Draai eventuele lekkages vast met extra naden.
Sluit nu de buikspieren met behulp van monofilamentdraden, laat een doorgang over voor de katheter in het bovenste deel van de incisie. Leidt de katheter in de interscapulaire regio door middel van een holle metalen staaf, waardoor wordt voorkomen dat de dieren in de buis bijten. Na de operatie moet de metalen staaf onder de huid en boven de buik- en rugspieren worden geplaatst.
Duwt de staaf door het dier subcutaan naar de interscapulaire regio. Voltooi de operatie door de buikspieren en de huid te sluiten met niet-absorbeerbare monofilamentdraden. Het is nu erg belangrijk om de doorlaatbaarheid en stabiliteit van de geïmplanteerde katheter te controleren door deze met zoutoplossing te spoelen.
De infuusoplossing moet de blaas verlaten, de urethra ontsteken. Na het subcutaan toedienen van pijnstillers, sluit u het uitwendige uiteinde van de katheter met een plastic folie en verankert u de katheter aan de huid van de onderrug van de rat. Laat het dier tenslotte 30 minuten herstellen.
Voordat u begint met de cytometrie, zorg ervoor dat de instrumenten goed zijn gekalibreerd. Plaats de rat in een metabolische kooi boven een vat met olie dat op een digitale weegschaal rust. De volgende stap is om de geïmplanteerde katheter via een lure stub aan te sluiten op een driewegs kraan.
De kraan moet worden aangesloten op de druktransducer en een infusiepomp. De druktransducer is verder verbonden via een versterker met het data-acquisitiesysteem, en een computer die gebruik maakt van openbaar beschikbare software, begint de controlemetingen door de infusiepomp te starten om zoutoplossing in de blaas te instilleren. Gedurende een periode van 30 minuten wordt de metabolische kooi boven een digitale weegschaal gesuspendeerd, die wordt gebruikt om het geleegd volume van de rat te schatten.
De intravesicale druk wordt geregistreerd terwijl de blaas zich vult en leegt. In de volgende stap kunnen geneesmiddelen systemisch of intravesicaal worden toegediend gedurende nog eens 30 minuten gegevensverzameling. Wanneer het experiment is voltooid, moet het dier worden geofferd.
Een typische drukcurve van een rat laat zien dat tijdens vloeistofinfusie er een langzame drukopbouw in de blaas is totdat een bepaalde drempel wordt bereikt. Vervolgens zal de blaas samentrekken en de urinesfincter zal openen, waardoor de doorgang van de geïnstilleerde oplossing door de urethra mogelijk wordt. De blaas wordt dus geleegd.
De samentrekking stopt en de druk zal weer dalen tot het basale niveau. Gegevens verzameld van een muis hebben allemaal dezelfde kenmerken. Cytometrie werd gebruikt om de moleculaire doelen van mosterdolie of mo MO is een zeer reactieve verbinding die lang is gebruikt in experimentele modellen van ontsteking en hyperalgesie van viscerale organen zoals de urineblaas.
Zoals verwacht, induceerde een intravesicale infusie van 10 millimolar MO een sterke afname van het contractiele interval bij wilde muizen. Merkwaardig genoeg hadden muizen die het MO-receptor T RPA A een hadden een resultaat vergelijkbaar met wilde typen onder dezelfde omstandigheden. In tegenstelling, veroorzaakte MO een veel zwakkere verandering in systemetische parameters bij een TRP V een knockout-muis dan bij een wilde type muis. Dubbele knockouts van z
View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos
Overzicht
Cystometrie is een techniek die wordt gebruikt om blaasfunctie bij kleine dieren in vivo te beoordelen door de intravesicale druk en het uitgescheiden volume te meten. Deze methode maakt de studie van blaasvulling en ontlasting mogelijk onder fysiologische omstandigheden.
Belangrijke studieonderdelen
Wetenschapsgebied
- Neurowetenschap
- Urologie
- Fysiologie
Achtergrond
- Cystometrie omvat de continue infusie van een oplossing in de blaas.
- De urethra wordt vrij gelaten voor mictie tijdens de procedure.
- Deze techniek biedt inzichten in de blaasfunctie in vergelijking met studies van geïsoleerde organen.
- Het maakt de beoordeling van de effecten van chemische verbindingen op het blaasgedrag mogelijk.
Doel van de studie
- Om de invloed van chemische verbindingen op de opslag- en ledigingsfuncties van de blaas te bepalen.
- Om te analyseren hoe irriterende chemicaliën het ledigingspatroon beïnvloeden.
- Om een meer fysiologische begrip van de blaasfunctie te bieden.
Gebruikte methoden
- Implantatie van een katheter in de blaas.
- Infusie van een controleoplossing gedurende 30 minuten.
- Opname van intravesicale druk en uitgescheiden volume.
- Infusie van een verbinding van belang voor analyse.
Belangrijkste resultaten
- Resultaten geven veranderingen in de ledigingsfrequentie aan als gevolg van irriterende chemicaliën.
- De techniek maakt herhaalde metingen van de blaasfunctie mogelijk.
- Gegevens kunnen fysiologische reacties op verschillende verbindingen onthullen.
- Bevindingen dragen bij aan het begrip van blaasgezondheid en ziekte.
Conclusies
- Cystometrie is een waardevol hulpmiddel voor het bestuderen van blaasfunctie in vivo.
- De methode verbetert het begrip van blaasreacties op chemicaliën.
- Het biedt voordelen ten opzichte van traditionele geïsoleerde blaascontractiliteitsstudies.
Veelgestelde vragen
Executive Industry Relevance
Cystometry in small rodents enables mechanistic de-risking of bladder chemosensation pathways by quantifying intravesical pressure and voided volume under controlled perfusion. This approach supports target validation in preclinical models by linking chemical stimuli to functional voiding outputs, improving predictive confidence for neurogenic bladder and overactive bladder indications. The technique bridges discovery biology with translational relevance by preserving autonomic regulation absent in isolated tissue assays.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Interrogates therapeutic hypotheses regarding TRPV1 and TRPA1 receptor roles in chemo- and mechano-sensory bladder pathways.
- Operational Value: Enables functional target validation through dose-dependent changes in voiding frequency and contractile intervals.
- Predictive Value: Supports portfolio triage by identifying molecular drivers of visceral irritation and bladder overactivity phenotypes.
Screening & Assay Development
- Assay Readiness: Prepares validated biological systems for compound screening by establishing baseline pressure-volume relationships.
- Quantitative Outputs: Provides reproducible measurements of voided volume and intravesical pressure thresholds for hit confirmation.
- Screening Scalability: Supports platform reuse across chemosensory compound libraries via standardized cystometric staging.
Translational & Preclinical Research
- Disease Relevance: Models bladder pathophysiology in preclinical settings despite limited direct translational value due to species differences in micturition control.
- Mechanistic De-risking: Clarifies pathway contributions of novel molecular players like TRPV1 in mustard oil-induced visceral hypersensitivity.
- Risk-Adjusted Advancement: Informs go/no-go decisions by linking target engagement to functional bladder outputs in vivo.
Pipeline & Workflow Integration
Cystometry integrates into the discovery continuum from target hypothesis testing through lead identification to preclinical validation by providing physiological readouts of bladder storage and voiding functions.
- Discovery Biology: Supports hypothesis testing of chemosensory mechanisms via controlled chemical infusion and pressure-volume tracking.
- Screening: Delivers assay readiness through standardized, reproducible quantification of voiding patterns under compound challenge.
- Analytics: Enables comparative analysis of voiding frequency and contractile intervals as quantitative endpoints for compound effects.
- Translational Research: Connects to preclinical continuity by modeling bladder pharmacology in disease-relevant systems despite species limitations.
- Enterprise Reuse: Functions as a reusable capability for evaluating bladder-active compounds across multiple therapeutic programs.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Reduces mechanistic ambiguity in bladder chemosensation by linking receptor activity to functional voiding outputs.
- Operational Value: Ensures standardization and reproducibility through calibrated pressure transduction and volume measurement.
- Strategic Value: Improves go/no-go decisions by providing in vivo functional data that de-risks target selection for bladder indications.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted prioritization of compounds based on effects on voiding dynamics and bladder sensitivity.
Implementation Considerations
- Requires expertise in rodent surgery, catheter implantation, and postoperative care to ensure catheter stability and prevent leakage.
- Dependent on pressure transducers, infusion pumps, data acquisition systems, and metabolic cages for voided volume quantification.
- Necessitates cross-team standardization of perfusion rates, compound dosing, and pressure threshold definitions across sites.
- Involves adaptation considerations when translating protocols between mice and rats due to anatomical and physiological differences.
- Limited by the invasive nature of surgery and postoperative recovery requirements, which constrain throughput and animal welfare compliance.
