Name: De polyvinylalcohol Sponge Model Implantatie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-04-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 23 s
Description: Leer de polyvinylalcohol sponsimplantatiemethode om wondgenezing in muizen te modelleren. Deze techniek maakt gecontroleerde behandelingsinjecties en kwantitatieve analyses mogelijk voor biomedisch onderzoek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Financiering verstrekt door National Institutes of Health (NIH) subsidie ​​R01-HL088424; Veterans Affairs Merit Award voor PPY.

1. Sponge Voorbereiding <ol><li> Hydraat sponzen door overnacht roeren in 0,9% (w / v) waterige natriumchlorideoplossing. </li><li> Steriliseer gehydrateerd sponzen in autoclaaf hen. Voor 75 ml autoclaaf gedurende 25 minuten bij 121 ° C. </li></ol> Opmerking: laden sponzen een behandeling zoals hierna beschreven is optioneel. <ol start="3"><li> In een steriele kap met steriele instrumenten, pak een spons uit de oplossing met behulp van een pincet. Druk de spons de pincet met een stofzuiger tip zoveel oplossing te verwijderen mogelijk uit de spons. Plaats de uitgewrongen spons in een weefselkweek schotel, en voorzichtig om ruimte te laten tussen de sponzen. Meerdere putjes kan worden gebruikt om verschillende behandelingen scheiden. </li><li> Pipetteer de behandelingsoplossing direct op het midden van een spons. Druk zachtjes op de spons met de pipetpunt nadat de oplossing is op de spons, dit helpt de spons absorberen de oplossing. Opmerking: De 6mmdiameter van 2,75 mm dik sponzen we gebruiken kunnen maximaal 25 pi te houden. </li><li> Zodra alle sponzen geladen, kan de plaat zijn in opgeslagen op ijs tot zij geïmplanteerd in de muis. </li></ol> 2. Chirurgische procedure <ol><li> Adequaat verdoven van dieren en het beheer van pre-emptive analgeticum. De gehele procedure duurt ongeveer 20 minuten per dier. Voor een 30 g muis 1,5 liter per minuut zuurstof met 1,5% isofluraan wordt gebruikt voor het opwekken en onderhouden van anesthesie. Bij het dier is niet meer reageren op de pinch reflex test, plaats in de neus in rugligging. Gebruik een elektrisch scheerapparaat in een 1 inch scheren met 1 inch gebied op de onderste ventrale zijde onder de ribbenkast. Schoonmaken van de snede haar. </li><li> Steriliseer het geschoren gebied door het schoonmaken met betadine, gevolgd door 70% alcohol. Herhaal deze betadine-alcohol reiniging drie keer. </li><li> Houd de huid geleerd, gebruik dan de scalpel om een ​​verticale insnijding te maken 1,5-2 maal de diameter van de sponzen in te voegen, die voorzichtig niet om dwars door de lichaamsholte. </li><li> Gebruik pincet de rand van de huid bezit en langzaam te beginnen scheiden de huid van de spier aan weerszijden van de insnijding met Metzembaum schaar. De zak moet gaan over de breedte van de muis en van de ribbenkast aan de achterpoten. </li><li> Gebruik een pincet op te halen de eerste spons te worden geplaatst in het dier door te knijpen, vanaf de zijkanten. Breng de spons een rechte pincet zodat deze plaats van de boven-en onderkant. </li><li> Pincet de rand van de huid bezit en zodanig optillen de spons kan worden. Langzaam steek de spons uit te kijken voor het aanraken van de huid of de spier onder de spons zal moeilijk zijn om te bewegen als het eenmaal heeft geraakt weefsel. Herhaal dit voor alle sponzen. </li><li> Nadat alle sponsen zijn geplaatst, twee of drie hechtingen plaats van de snede te sluiten. Gebruik van een pincet bij elkaar te houden aan weerszijden van de insnijding en Sutu rijgenopnieuw door beide lagen van de huid. Draai de eerste worp net genoeg om de huid randen te sluiten. Maak de platte knoop met een meer afstand van de andere kant, deze keer trekken de knoop strak. Dan bind twee vierkante knopen van de hechting (figuur 2) af te maken. Plaats extra hechtingen om de hele incisie te sluiten. Andere wond hechten methoden worden gebruikt, zoals dermabond, wond clips, of nietjes. </li><li> Verwijder dier uit de anesthesie-systeem en controleren terwijl het bewustzijn wordt hervat. Animal moet snel beginnen ambulating en terug te keren naar pre-op mobiliteit. Zorg ervoor dat zij in staat zijn voldoende voedsel en water te bereiken. Sommige bevochtigd voedsel kunnen worden geplaatst in de bodem van de kooi te helpen bij herstel. Blijf dagelijks te controleren dier voor tekenen van angst of ongemak, en controleer de incisie site voor infectie, ontsteking en openspringen. Neemt passende maatregelen als eventuele complicaties naar herstel gevonden. </li></ol> 3. Optioneel Injectie <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; Let op: Als de sponzen zijn geïmplanteerd in het dier ze kunnen worden ingespoten met een oplossing van cellen, drugs, groeifactoren, enz. Dit maakt voor de analyse van de effecten van de geïnjecteerde stof tijdens gevarieerde levertijden en administratie regimes. Als injecties worden gedaan een controle moet altijd worden gebruikt. <ol><li> Om de spons injecteren met een gewenste oplossing, eerst de hoeveelheid stof te dienen de muis. De stof moet worden geconcentreerd, zodat de injectie is lager dan de helft van het totale volume van de spons kan bevatten. </li><li> Maak een spuit voor de injectie (voor muizen gebruiken we een 28 G naald). </li><li> Plaats het dier aan de injecties ontvangen onder narcose. </li><li> Wanneer de dieren niet meer reageert op de knijptest de injectie worden gegeven. </li><li> Om de injectie duw de naald in een hoek van 45 ° grondig de huid in het midden van de spons. Duw de naald in de spons alleen maar halverwegedoor de dikte. Het doel is om te injecteren in het exacte midden van de spons. </li><li> Om te controleren om er zeker van de naald in de spons, langzaam verticaal omhoog de naald. Als de naald in de spons, moet de spons omhoog te gaan met de naald. </li><li> Langzaam injecteren in de spons en verwijder de naald. Als er meerdere sponzen die injecties is het mogelijk dat sommige geïnjecteerde vloeistof worden geduwd van de voorgaande injectieplaatsen. </li></ol> 4. Spons verwijderen Let op: Tijdens de spons verwijderen, de spons te behandelen met extra voorzichtigheid. Vermijd het penetreren van de spons met de chirurgische instrumenten en het voorkomen van overmatig bloeden in de spons door het vermijden van de grote slagaders rond het omliggende weefsel. <ol><li> Nadat het dier is ingeslapen, verwijder dan de spons door die de huid met een pincet en het maken van een incisie te sluiten van de spons. </li><li> Haal voorzichtig de sponzen uit de omliggende capsule per<html> nd te voorkomen oogsten extra weefsel rond de spons. Voor assays zoals drug delivery of morfometrie, is minder nauwkeurigheid vereist voor excisie. </li></ol> 5. Representatieve resultaten Verwijderd sponzen kan worden opgeslagen onder verschillende voorwaarden afhankelijk van het type van analyse wordt uitgevoerd. Voor het snijden, kan de opgehaalde sponzen worden ingebed in een medium voor het invriezen, zoals Optimale Cutting Temperatuur (LGO) verbinding of geplaatst in 10% formaline voor het inbedden en snijden in paraffine blokken (figuur 3A en B). De beste resultaten voor het snijden worden verkregen wanneer de spons wordt gehalveerd over de diameter en ingebedde snijvlak omlaag (Figuur 4A en B). Delen van de spons worden genomen die gehele breedte van de spons aanwezig is. Figuur 3A toont twee sponzen werd de linker spons ingesloten / doorgesneden onjuist en rechts spons correct verwerkt. ent &quot;&gt; Voor analyse sponzen worden geplaatst in een Eppendorf buis en opgeslagen bij -20 ° C tot gereed voor verwerking RNA en kwantitatieve real time PCR analyse sponzen worden geplaatst in een Eppendorf buis flash ingevroren en bij. - 80 ° C. Daarnaast kan een RNA conserveermiddel, zoals RNAlater van QIAGEN worden gebruikt om de RNA veilige opslag stabiel bij hogere temperaturen. wondvocht worden opgehaald door knijpen sponzen via een buis, en bundelen van de vloeistof uit meerdere sponzen een representatief monster. Levende cellen zoals fibroblasten, macrofagen en lymfocyten, ook worden uit de spons. Na verwijdering van het dier, sponzen plaats in een geschikt medium voor het gewenste type van de cellen. sponzen worden verwerkt om de cellen vrij te maken door fysieke (dat wil zeggen hakken) of enzymatische (dat wil zeggen collagenase) methoden. <img alt="Figuur 1." src="/files/ftp_upload/3885/3885fig1.jpg" /> Figuur 1. UitdrogingTed PVA spons schijven in drie verschillende maten. <img alt="Figuur 2." src="/files/ftp_upload/3885/3885fig2.jpg" /> Figuur 2. Afbeelding van de muis wondgenezing model dat positie van de laterale wond en vier PVA sponzen. <img alt="Figuur 3." src="/files/ftp_upload/3885/3885fig3.jpg" /> Figuur 3. (A) H &amp; E kleuring op 4x en (B) trichroom vlekken op 10x de doorsnede in paraffine ingebedde sponzen. <img alt="Figuur 4." src="/files/ftp_upload/3885/3885fig4.jpg" /> Figuur 4. (A) Afbeelding van spons gesneden in de helft langs de diameter. (B) PVA spons half, ingebed gesneden kant naar beneden in oktober

<ol><li>Efron, D. T., Barbul, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subcutaneous+sponge+models%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Med%22%5BJournal%5D)">Subcutaneous sponge models.</a> Methods Mol. Med. 78, 83-93 (2003).</li>
<li>Gottrup, F., Agren, M. S., Karlsmark, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Models+for+use+in+wound+healing+research%3A+a+survey+focusing+on+in+vitro+and+in+vivo+adult+soft+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Wound+Repair%22%5BJournal%5D)">Models for use in wound healing research: a survey focusing on in vitro and in vivo adult soft tissue.</a> Wound Repair. 8, 83-96 (2000).</li>
<li>Sprugel, K. H., McPherson, J. M., Clowes, A. W., Ross, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+growth+factors+in+vivo.+I.+Cell+ingrowth+into+porous+subcutaneous+chambers%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Effects of growth factors in vivo. I. Cell ingrowth into porous subcutaneous chambers.</a> Am. J. Pathol. 129, 601-613 (1987).</li>
<li>Alaish, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+the+polyvinyl+alcohol+sponge+and+expanded+polytetrafluoroethylene+subcutaneous+implants+as+models+to+evaluate+wound+healing+potential+in+human+beings%5BTitle%5D)+AND+%22Wound+Repair%22%5BJournal%5D)">Comparison of the polyvinyl alcohol sponge and expanded polytetrafluoroethylene subcutaneous implants as models to evaluate wound healing potential in human beings.</a> Wound Repair. 3, 292-298 (1995).</li>
<li>Davidson, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+wound+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Arch.+Dermatol.+Res%22%5BJournal%5D)">Animal models for wound repair.</a> Arch. Dermatol. Res. 290, 1-11 (1998).</li>
<li>Alfaro, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((sFRP2+suppression+of+bone+morphogenic+protein+%28BMP%29+and+Wnt+signaling+mediates+mesenchymal+stem+cell+%28MSC%29+self-renewal+promoting+engraftment+and+myocardial+repair%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">sFRP2 suppression of bone morphogenic protein (BMP) and Wnt signaling mediates mesenchymal stem cell (MSC) self-renewal promoting engraftment and myocardial repair.</a> J. Biol. Chem. 285, 35645-35653 (2010).</li>
<li>Andrade, S. P., Ferreira, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+sponge+implant+model+of+angiogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">The sponge implant model of angiogenesis.</a> Methods Mol. Biol. 467, 295-304 (2009).</li>
<li>Diegelmann, R. F., Lindblad, W. J., Cohen, I. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+subcutaneous+implant+for+wound+healing+studies+in+humans%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">A subcutaneous implant for wound healing studies in humans.</a> J. Surg. Res. 40, 229-237 (1986).</li>
<li>Efron, D. T., Most, D., Shi, H. P., Tantry, U. S., Barbul, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+of+studying+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">A novel method of studying wound healing.</a> J. Surg. Res. 98, 16-20 (2001).</li>
<li>Lindblad, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Considerations+for+selecting+the+correct+animal+model+for+dermal+wound-healing+studies%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomater.+Sci.+Polym.+Ed%22%5BJournal%5D)">Considerations for selecting the correct animal model for dermal wound-healing studies.</a> J. Biomater. Sci. Polym. Ed. 19, 1087-1096 (2008).</li>
</ol>

Wij hebben niets te onthullen.

<p class="jove_content"&gt; De spons model van wondgenezing meerdere variaties en kan worden uitgevoerd bij verschillende species met inbegrip van mensen en sponzen ook dorsaal worden geïmplanteerd<sup&gt; 1,2,8</sup&gt;. Voor studies bij mensen en andere soorten kan sponzen moeten worden geplaatst in een poreuze siliconenslang de spons voorkomen dat ingekapseld en gemakkelijke verwijdering mogelijk<sup&gt; 4,8</sup&gt;. De ligging van de spons implantatie kan worden veranderd op gewenste resultaten vaardigheid van technicus. Dorsale implantatie kan zorgen dat de sponzen te bewegen onder de huid, terwijl de ventrale implantaten zijn moeilijker te wijten aan waarschijnlijkheid van het doorsnijden van de buikholte. De sponzen kunnen worden ingesteld met een katheter, zodat toediening van medicijnen is constant en gecontroleerd, waardoor de noodzaak voor meerdere injecties<sup&gt; 9</sup&gt;. Kleinere, buisvormige sponzen kan zelfs worden ingespoten via een naald<sup&gt; 8</sup&gt;. Spons samenstelling niet beperkt tot polyvinylalcohol. Zij kunnen worden bereid uit vele materialen eventueel in combinatie<sup&gt; 7</sup&gt;.</p&gt;<p class="jove_content"&gt; Het is cruciaal voor spons voorbereiding en plaatsing in het dier om consistent te zijn en goed worden begrepen. Als sponzen worden gesneden uit platen ze moeten van vergelijkbaar gewicht zijn voor de vergelijkbaarheid. Indien de spons wordt geladen met cellen of een behandeling moet de hoeveelheid Op elke spons precies. De genezingsproces kan variëren, afhankelijk van de locatie van de plaatsing van de spons in dier en genezing zal afnemen als de afstand van de kop verhoogt<sup&gt; 1,10</sup&gt;.</p

<table border="1"><tbody><tr><td> Materiaalnaam </td><td> Vennootschap </td><td> Catalogusnummer </td><td> Reacties </td></tr><tr><td> PVA Spons </td><td> Medtronic </td><td> CF120 </td><td> De grootte en de porositeit van de spons afhankelijk van experiment </td></tr><tr><td> Scalpel grootte 15 </td><td> BD Mediale </td><td> 371115 </td><td></td></tr><tr><td> Metzembaum schaar </td><td> Thermo Scientific </td><td> 79-211 </td><td></td></tr><tr><td> Hemostaat tang </td><td> Fine Science Tools </td><td> 13004-14 </td><td></td></tr><tr><td> Naaldhouder </td><td> Fine Science Tools </td><td> 12004-16 </td><td></td></tr><tr><td> 5-0 nylon hechtdraad </td><td> Ethilon </td><td> 698 </td><td></td></tr><tr><td> Oktober compound </td><td> Tissue-Tek </td><td> 4583 </td><td></td></tr></tbody></table>

de polyvinylalcohol sponge model implantatie

The Polyvinyl Alcohol Sponge Model Implantation

Wondgenezing is een ingewikkeld, complex proces waarbij veel soorten cellen, groeifactoren en verbindingen 1-3. Vanwege deze complexiteit, wondgenezing studies zijn meest uitgebreide wanneer die wordt uitgevoerd in vivo. Er zijn vele in vivo modellen beschikbaar voor acute wondheling, met inbegrip van incisie, excisional, dode ruimte te bestuderen, en brandwonden. Dode ruimte modellen kunstmatig poreuze implantaten die gebruikt worden om weefselvorming en de effecten van stoffen op de wond te bestuderen. Sommige van de gebruikte dode ruimte modellen zijn voorzien van polyvinyl alcohol (PVA) sponzen, staal gaas cilinders, uitgebreid polytetrafluorethyleen (ePTFE) materiaal, en de Cellstick 1,2. Elke dode ruimte model heeft zijn eigen beperkingen op basis van samenstelling van het materiaal en de implantatie methoden. De stalen gaas cilinder model heeft een lag-fase van infiltratie na implantatie en vereist een lange tijd voordat de vorming van granulatieweefsel Begins 1. Latere stadia van de wondgenezing kunnen het best worden geanalyseerd met behulp van de ePTFE model 1,4. De Cellstick een spons in een siliconenslang model die gewoonlijk wordt gebruikt voor het bestuderen menselijke operatie wonden wondvocht 2. De PVA spons is beperkt tot acute onderzoeken, omdat na verloop van tijd begint het te leiden tot een vreemd lichaam reactie die een reus cel reactie in het dier 5 veroorzaakt. In tegenstelling tot andere materialen, PVA sponzen zijn gemakkelijk te plaatsen en verwijderen, gemaakt van inert en niet-biologisch afbreekbare materialen en toch zijn zacht genoeg om coupes voor histologische analyse 2,5. In wond genezen van de PVA spons is zeer nuttig voor het analyseren van de vorming van granulatieweefsel, collageen, wondvocht samenstelling, en de effecten van stoffen op het genezingsproces 1,2,5. In aanvulling op het gebruik ervan in het bestuderen van een breed scala aan attributen van wondgenezing, heeft de PVA spons ook gebruikt in vele andere soorten studies. Het hzoals ook is gebruikt om tumor angiogenese, drug delivery en stamcellen te overleven en innesteling 1,2,6,7 te onderzoeken. Met zijn grote veranderlijkheid, voorafgaand intensief gebruik, en reproduceerbare resultaten, de PVA spons is een ideaal model voor vele studies 1,2. Hier beschrijven we de voorbereiding, de implantatie en het ophalen van PVA spons schijven (figuur 1) in een muismodel van de wondheling.

Een handig hulpmiddel om de effecten van drugs, groeifactoren, en / of gemanipuleerde cellen in een diermodel van wondheling te analyseren wordt beschreven. Deze techniek maakt gebruik van de eigenschappen van een polyvinyl alcohol (PVA) spons leveren en bevatten de gewenste behandeling en een platform worden uitgesneden en geanalyseerd voorzien.

De polyvinylalcohol Sponge Model Implantatie

Wondgenezing is een complex proces uit meerdere stappen waarbij veel celtypen, groeifactoren en verbindingen betrokken zijn1-3. Vanwege deze complexiteit is wondgenezing ...

Het algemene doel van deze procedure is het gebruik van een polyvinylalcohol-spons om wondgenezing bij muizen te modelleren. Dit wordt bereikt door de spons eerst te hydrateren en te laden voor implantatie. Vervolgens wordt de spons in een pocket tussen de buikspier en de huid van de muis geplaatst.Na implantatie kan elke spons vervolgens worden geïnjecteerd met een behandeling. De laatste stap is het verwijderen van de sponzen uit de muis. Uiteindelijk kunnen coupes worden gemaakt, kleuringen worden uitgevoerd en kwantitatieve assays worden gedaan om veranderingen en variaties in het wondgenezingsproces waar te nemen.Hoewel deze methode inzicht kan geven in wondgenezing, kan deze ook worden toegepast op andere onderzoeksgebieden, zoals tumorangiogenese, geneesmiddelentoediening en het overleven en innesten van geïmplanteerde cellen. Begin met het hydrateren van de sponzen door deze een nacht lang te roeren in een 0,9% waterige natriumchloride-oplossing. Autoclaveer vervolgens 75 milliliters van de gehydrateerde sponssuspensie gedurende 25 minuten bij 121 °C.Om de sponzen te steriliseren, plaatst u de autoclaaf-sponsoplossing in een steriele zuivkap. Gebruik vervolgens steriele pincetten om één spons op te pakken, knijp de spons met de pincetten uit en gebruik een vacuümtip om zoveel mogelijk oplossing uit de spons te verwijderen. Plaats de uitgeknepen spons nu in een kweekplaat voor weefselculturen, waarbij u erop let dat er ruimte tussen de sponzen blijft, en pipetteer de behandelingsoplossing direct op het midden van een spons. Druk vervolgens voorzichtig met de pipetpunt op de spons om de absorptie van de oplossing door de spons te bevorderen.Zodra alle sponsjes zijn geladen, wordt de plaat op ijs bewaard tot de sponsjes in de muis worden geïmplanteerd. Na het bevestigen van de sedatie met de knijpreflextest, wordt de muis in rugligging in een neusconus geplaatst. Gebruik vervolgens een elektrisch scheerapparaat om een gebied van één bij één inch aan haar te verwijderen op de lagere ventrale zijde van de muis, onder de ribbenkast.Veeg daarna het gebied schoon om afgeknipte haren te verwijderen. Steriliseer het geschoren gebied met Betadine, gevolgd door 70% alcohol. Span vervolgens de huid strak.Gebruik het scalpel om een verticale incisie te maken, met een lengte van anderhalf tot twee keer de diameter van de in te brengen sponsjes. Let erop dat u niet door de lichaamsholte snijdt. Gebruik de pincet om de rand van de huid vast te pakken.Gebruik vervolgens een Metzenbaum-schaar om de huid aan beide zijden van de incisie langzaam van de spier te scheiden. Vergroot de pocket over de volledige breedte van de muis en van de borstkas tot aan de achterpoten. Gebruik nu de pincet om de eerste spons die in het dier geplaatst moet worden op te pakken door deze aan de zijkanten samen te knijpen.Plaats de spons vervolgens in een paar rechte pincetten zodat deze aan de boven- en onderkant wordt vastgehouden. Pak daarna de rand van de huid vast en til deze op met een ander pincet, en voer de spons langzaam in, waarbij contact met de huid of de onderliggende spier wordt vermeden. Zodra alle sponzen zijn ingebracht, worden beide zijden van de incisie met een pincet tegen elkaar gehouden en wordt de hechtdraad door beide huidlagen geregen.Trek de eerste worp net genoeg aan om de huidranden te sluiten en voltooi de chirurgische knoop met nog een worp in de tegenovergestelde richting. Trek de knoop ditmaal stevig aan. Knoop vervolgens nog twee chirurgische knopen om de hechting te voltooien.Plaats extra hechtingen om de gehele incisie te sluiten. Verwijder tot slot het dier uit het anesthesiesysteem en houd het in de gaten totdat het bewustzijn is teruggekeerd. De muis zou snel weer moeten gaan lopen en de preoperatieve mobiliteit moeten hervatten.Begin met het vullen van een spuit met de gewenste oplossing en bevestig een naald met gauge 28 aan de spuit. Bevestig vervolgens de sedatie door middel van een knijptest bij de teen en steek de naald onder een hoek van 45 graden door de huid in het midden van de sponzen, om er zeker van te zijn dat de naald zich in de spons bevindt. Trek de naald vervolgens langzaam verticaal omhoog.Als de naald zich in de spons bevindt, zal de spons samen met de naald omhoog bewegen. Injecteer vervolgens langzaam de stof in de spons en verwijder de naald. Nadat het dier is geëuthanaseerd, houdt u de huid vast met een pincet en maakt u een incisie nabij de gewenste spons.Scheid tot slot voorzichtig de sponsjes van de omringende capsule, waarbij wordt voorkomen dat er extra weefsel rondom het verwijderde sponsje wordt geoogst. Sponsjes kunnen onder verschillende omstandigheden worden bewaard, afhankelijk van het type analyse dat zal worden uitgevoerd. Voor het maken van coupes kunnen de teruggewonnen sponsjes worden ingebed in een vriesmedium, zoals optimal cutting temperature compound, of worden geplaatst in 10% formaline voor inbedding en coupesnijden in paraffineblokken, zoals is gedaan voor deze met H&amp;E gekleurde sponsjes.En in deze coupes van gekleurde trireme-sponzen worden de beste resultaten voor het snijden verkregen wanneer de spons, zoals hier getoond, over de diameter in tweeën wordt gesneden en vervolgens met het snijvlak naar beneden wordt ingebed. Zoals hier wordt gedemonstreerd, moeten de coupes van de spons zo worden genomen dat de volledige breedte van de spons in deze figuur aanwezig is. De spons links is onjuist ingebed of gesneden, wat blijkt uit de verstoorde weefselrand langs de rechterzijde van de coupe, terwijl de intacte spons rechts correct is verwerkt.Na het bekijken van deze video heeft u een goed inzicht in het voorbereiden, implanteren, injecteren en verwijderen van polyvinylalcohol-sponzen om wondgenezing bij muizen te bestuderen.

the-polyvinyl-alcohol-sponge-model-implantation

Research

JoVE Journal

Medicine

Geneeskunde

Menselijke perivasculaire stamcellen (PSC's) zijn een nieuwe stamcel klasse voor het skelet weefselregeneratie vergelijkbaar met mesenchymale stamcellen (MSC's). PSC's kunnen worden geïsoleerd door FACS (fluorescentie geactiveerde cel sortering) uit vetweefsel verkregen tijdens standaard liposuctie procedures, dan gecombineerd met een osteoinductief steiger om botvorming te...

Gebruik van de Mens Perivasculaire stamcellen voor botregeneratie

Dit protocol beschrijft de isolatie van vet-afgeleide stromale cellen van lipoaspirate en de oprichting van een 4 mm kritische grootte calvarial defect aan het skelet regeneratie te evalueren.

Reparatie van een kritische grootte Calvarial Defect Model Met behulp van Adipose-afgeleide stromale cellen geoogst uit Lipoaspirate

Source:Ocean E. Clarke1, Romy A. Dop1, Tom Hasell1, Joanne L. Fothergill1, Daniel R. Neill21University of Liverpool, 2 University of DundeeThis video demonstrates the use of a 3D-printed, silicone-coated device that mimics the inner surface of urinary catheters to simulate catheter-associated urinary tract infection.

A 3D-Printed Silicone-Coated Device to Model Catheter-Associated Urinary Tract Infection

In deze video laten we zien modificatie technieken voor poreuze metalen implantaten om hun functionaliteit te verbeteren en om celmigratie te controleren. Technieken omvatten de ontwikkeling van poriën verlopen naar cel beweging beheersen 3D en productie van basale membraan bootst naar cel beweging beheersen 2-D. Ook is een HPLC-methode voor toezicht integratie implantaten in vivo via analyse bloedeiwitten beschreven.

Multi-Scale modificatie van metalen implantaten Met Pore Verlopen, polyelektrolieten en hun indirecte monitoring<em&gt; In vivo</em

Scaffolds die passen in cranio-maxillofaciale (CMF) botdefecten terwijl ze osteoconductiviteit en bioactiviteit vertonen, zijn interessant. Dit protocol beschrijft de bereiding van een shape memory scaffold op basis van polycaprolacton diacyraat (PCL-DA) met behulp van een solvent-casting particulate-leaching (SCPL) methode, waarbij een gefuseerd zout template wordt gebruikt en toepassing van een bioactieve polydopamine coating.

Fabricage van een biologisch actief, PCL-based &quot;Self-fitting&quot; Shape Memory Polymer Steiger

Injecteerbare tissue engineering scaffold uit poly (N-isopropylacrylamide) -graft-chondroïtinesulfaat (PNIPAAm-g-CS) bevattende alginaat microdeeltjes bereid. De hechtsterkte, zwelvermogen en in vitro biocompatibiliteit geanalyseerd in deze studie. De karakterisering technieken die hier ontwikkeld kan van toepassing zijn op andere thermogelling systemen.

Synthese van Thermogelling Poly (N-isopropylacrylamide) -graft-chondroïtinesulfaat Composites met Alginaatmicrodeeltjes voor Tissue Engineering

Hier presenteren we een protocol om te evalueren van mondelinge biofilm vorming op titanium en zirconia materialen voor tandheelkundige prothese abutments, met inbegrip van de analyse van de levensvatbaarheid van de bacteriële cellen en morfologische kenmerken. Een in situ -model die samenhangen met krachtige microscopie technieken wordt gebruikt voor de analyse orale biofilm.

Mondelinge Biofilm vorming op verschillende materialen voor tandheelkundige implantaten

Hieronder beschreven is een methode voor implantatie van meerdere polymeer elektrode arrays in anatomisch verre hersengebieden voor chronische elektrofysiologische opname in vrij bewegende ratten. Voorbereiding en chirurgische implantatie worden gedetailleerd beschreven, met de nadruk op ontwerpprincipes om de aanpassing van deze methoden voor gebruik bij andere soorten te begeleiden.

Chronische implantatie van meerdere flexibele polymeer elektrode arrays

Hier worden twee murine wondgenezingsmodellen beschreven, een ontworpen om cellulaire en cytokinewondgenezingsreacties te beoordelen en de andere om de snelheid van wondsluiting te kwantificeren. Deze methoden kunnen worden gebruikt met complexe ziektemodellen zoals diabetes om mechanismen van verschillende aspecten van slechte wondgenezing te bepalen.

Beoordeling van acute wondgenezing met behulp van de dorsale subcutane polyvinyl alcohol spons implantatie en excisional Tail Skin Wound Models.

Driedimensionale hartweefsels die bio-engineered zijn met behulp van van stamcellen afgeleide cardiomyocyten zijn naar voren gekomen als veelbelovende modellen voor het bestuderen van gezond en ziek menselijk myocardium in vitro , terwijl ze de belangrijkste aspecten van de inheemse cardiale niche recapituleren. Dit manuscript beschrijft een protocol voor het vervaardigen en analyseren van gemanipuleerde hartweefsels met een hoog gehalte die zijn gegenereerd uit door de mens geïnduceerde...

Ontwerp van een bioreactor om de data-acquisitie en modeldoorvoer van gemanipuleerde hartweefsels te verbeteren

Periprothetische gewrichtsinfectie (PJI) veroorzaakt door gevaarlijke ziekteverwekkers komt vaak voor in de klinische orthopedie. Bestaande diermodellen kunnen de werkelijke situatie van PJI niet nauwkeurig simuleren. Hier hebben we een Candida albicans biofilm-geassocieerd PJI-muismodel opgezet om nieuwe therapieën voor PJI te onderzoeken en te ontwikkelen.

Een periprothetisch gewrichtsinfectiemodel van Candida albicans bij muizen

Leer de polyvinylalcohol sponsimplantatiemethode om wondgenezing in muizen te modelleren. Deze techniek maakt gecontroleerde behandelingsinjecties en kwantitatieve analyses mogelijk voor biomedisch onderzoek.

De polyvinylalcohol Sponge Model Implantatie

Meer video's verkennen