Video-oculografie in Muizen
July 19th, 2012
Video-oculografie is een zeer kwantitatieve methode om oculaire motorische prestaties te onderzoeken en motorisch leren. Hier beschrijven we hoe je video-oculografie te meten bij muizen. De toepassing van deze techniek op een normale, farmacologisch behandeld of genetisch gemodificeerde muizen is een krachtig onderzoeksinstrument om de onderliggende fysiologie van de motor gedrag te verkennen.
Het algemene doel van deze procedure is om video o iconografie bij muizen uit te voeren. Dit wordt bereikt door de muis eerst uit te rusten met een sokkelconstructie op zijn schedel, waardoor zijn hoofd geïmmobiliseerd kan worden in een speciale hoofdlichaambegrenzer. De tweede stap is om de muis in de video ocul setup te plaatsen en om het video pupil tracking systeem te kalibreren.
Vervolgens worden oogbewegingen opgenomen terwijl het oculomotorische systeem wordt geactiveerd met behulp van een groot repertoire van vestibulaire en optische kinetische stimuli. De laatste stap is het analyseren van deze oogbewegingen. Uiteindelijk kan video O iconografie op normale, farmacologisch behandelde of genetisch gemodificeerde muizen worden gebruikt om de fysiologie van motorische gedragingen te onderzoeken.
Hoewel deze methode inzicht kan geven in het oculaire motorische systeem, kan het ook worden toegepast om ziekten met een cerebellaire vestibulaire of oculaire oorsprong te bestuderen door muizenmutanten te gebruiken die humane pathologieën nabootsen. Om deze procedure te beginnen, verdooft u de muis in een gaskamer met een mengsel van isof, fluor en zuurstof. Houd vervolgens de anesthesie in stand door het gas via een masker af te geven.
Gebruik vervolgens een verwarmingspad en een anaal thermosensor om de lichaamstemperatuur van de muis op 37 graden Celsius te houden. Vervolgens brengt u de oogzalf aan om de ogen te beschermen tegen uitdroging, scheer het dorsale craniale haar en maak het operatiegebied schoon. Daarna maakt u een middenincisie om het dorsale craniale oppervlak van de schedel bloot te leggen, reinigt en droogt u het oppervlak.
Breng vervolgens een druppel fosforzuur van bgma aan op Lambda. Verwijder na 15 seconden het etsen, maak vervolgens het craniale oppervlak schoon met zoutoplossing en droog het opnieuw. Breng een druppel opti bond prime aan op de bovenkant van het geëtste craniale oppervlak en lucht.
Laat het 30 seconden drogen. Voeg vervolgens een druppel opti bond kleefstof toe bovenop de opti bond prime. Genees het een minuut lang met UV-licht.
Bedek de kleefstoflaag vervolgens met een dunne laag charisma composiet. De connector met magneetschroefgat en bevestigingsplaatsen is ingebed in het composiet. Genees vervolgens het composiet met UV-licht.
Breng indien nodig opnieuw extra lagen composiet aan en genees ze met licht. Laat de muis minimaal drie dagen herstellen na de operatie. De volgende stap is om de muis in de begrenzer te plaatsen en zijn hoofd aan de begrenzer te bevestigen met de magneet en één schroef. Monteer de muiskop en lichaamsbegrenzer op een XY-platform.
Gebruik het XY-platform om het hoofd van de muis boven het centrum van de draaischijf te plaatsen, zodat de muis over de pitch Ya- en rolassen kan worden bewogen. Plaats vervolgens zijn hoofd in de juiste pitch ya en rolhoek door het oog uit te lijnen met behulp van het visuele beeld van het oog dat wordt gegenereerd door het oogscansysteem. Nu is de draaischijf bevestigd aan een AC servo-gestuurde motor.
De positie van de draaischijf wordt bewaakt met een potentiometer die aan de as van de draaischijf is bevestigd. De draaischijf is bedekt met een cilindrische omringende scherm met een willekeurig stippenpatroon, dat ook is uitgerust met een AC servo-gestuurde motor. De positie van het cilindrische scherm wordt bewaakt door een potentiometer die aan zijn as is bevestigd.
Het scherm kan worden verlicht door een halogeenlamp. De beweging van de draaischijf en het omringende scherm wordt geregeld door een computer die is aangesloten op een invoer/uitvoerinterface. De positiesignalen van de draaischijf en het omringende scherm worden gefilterd door een 20 hertz snijvrequemtie, gedigitaliseerd door de invoer/uitvoerinterface en opgeslagen op deze computer.
Het oog van de muis wordt verlicht door drie infrarood-emitterende lichamen. Twee zijn bevestigd aan de draaischijf en de derde is bevestigd aan de camera. Deze derde emitter produceert een referentie hoornvliesreflectie, die wordt gebruikt tijdens de kalibratieprocedure en tijdens de opname van oogbewegingen.
Een infrarood CCD-camera uitgerust met een zoomlens is bevestigd aan de draaischijf en is gericht op het hoofd van de muis. In het midden van de draaischijf. De camera kan worden ontgrendeld en rond de draaischijf-as over exact 20 graden worden bewogen.
Tijdens de kalibratieprocedure wordt het videosignaal verwerkt door een oogvolgsysteem, dat de pupil en referentie hoornvliesreflectie in horizontale en verticale richting kan volgen met een samplefrequentie van 120 hertz. De referentie hoornvliesreferentiepositie, pupilpositie en pupilgroottesignalen worden gedigitaliseerd door de invoer/uitvoerinterface en worden in hetzelfde bestand opgeslagen als de tafel- en omringende schermpositiesignalen om de oogbewegingen te kalibreren, pas de hoofdpositie van de muis aan met de camera op een zodanige manier dat het videobeeld van de pupil zich in het midden van de monitor bevindt en de weergave van de referentiehoornvliesreferentie zich op de verticale middenlijn van het oog direct boven de pupil bevindt.
Vervolgens beweegt u de camera meerdere keren met een piek van 20 graden rond de verticale as van de draaischijf. Gebruik de posities van het gespoorde pupil en de referentiehoornvliesreferentie die zijn geregistreerd in de uiterste posities van de camera om de straal van de pupilrotatie te berekenen.
Herhaal deze stappen vele keren onder verschillende verlichtingsomstandigheden om de relatie tussen de pupilgrootte en de pupilrotatie te bepalen. Stel vervolgens een correctiecurve voor de pupilrotatie samen. Bereken nu de hoekpositie van het oog door de referentiehoornvliesreferentiepositie, pupilpositie en de pupilgrootte te meten.
De waarde van de pupilrotatie kan worden geëxtraheerd uit de correctiecurve voor de pupilrotatie en de hoekpositie van het oog kan worden berekend met behulp van de volgende formule. Het VVOR oogbewegingsexperiment wordt hier gedemonstreerd. Converteer nu de oogposities, tafelposities en omringende schermposities in hoekposities
Overzicht
Dit artikel beschrijft de procedure voor het uitvoeren van video-oculografie bij muizen, een kwantitatieve methode voor het onderzoeken van oculair motorisch prestatievermogen en motorisch leren. De techniek kan worden toegepast op normale, farmacologisch behandelde of genetisch gemodificeerde muizen om de fysiologie van motorisch gedrag te onderzoeken.
Belangrijke studiecomponenten
Wetenschapsgebied
- Neurowetenschappen
- Oculair motorisch prestatievermogen
- Motorisch leren
Achtergrond
- Video-oculografie is een methode die wordt gebruikt om oogbewegingen te bestuderen.
- Deze techniek geeft inzicht in het oculomotorische systeem.
- Het kan ook worden gebruikt om ziekten met cerebellaire of vestibulaire oorsprong te bestuderen.
- Muismodellen kunnen menselijke pathologieën nabootsen voor onderzoeksdoeleinden.
Doel van het onderzoek
- Om oogbewegingen bij muizen te meten en analyseren.
- Om de onderliggende fysiologie van motorisch gedrag te onderzoeken.
- Om de methode toe te passen op verschillende muismodellen voor ziektestudies.
Gebruikte methoden
- De muis uitrusten met een voetstuk voor hoofdimmobilisatie.
- Het video-pupilvolgsysteem kalibreren.
- Oogbewegingen opnemen met behulp van vestibulaire en optische stimuli.
- De opgenomen oogbewegingen analyseren voor fysiologische inzichten.
Belangrijkste resultaten
- Succesvolle kalibratie van het oogvolgsysteem.
- Opname van oogbewegingen onder verschillende stimulicondities.
- Gegevensanalyse die inzichten geeft in de fysiologie van motorisch gedrag.
- Toepassing van de methode om ziekten van het oculomotorische systeem te bestuderen.
Conclusies
- Video-oculografie is een krachtig hulpmiddel voor het bestuderen van oogbewegingen.
- De methode kan het begrip van motorisch leren en prestaties verbeteren.
- Het heeft potentieel voor het onderzoeken van ziekten die het oculomotorische systeem aantasten.
Veelgestelde vragen
Executive Industry Relevance
Video-oculography in mice provides a quantitative behavioral readout for assessing oculomotor function, enabling mechanistic de-risking of targets involved in vestibular, cerebellar, and ocular motor pathways. The method supports target validation by linking genetic or pharmacological manipulations to measurable changes in reflexive eye movements, offering predictive confidence in early discovery. Its applicability to disease-relevant models enhances translational continuity for neuropsychiatric and neurodegenerative disorder pipelines.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Enables interrogation of therapeutic hypotheses targeting vestibular, cerebellar, and ocular motor systems through quantifiable behavioral phenotypes.
- Operational Value: Provides a reproducible, high-throughput compatible assay for screening genetic and pharmacological modifiers of motor behavior.
- Scientific Value: Supports biological de-risking by isolating oculomotor circuit function from confounding motor or motivational variables.
Screening & Assay Development
- Scientific Value: Generates quantitative dependent variable measurements (eye velocity, gain, phase) enabling dose-response and genotype-phenotype correlation.
- Operational Value: Standardized calibration and tracking protocols ensure cross-lab reproducibility and assay readiness for compound evaluation.
- Scientific Value: Outputs support mechanistic de-risking by distinguishing vestibular, optokinetic, and visually-enhanced VOR contributions to motor control.
Translational & Preclinical Research
- Scientific Value: Disease-relevant system: mouse models mimicking human vestibular, cerebellar, or ocular pathologies allow direct translational biomarker alignment.
- Operational Value: Enables longitudinal tracking of motor learning and adaptive plasticity, supporting preclinical validation of cognitive and motor therapeutics.
- Scientific Value: Facilitates risk-adjusted advancement decisions by quantifying functional recovery or deficit progression in genetic models.
Pipeline & Workflow Integration
The method integrates into early discovery workflows as a phenotypic screening tool for target validation, with outputs informing lead identification and preclinical progression decisions based on oculomotor system integrity.
- Discovery Biology: Supports hypothesis testing and pathway clarification by isolating vestibular and optokinetic contributions to eye movement control.
- Screening: Delivers assay readiness through standardized head fixation, calibration, and stimulus delivery enabling reliable compound or genotype evaluation.
- Analytics: Provides quantitative readouts (angular eye position, velocity, gain) filtered and fitted to sinusoidal stimuli for comparative analysis across conditions.
- Translational Research: Connects to preclinical continuity via disease-model applicability, allowing assessment of therapeutic impact on motor behavior phenotypes.
- Enterprise Reuse: Establishes a reusable platform for cross-functional teams studying motor learning, balance disorders, and neuropsychiatric indications.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Predictive confidence in target engagement through measurable changes in VOR, OKR, and VVOR gain and phase.
- Operational Value: Standardized surgical preparation, head immobilization, and infrared tracking ensure reproducibility across laboratories and timepoints.
- Strategic Value: Reduces late-stage biological risk by enabling early detection of motor circuit dysfunction in genetic or pharmacological models.
- Portfolio Impact: Informs go/no-go decisions by quantifying oculomotor performance as a biomarker of neural circuit integrity.
Implementation Considerations
- Requires expertise in murine surgery, headplate implantation, and infrared oculomotor tracking systems.
- Dependent on specialized equipment including XY platforms, servo-controlled turntables, infrared emitters, and high-speed CCD cameras.
- Necessitates cross-team standardization of surgical protocols, calibration procedures, and stimulus parameters for reproducible outcomes.
- Adaptation considerations include model-specific adjustments for mouse strain, weight, and ocular pigmentation affecting infrared tracking accuracy.
- Practical limitations include post-surgical recovery time and potential confounds from anesthesia or inflammation affecting baseline oculomotor function.
