Name: Luchtpijpintubatie in Muizen Via Directe laryngoscopie behulp van een otoscoop (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-04-05T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 58 s
Description: Leer een betrouwbare, niet-invasieve intubatiemethode voor muizen met behulp van directe laryngoscopie en een otoscoop. Deze techniek is geschikt voor chronische experimenten en herhaalde metingen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Een Merit Grant van het Department of Veteran Affairs en een T32-HL098062 subsidie ​​van de NHLBI van de National Institutes of Health hebben dit werk ondersteund. Wij willen zeer erkentelijk voor het advies van Randolph H. Hastings, MD, Ph.D. en het advies en de ondersteuning van de Veterinary Medical Unit van de San Diego VA Healthcare System.

1. Bereiding van dieren <ol><li> Verkrijgen muizen die ouder zijn dan 8 weken en meer dan 20 g (kleinere muizen worden geïntubeerd door een deskundige) zijn. </li><li> Anesthesie <ol><li> Injecteer muizen met 20 mg / kg, elk van ketamine en xylazine intraperitoneaal als preanesthetic. (Deze dosis is onvoldoende om volledig te verdoven de muis, maar vergemakkelijkt de veilige overdracht, na intubatie, mechanische ventilatie.) Kan echter aanpassing van de dosering noodzakelijk zijn volgens de verdoving reactie in overleg met de institutionele dierenarts.) </li><li> Induceren anesthesie bij muizen met 3,5% isofluraan / zuurstof in een inductie kamer voor 90-120 sec. </li><li> Let op de ademhaling zorgvuldig. Het moet geleidelijk vertragen tot niet minder dan 45 slagen per minuut. </li></ol></li></ol> 2. Voorbereiding voor intubatie <ol><li> Verwijder de muis uit de inductie kamer en nekvel stevig vast. </li><li> Gebruik kussens fijn pincet naar Gently uitbreiding van de tong uit de mond. </li><li> Handhaaf uitbreiding van de tong door het houden van de tong tussen twee vingers en het toepassen van zachte kracht. </li><li> Trek met de muis op het speculum van de otoscoop met een verticale beweging. </li><li> Kijk door het oculair van de otoscoop terwijl strak scruffing en trek de muis omhoog voorzichtig met de tong en het nekvel. </li><li> Kijk goed voor de stembanden. Zij moeten gemakkelijk toegankelijk zijn op dit moment. De laryngis Aditus (de structuur van de larynxopening) moeten relatief wit kijken. Er dient de overgang van de koorden bij elke adem. Indien de draden niet bewegen of zijn slecht zichtbaar, draait het dier lichtjes en voorzichtig hyperextensie van de nek. </li><li> Met de dominante hand, houd de 20 G, 1 op de katheter, met een 1 cm lengte van de PE10 slang zich door de punt van de katheter, als een potlood en plaats deze in de zijkant van het speculum. De PE buis dient als een stilet of bougie. </li><li> Richt de PE10 Tubing (stilet) door de stembanden en vooraf de 20 G katheter (endotracheale tube) over de PE buis tot de hub is op het niveau van de onderste snijtanden. Snel Verwijder deze stilet. </li><li> Neem voorzichtig het dier af van het speculum en controleer de buis plaats door het plaatsen van het dier op een mechanische ventilator met doorlopende 2% isofluraan algehele anesthesie gedurende het experiment te handhaven. Visualiseer uitgeademde lucht (bellen) gaan door een PEEP val om intubatie te bevestigen. Hoewel oesofageale intubatie kan een aantal belletjes, zal het niet zo duidelijk of verenigbaar met endotracheale intubatie. Ook observeren een luchtwegdruk tracing voor negatieve doorbuigingen (figuur 1). Deze bevestiging juiste plaatsing van de buis. Als alternatief kunt u een kleine hoeveelheid water in IV slangen en sluit deze aan op de ET tube. Controleren beweging naar en van de muis met ademhaling 2. Bij slokdarm intubatie, de pressure tracing zal aanzienlijk hogere druk en geen negatieve doorbuigingen onthullen. Hoewel de end-tidal CO 2 zou nuttig zijn, technisch gezien dit zeer moeilijk zou zijn gezien de kleine teugvolumes (~ 200 pi) en de apparatuur om dit te doen zou erg duur zijn. De eenvoudige technieken beschreven zijn ruim voldoende en veel minder duur. Als isofluraan anesthesie niet beschikbaar is, kunnen alle procedures worden uitgevoerd met ketamine 80-120 mg / kg in combinatie met xylazine 10-20 mg / kg voor algemene anesthesie. </li></ol> 3. Alternatieve Techniek: Directe laryngoscopie met de otoscoop Techniek wordt gemakkelijk gebruikt voor andere doeleinden, voornamelijk voor Direct Instillatie van Studie stoffen in de longen. <ol><li> Induceren anesthesie in de dieren met isofluraan alleen voor deze procedure op 3,5% voor 90-120 sec in de inductie kamer. </li><li> Nekvel het dier stevig aan de basis van de schedel en voorzichtig uit te breiden de tongmet fijne pincet. </li><li> Houd de tong voorzichtig, trek het dier recht omhoog op het speculum (ongewijzigde) totdat het dier niet verder kan worden opgetrokken. </li><li> De stembanden kunnen meestal worden gevisualiseerd door deze techniek alleen, maar draai het dier en hyper uitgebreid de nek om ze in het volle zicht te brengen. </li><li> Vooraf een gel-loading pipet met de instillate de glottis en wekt de vloeistof. Omdat het speculum maakt een afdichting met de hypofarynx de muis eventueel resterende vloeistof die niet via de koorden te zuigen. Dit wordt gemakkelijk gecontroleerd door de rhonchorous klinkt de muis maakt nu wanneer ademhaling totdat het fluïdum volledig wordt verspreid in de longen. </li><li> Als alternatief kunt u PE10 slang aan op een 0,5 ml spuit met 50 ul van vloeistof met een lucht bolus achter de vloeistof. Vooraf de PE slang voorzichtig door de stembanden voor 0,5 cm en ontlaad de inhoud in de luchtweg langzaam. Echter, af en trauma aan de onderste luchtwegen voorkomt uzingen deze techniek zonder betere aflevering van het monster. </li></ol>

<ol><li>Rockman, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segregation+of+atrial-specific+and+inducible+expression+of+an+atrial+natriuretic+factor+transgene+in+an+in+vivo+murine+model+of+cardiac+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy.</a> Proc. natl. Acad. Sci. U.S.A. 88, 8277-8281 (1991).</li>
<li>Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+for+confirming+correct+endotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice.</a> Lab. Anim. 43, 399-401 (2009).</li>
<li>Orebaugh, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Succinylcholine%3A+adverse+effects+and+alternatives+in+emergency+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Emerg.+Med%22%5BJournal%5D)">Succinylcholine: adverse effects and alternatives in emergency medicine.</a> Am. J. Emerg. Med. 17, 715-721 (1999).</li>
<li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+Laryngoscopy+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Contemp.+Lab.+Anim.+Sci%22%5BJournal%5D)">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemp. Lab. Anim. Sci. 38, 33-35 (1999).</li>
<li>Berul, C. I., Aronovitz, M. J., Wang, P. J., Mendelsohn, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+cardiac+electrophysiology+studies+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">In vivo cardiac electrophysiology studies in the mouse.</a> Circulation. 94, 2641-2648 (1996).</li>
<li>Ewart, S. L., Gavett, S. H., Margolick, J., Wills-Karp, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclosporin+A+attenuates+genetic+airway+hyperresponsiveness+in+mice+but+not+through+inhibition+of+CD4%2B+or+CD8%2B+T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Cell+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Cyclosporin A attenuates genetic airway hyperresponsiveness in mice but not through inhibition of CD4+ or CD8+ T cells.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 627-634 (1996).</li>
<li>Ewart, S. L., Mitzner, W., DiSilvestre, D. A., Meyers, D. A., Levitt, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Airway+hyperresponsiveness+to+acetylcholine%3A+segregation+analysis+and+evidence+for+linkage+to+murine+chromosome+6%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Cell+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Airway hyperresponsiveness to acetylcholine: segregation analysis and evidence for linkage to murine chromosome 6.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 487-495 (1996).</li>
<li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab%22%5BJournal%5D)">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Lab. 41, 128-135 (2007).</li>
<li>Boll, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-speed+single-breath-hold+micro-computed+tomography+of+thoracic+and+abdominal+structures+in+mice+using+a+simplified+method+for+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comput.+Assist.+Tomogr%22%5BJournal%5D)">High-speed single-breath-hold micro-computed tomography of thoracic and abdominal structures in mice using a simplified method for intubation.</a> J. Comput. Assist. Tomogr. 34, 783-790 (2010).</li>
<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li>
<li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Lab. Anim. 37, 204-206 (2003).</li>
<li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+Rev.+Med.+Pharmacol.+Sci%22%5BJournal%5D)">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 8, 103-106 (2004).</li>
<li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation%3A+description%2C+evaluation+and+comparison+with+transillumination%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Lab. Anim. 42, 222-230 (2008).</li>
<li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Cont.+Top.+Lab.+Anim.+Sci%22%5BJournal%5D)">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Cont. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 52-55 (2005).</li>
<li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).</li>
<li>De Vleeschauwer, S. pI., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+invasive+lung+function+measurements+in+intubated+mice%3A+an+approach+for+longitudinal+lung+research%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Repeated invasive lung function measurements in intubated mice: an approach for longitudinal lung research.</a> Lab. Anim. 45, 81-89 (2011).</li>
<li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab. Anim. 35, 39-42 (2006).</li>
<li>Singer, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left-sided+mouse+intubation%3A+description+and+evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Lung+Res%22%5BJournal%5D)">Left-sided mouse intubation: description and evaluation.</a> Exp. Lung Res. 36, 25-30 (2010).</li>
</ol>

De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende financiële belangen.

In dit rapport beschrijven we een eenvoudige, betrouwbare techniek om muizen die traumatische en kan herhaaldelijk worden gebruikt in hetzelfde dier intuberen. Deze techniek kan worden bereikt met eenvoudige laboratorium of medische apparatuur die kan worden gekocht voor een bescheiden bedrag. De techniek van directe laryngoscopie, oorspronkelijk beschreven door Hastings en ​​collega 4 kan ook worden gebruikt voor verschillende doeleinden, maar vooral teststoffen nauwkeurig leveren aan de onderste luchtwegen....

Het laboratorium muis vrijwel verdrongen alle soorten als de voornaamste zoogdiermodel van biologie en pathobiology. Het laboratorium muis is de kleinste soort zoogdier, dat is duidelijk en uitvoerig aangetoond van waarde als een model van menselijke ziekte te zijn en heeft bewezen van onschatbare waarde in de vooruitgang van ons begrip van de menselijke biologie en ziekte. De korte draagtijd tijd en aanzienlijk lagere kosten heeft geleid tot de ontwikkeling en de studie van nul en transgene muizen als een alledaags instrument in biomedisch onderzoek. Echter, de grootte van de gemiddelde laboratoriummuis (20-25 g) hun studie beperkt fysiologisch of chirurgisch gebaseerde studies en bijgevolg sommige onderzoekers bestuderen groter zoogdiersoort. Een belemmering voor het gebruik van muizen in deze onderzoeken is de moeilijkheid met intubatie technieken die fysiologische metingen of uitgebreide chirurgische ingrepen onder diepe narcose zou toestaan. Tracheostomie 1 is gebruikt als standaard technique plaats van intubatie vanwege de grotere gemak van het uitvoeren van deze techniek en bescheiden vaardigheid vereist. Echter, tracheostomie is niet bevorderlijk voor chronische of herstel operatie studies; dus is beperkt tot acute experimenten. Tracheostomie kan ook een verstorende variabele in onderzoek waarin ontsteking of gevoelige fysiologische reflexen zijn belangrijk. Ons laboratorium heeft de meeste beschreven door andere onderzoekers technieken geprobeerd en vonden ze ontoereikend voor een verscheidenheid van redenen. Tracheostomie is te traumatisch en induceert bloeden en luchtwegontsteking. Veel problematischer is dat het niet haalbaar kan worden herhaald. Veel relatief niet-invasieve technieken die een bescheiden investering in apparatuur vereist is, zijn niet voldoende betrouwbaar. Andere technieken vereisen dure apparatuur die is moeilijk te rechtvaardigen zonder te weten of de apparatuur werkt in een specifieke toepassing. Dus zochten we naar een niet-traumatische techniek die nodig is niet meer t ontwikkelenhan een bescheiden investering in gespecialiseerde apparatuur kan snel worden bereikt en betrouwbaar kan worden herhaald bij chronische modellen, en kunnen worden gebruikt in grote aantallen dieren. Hier beschrijven we een dergelijke techniek.

<table><tbody><tr><td>Operating Otoscope Head</td><td>Welch Allyn</td><td>21700</td><td>$188,98</td></tr><tr><td>Otoscope Handle</td><td>Welch Allyn</td><td>71000</td><td>$112,20</td></tr><tr><td>Reuseable Speculum</td><td>Welch Allyn</td><td>22002</td><td>$3,98</td></tr><tr><td>Fine Forceps</td><td>Miltex</td><td>18-779</td><td>$107,18</td></tr><tr><td>Small clamp stand to hold otoscope</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane Vaporizer (multiple circuit with vacuum waste gas handling)</td><td>Summit Medical</td><td></td><td>$3.000</td></tr><tr><td>Flexivent (Animal Ventilator)</td><td>SCIREQ</td><td></td><td>$35.000</td></tr><tr><td>Intravenous catheter (20 G, 1 in)</td><td>BD</td><td>381233</td><td>$9,62</td></tr><tr><td>Polyethylene tubing (PE10) (0,011 in I.D., 0,024 in O.D.) 100 ft</td><td>Intramedic, Clay-Adams</td><td>427401</td><td>$115,70</td></tr><tr><td>Ketamine 100 mg/ml (10 ml bottle)</td><td>Butler</td><td>23061</td><td>$10,00</td></tr><tr><td>Xylazine (100 ml bottle)</td><td>Vedco</td><td>24105</td><td>$20,00</td></tr><tr><td>Isoflurane (250 ml bottle)</td><td></td><td></td><td>$15,00</td></tr><tr><td>Vecuronium bromide 10 mg/10 ml</td><td>Pfizer</td><td>NDC 0069-0094-01</td><td>$15,00</td></tr></tbody></table>

luchtpijpintubatie in muizen<em&gt; via</em&gt; directe laryngoscopie behulp van een otoscoop

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Muizen, zowel wildtype en transgene, zijn de belangrijkste model van zoogdieren in het biomedisch onderzoek op dit moment. Intubatie en mechanische ventilatie noodzakelijk zijn voor de hele dierproeven dat een operatie noodzakelijk onder diepe narcose of metingen van de longfunctie. Tracheostomie is de standaard voor het intuberen van de luchtwegen in deze muizen aan mechanische ventilatie geweest. Orotracheale intubatie is gerapporteerd maar niet met succes gebruikt in veel studies door de aanzienlijke technische moeilijkheden of een eis voor zeer gespecialiseerde en dure apparatuur. Hier beschrijven we een techniek van directe laryngoscopie behulp van een otoscoop voorzien van een 2,0 mm speculum en het gebruik van een 20 G intraveneuze katheter als een endotracheale tube. We hebben deze techniek op grote schaal gebruikt en betrouwbaar intuberen en gedrag nauwkeurige evaluaties van de longfunctie bij muizen. Deze techniek heeft bewezen veilig, met in wezen geen dierlijke verlies in ervaren handen. Bovendien is deze techniekkan worden gebruikt voor herhaalde studies van muizen bij chronische modellen.

Intubatie met bovenstaande techniek is betrouwbaar en snel. De juiste plaatsing van de endotracheale buis wordt het gemakkelijkst geverifieerd door het observeren uitgeademde gas borrelen van het ondergedompelde expiratoire onderdeel van het zijn van het beademingscircuit (meestal in een PEEP val) en negatieve doorbuiging op luchtwegdruk tracing (figuur 1). De negatieve doorbuigingen op luchtwegdruk tracing zijn de meest betrouwbare. Anderen hebben beweging van een kleine vloeistof druppel in intraveneu...

We hebben een eenvoudige, betrouwbare en relatief goedkope methode voor endotracheale intubatie bij muizen via directe laryngoscopie behulp van een otoscoop met een 2,0 mm speculum ontwikkeld. Deze techniek is atraumatische en kan worden gebruikt voor herhaalde metingen in chronische experimenten. We vinden het superieur aan tracheostomie of eerder gerapporteerde niet-chirurgische technieken.

Luchtpijpintubatie in Muizen<em&gt; Via</em&gt; Directe laryngoscopie behulp van een otoscoop

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

Het algemene doel van deze procedure is om muizen betrouwbaar oraal te intuberen. Dit wordt bereikt door het geanestheseerde dier eerst zorgvuldig in de juiste positie te plaatsen. Vervolgens worden de stembanden gevisualiseerd met behulp van een otoscoopspiegel en wordt de endotracheale tube met een stylet in de keel ingebracht.Vervolgens wordt de geïntubeerde muis op een ventilator geplaatst om de juiste plaatsing van de tube te verifiëren. Als alternatief kan de otoscoop worden gebruikt om teststoffen in de long toe te dienen. Uiteindelijk kunnen nauwkeurige druk-volumeverhoudingen in de long worden gemeten.De belangrijkste voordelen van deze techniek ten opzichte van bestaande methoden, zoals tracheotomie, zijn dat deze snel is, bloedloos is, geen trauma veroorzaakt en herhaald kan worden. Een visuele demonstratie van deze techniek is essentieel, aangezien de stappen voor intubatie moeilijk te leren zijn en schriftelijke instructies weinig betekenis hebben zonder gelijktijdige visualisatie van de anatomie en de mechanica van de intubatie. Om een endotracheale intubatie met een otoscoop uit te voeren, fixeert u eerst een geanestheseerde muis van acht weken oud in de nekvelgreep en gebruikt u vervolgens gedempte fijne pincetten om de tong voorzichtig uit de mond te trekken.Handhaaf de extensie door de tong tussen een pincet vast te houden en voorzichtig kracht uit te oefenen, en trek de muis vervolgens met een verticale beweging omhoog op het speculum van de otoscoop. Kijk door het oculair van de otoscoop terwijl het dier stevig in de nekvelgreep wordt gehouden en trek de muis voorzichtig over de volledige lengte van het speculum van de otoscoop aan de tong en het nekvel.De laryngeale ATU's moeten er relatief wit uitzien. Als de stembanden niet bewegen of slecht zichtbaar zijn, roteer het dier dan enigszins en hyperextendeer de nek voorzichtig. Pak vervolgens met de dominante hand een 20 gauge, one inch katheter die is voorzien van een stukje PE 10 tubing van één centimeter dat door de punt van de katheter steekt, en houd deze vast als een potlood.Voer vervolgens de katheter in aan de zijkant van het speculum. Leid de PE 10-buis door de stembanden en schuif de katheter over de buis tot de hub zich op het niveau van de onderste snijtand bevindt. Verwijder daarna de buis snel.Breng het dier vervolgens voorzichtig over van het speculum naar een mechanische ventilator en verifieer de positie van de tube door de uitademingsbellen in de peep-trap te visualiseren. Observeer de registratie van de luchtwegdruk op negatieve uitslagen om de juiste plaatsing van de tube te bevestigen. In het geval van oesofageale intubatie zal de drukregistratie aanzienlijk hogere drukken en geen negatieve uitslagen vertonen.Als alternatief kan een kleine hoeveelheid water in een stukje infuusslang worden geplaatst; sluit de slang aan op de intubatiebuis en controleer of de beweging naar en van de muis synchroon loopt met de ademhaling. Een alternatieve toepassing van de otoscoopmethode is het toedienen van teststoffen aan de muis. Gebruik het speculum om een gel-laadpipet tot aan de stembanden in te brengen en breng tot 50 µL van de betreffende behandeling aan.De muis zal de vloeistof via de snoeren aspireren, geverifieerd door de ous. Ademgeluiden zijn hoorbaar totdat de vloeistof volledig in de longen is verdeeld. Verwijder na toediening van de behandeling voorzichtig de pipet en plaats de muis op een warmtemat.Plaats het dier alternatief in een kooi die op een temperatuurgecontroleerde warmtetafel staat. Wanneer het dier volledig is hersteld, wordt het teruggeplaatst in de kooi. Intubatie via de otoscoop is betrouwbaar en snel.In deze representatieve registratie van de luchtwegdruk weerspiegelt de blauwe lijn de luchtwegdruk en de rode lijn de registratie van het teugvolume bij de muis direct na intubatie. De negatieve neerwaartse uitslagen van de drukcurve duiden op het ontstaan van een negatieve intrathoracale druk bij de muis door spontane ademhalingsinspanning en een correcte plaatsing van de endotracheale tube. Voor deze representatieve druk-volumecurve werd de muis geïntubeerd met een 20 gauge intravenuze katheter zoals zojuist gedemonstreerd, geparalyseerd met pantonium en mechanisch geventileerd.De curves illustreren dat de katheter niet lekt tot een waterkolomdruk van 30 centimeter en daarom kan worden gebruikt voor nauwkeurige metingen van druk-volumerelaties bij de muis. In deze figuur wordt een representatieve dosis-responscurve getoond. In dit experiment vertoonde het controldier een minimale respons op methylcholine tot 25 mg/mL, terwijl de met albumine geïmmuniseerde en uitgedaagde muis hyperresponsiviteit vertoonde op de behandeling.De metingen werden verricht bij muizen die waren geïntubeerd met een katheter van 20 gauge, zoals zojuist gedemonstreerd, en waren niet te onderscheiden van de metingen bij een muis met een tracheostomie waarbij directe laryngoscopie werd toegepast. Kwantitatieve toediening aan de long is zowel betrouwbaarder als uniformer. Zo kan, zoals geïllustreerd in deze afbeelding, de techniek van directe installatie worden gebruikt om nauwkeurig antigeen toe te dienen aan de onderste luchtwegen in een model van allergische ontsteking.Na het bekijken van deze video zou u een goed inzicht moeten hebben in het gebruik van een otoscoop voor het uitvoeren van een directe laryngoscopische intubatie bij een muis.

endotracheal-intubation-mice-via-direct-laryngoscopy-using-an

Research

JoVE Journal

Medicine

Geneeskunde

Herhaalde metingen van knaagdieren respiratoire fysiologie en bemonstering van de luchtwegen ontstekingscellen wenselijk zijn, maar over het algemeen niet haalbaar. Hier beschrijven we een herhaalbare methode voor het mondeling intuberen muizen dat herhaalde metingen van de luchtwegen hyperreactiviteit en de bemonstering van de luchtwegen ontstekingscellen vergunningen.

Een reversibele, niet-invasieve methode voor Airway Resistance Metingen en bronchoalveolaire lavage Fluid Sampling in Muizen

Dit artikel beschrijft een striaghforward en efficiënte methode van intubatie muizen voor longfunctie metingen of pulmonale instillatie, die het mogelijk maakt de muizen om te herstellen en studeerde worden op latere tijdstippen. Deze procedure houdt een goedkope optische vezel lichtbron die direct verlicht de luchtpijp.

Een eenvoudige methode van de Muis van Lung intubatie

Het gebruik van een model dat de toestand van longziekten bij mensen nabootst is kritiek voor het bestuderen van de pathofysiologie en / of etiologie van een bepaalde ziekte en ontwikkelen van therapeutische interventie. Hier een niet-invasieve intratracheaal intubatie methode die direct exogene materialen kunnen leveren aan muizenlongen wordt gepresenteerd.

Niet-invasieve Intratracheaal intubatie om te studeren de Pathologie en Fysiologie van Mouse Lung

Dit artikel presenteert een snelle en eenvoudige methode voor het toedienen van bleomycine rechtstreeks in de muis luchtpijp via intubatie. Belangrijkste voordelen van deze werkwijze zijn dat het zeer reproduceerbaar, gemakkelijk onder de knie, en vereist geen gespecialiseerde apparatuur of lange hersteltijden.

Een verbeterde werkwijze voor snelle intubatie van de trachea in muizen

Endotracheale intubatie bij konijnen is uitdagend te wijten aan hun ongewone anatomie. Hier presenteren we een techniek voor het directe intubatie van de luchtpijp met behulp van een katheter polypropyleen als een gids. Deze methode maakt gebruik van relatief goedkope leveringen, vereist minimale opleiding, en kan gemakkelijk worden uitgevoerd in een klinische setting.

Endotracheale intubatie van konijnen met behulp van een katheter polypropyleen gids

Het doel van dit artikel is het beschrijven van een verfijnde methode van intubatie van de laboratoriummuis. De methode is niet-invasief en daarom ideaal voor studies die seriële controle van de ademhalingsfunctie en/of instillatie van behandelingen in de long vereisen.

Herhaalde Orotracheale intubatie bij muizen

Een muischirurgisch model om reperfusie (IR) -letsel in de linkerlong te creëren met behoud van ventilatie en het vermijden van hypoxie.

Een muismodel van orotracheale intubatie en beademde longischemie reperfusiechirurgie

Hier stellen we een protocol voor intratracheale lipopolysaccharide (LPS) levering via niet-invasieve orofaryngeale endotracheale intubatie. Deze methode minimaliseert het trauma van de chirurgische procedure voor het dier en levert LPS nauwkeurig af aan de luchtpijp en vervolgens aan de longen.

Niet-invasieve intratracheale lipopolysaccharide-instillatie bij muizen

Dit protocol beschrijft een seriële transorale laryngoscopiebenadering voor muizen en ratten die close-up, onbelemmerde videobeelden van het strottenhoofd tijdens het ademen en slikken mogelijk maakt met behulp van een geoptimaliseerd anesthesieregime en nauwkeurig afgestemde endoscopische manipulatietechnieken.

Minimaal invasieve laryngoscopie bij muizen voor close-up beeldvorming van de larynxbeweging tijdens ademen en slikken

Hier introduceren we een gestandaardiseerde procedure voor endotracheale intubatie via tracheotomie gevolgd door thoracotomie bij ratten, gericht op het verbeteren van de precisie en reproduceerbaarheid van niet-overlevingstoepassingen die invasieve ventilatie en blootstelling van thoracale organen vereisen in in vivo rattenmodellen.

Endotracheale intubatie via tracheotomie en daaropvolgende thoracotomie bij ratten voor niet-overlevingstoepassingen

Dit protocol laat zien hoe het optimaal positioneren van een muis en het transoraal inbrengen van een op camera's gebaseerde otoscoop visualisatie van de glottis, snelle intubatie met minimaal weefseltrauma en consistente vloeistofafgifte aan de longen mogelijk maakt.

Verbeterde methodologie voor vloeistofafgifte aan de muizenlong: intubatie met behulp van een consumentenotoscoop

Leer een betrouwbare, niet-invasieve intubatiemethode voor muizen met behulp van directe laryngoscopie en een otoscoop. Deze techniek is geschikt voor chronische experimenten en herhaalde metingen.

Luchtpijpintubatie in Muizen

Meer video's verkennen