Name: Generatie van subcutane en Intrahepatic Human Hepatocellular carcinoom Xenografts in immunodeficiënte muizen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-09-25T18:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 35 s
Description: Leer hoe je subcutane en intrahepatische humane hepatocellulair carcinoom xenografts genereert in immuundeficiënte muizen. Deze methode maakt realistisch onderzoek naar tumorbiologie en respons op therapieën mogelijk.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit werk werd ondersteund door een Canadese Institutes of Health Research Fase 1 Werker-Scientist Award (AG) en een exploitatiesubsidie ​​van de Research Society Cancer (AG). De auteurs zijn dank aan dr. John Dick voor zijn ondersteuning van dit project.

Een schematisch overzicht van het protocol is weergegeven in figuur 1. 1. Verwerking van Human HCC Monsters Verkrijgen primaire exemplaren menselijke HCC met schriftelijke toestemming van de patiënt en met de goedkeuring van het institutioneel onderzoek ethiek boord. Deze protocollen zijn aangebracht in onze instelling verricht met toestemming van de University Health Network Research Ethics Board in overeenstemming met alle institutionele, nationale en internationale richtlijnen voor het menselijk welzijn. Verzamel verse exemplaren HCC zo spoedig mogelijk na de chirurgische procedure eenmaal de nodige monsters zijn genomen voor klinische doeleinden. Idealiter moet dit gebeuren binnen 30 minuten na het verwijderen van het weefsel van de patiënt. Zoals geïllustreerd in figuur 2, een monster van ten minste 1 cm 3 verkregen uit de periferie van de tumor optimaal, aangezien het centrale gedeelte van de tumor necrose zijn.Tumoren die geen behandeling gegeven voor resectie zoals bestraling, chemotherapie of ablatie voorkeur om de kans dat tumorcellen levensvatbaar maximaliseren. Handvat primaire menselijke weefsels in overeenstemming met de standaard persoonlijke beschermingsmiddelen protocollen voor biologisch gevaarlijk materiaal. Voer alle laboratorium manipulaties van de tumor weefsels en cellen voorbereidingen in een klasse II bioveiligheid kast met behulp van aseptische technieken. <ol><li> Leg de verse HCC monster in 10-25 ml serum-vrij Modified F12 Eagle Medium / Ham &#39;s Dulbecco bij 4 ° C en breng op ijs naar het laboratorium voor onmiddellijke verwerking en bereiding van weefsel fragmenten en / of cellen voor xenografting in muizen. </li><li> Met behulp van een steriel pincet, plaatst de tumor monster in een 100 mm x 20 mm petrischaal of een andere geschikte steriele werkvlak. Verdeel de tumormonster in fragmenten van ongeveer 2-3 mm 3 met een No.10 chirurgisch scalpel. Op dit punt, overweeg dan snap-freezing of formaline vaststelling some tumorfragmenten voor andere experimenten of analyses zoals vereist. </li><li> Voor xenografting van tumorfragmenten, plaats enkele van de HCC fragmenten in een of meer microcentrifuge buisjes met Matrigel genoeg om de fragmenten ondergedompeld blijven. Houd deze buizen op ijs. </li><li> Voor de bereiding van een tumorcel suspensie Gebruik de chirurgische scalpel om gehakt de resterende HCC weefsel zoveel mogelijk en meng met 5-10 ml DMEM-F12 in een 50 ml conische buis afhankelijk van het volume van het gehakt weefsel. </li><li> Voeg collagenase type IV en dispase II bij de definitieve concentraties van 200 eenheden / ml en 0,8 eenheden / ml. Pipet het mengsel op en neer en met een pipet 25 ml. </li><li> Sluit de buis en incubeer het mengsel van stap 1,6 bij 37 ° C in een 5% kooldioxide incubator gedurende 30-60 minuten afhankelijk van de zachtheid van het tumorweefsel. Pipetteer de oplossing op en neer een paar keer per 10 minuten om de voortgang van de enzymatische digestie te beoordelen. </li><li> Na diBeheersmaatschappij is voltooid, gaan de tumor oplossing door een 100 um cel zeef. Voorzichtig mash restmateriaal op de cel zeef met behulp van een 25 ml pipet tip om het maximum aantal tumorcellen in staat te passeren. Verzamel de gespannen celsuspensie in een 15 ml conische buis. </li><li> Centrifugeer de tumorcel suspensie bij 1200 rpm gedurende 5 min bij 4 ° C. </li><li> Voorzichtig giet het supernatant. Afhankelijk van de grootte van de korrel, voeg 2,5 ml ijskoude 1x rode bloedcellen (RBC) lysis buffer en voorzichtig pipet op en neer om de pellet te resuspenderen. Blijf op ijs gedurende 5 minuten. </li><li> Add DMEM-F12 tot een totaal volume van 15 ml en centrifugeer bij 1000 rpm gedurende 5 min bij 4 ° C te wassen RBC lysis buffer. </li><li> Voorzichtig decanteren en resuspendeer de RBC-vrije tumorcel pellet in DMEM-F12. </li><li> Tel de levensvatbare cellen met behulp van trypan blauw exclusie handmatig of met een geautomatiseerde celteller. </li><li> Centrifuge tumorcel fracties die het gewenste number cellen voor injectie zoals hierboven beschreven, resuspendeer de verkregen celpellet in 30 ul ijskoude Matrigel en bewaar op ijs. </li></ol> Optioneel: Na stap 1.11, we regelmatig afbrekende menselijke CD45 + cellen (leukocyten) van de bulk tumorcel schorsing en / of zuiveren subsets van tumorcellen met flowcytometrie of immunomagnetische kralen. Gedetailleerde protocollen voor deze technieken zijn goed beschreven door de fabrikanten van de relevante antilichamen, kralen en flowcytometers. Opmerking: De hierboven beschreven protocol kan worden gebruikt om menselijke tumor xenotransplantaten geoogst uit muizen om seriële transplantatie voeren verwerken, vervangende xenograft weefsel voor de primaire menselijke HCC weefsel in stap 1.1. In deze situatie na stap 1.11, we routinematig afbrekende infiltrerende muizencellen van de celsuspensie met een antilichaam tegen muizen histocompatibility antigen H2k. 2.Xenografting Voeren alle dierlijke procedures in overeenstemming met protocollen door de institutionele dier zorg commissie goedgekeurd. De hierin beschreven procedures zijn afgerond onder een specifieke dierproeven protocol door de University Health Network Animal Care Comite in overeenstemming en de naleving van alle relevante wettelijke en institutionele organisaties, voorschriften en richtlijnen goedgekeurd. Apparatuur voor de levering van inhalatie-vluchtige anesthetica voor kleine dieren moeten worden gebruikt volgens de standaard operationele procedures van het dier faciliteit en onderzoeksinstituut. Voer alle chirurgische ingrepen onder aseptische omstandigheden en steriele instrumenten in een klasse II bioveiligheid kast. Gebruik maken van niet-obese diabetische ernstige gecombineerde immunodeficiëntie (NOD / SCID) of NOD / SCID / interleukine 2 receptor gammaketen null (NSG) stammen van muizen van beide geslachten bij 6-8 weken oud (The Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME) 9,10. Dezemuizen moeten worden gehuisvest en in een inrichting die in staat is pathogeenvrije omstandigheden die geschikt zijn voor immunodeficiënte dieren. Bereid muizen voor chirurgie in een kamer toevoeren 5% (v / v) ingeademd isofluraan in 1 L / min zuurstof. Handhaaf anesthesie totdat er verdwijnen van de cornea en teen reflex in het dier (en). Voor subcutane xenografting, scheren een of meer kleine gebieden op het dorsale gedeelte van de dier (en) en reinigen van de huid met 70% ethanol. Voor intrahepatische xenografting, scheren de ventrale thorax en de buik van het dier (en) uit de oksels tot aan de liesstreek en reinigen van de huid met 70% ethanol. 2.1 onderhuidse inplantingen van tumorfragmenten <ol><li> Plaats de verdoofde muis gevoelig handhaven inhalatie isofluraan anesthesie (2% (v / v) in 1 L / min O 2) met een mondstuk. Solliciteer Tear-Gel voor de ogen van het dier te beschermen tegen ernstige verwondingen. </li><li> Steriliseer de dorsale geschoren gebied (en) met Betadinechirurgische scrub gevolgd door 70% ethanol en tenslotte met povidonjood oplossing. </li><li> Maak een 5 mm incisie in de huid met behulp van steriele scherpe schaar. </li><li> Plaats een gesloten stompe schaar voorzichtig in de subcutane ruimte en verspreid zachtjes een zak groot genoeg om een ​​tumor fragment tegemoet te ontwikkelen. </li><li> Plaats de tumor fragment bereid in stap 1.3 in de subcutane pocket met steriele fijne pincet. </li><li> Sluit de incisie in de huid met behulp van hechtingen of clips. </li><li> Zorg postoperatieve zorg aan de muis zoals hieronder beschreven. </li></ol> 2.2 Subcutane injectie van tumorcellen <ol><li> Bereid het dier zoals beschreven in stap 2.1.1 en 2.1.2. </li><li> Laad de schorsing van tumorcellen in Matrigel bereid in stap 1.13 in een insuline spuit met een 29 G 1/2 in de naald. </li><li> Steek de naald in de subcutane ruimte en afvoer van de inhoud van de injectiespuit. Het bevorderen van de naald enkele millimeters langs de onderhuidse vliegtuig weg frOM de huid prikplaats voorkomt lekkage van de tumor celsuspensie uit de prikplaats bij het terugtrekken van de naald. </li><li> Zorg postoperatieve zorg aan de muis zoals hieronder beschreven. </li></ol> 2.3 Intrahepatic Implantatie van tumorfragmenten <ol><li> Met behulp van een 27 G 1/2 in naald op een spuit 1 ml, toedienen 350 ul van steriele fysiologische zoutoplossing subcutaan in het dorsale gedeelte van de hals van het verdoofde dier om te compenseren voor intraoperatieve vochtverlies. Voor analgesie toedienen 350 pi steriele fysiologische zoutoplossing met buprenorfine (0,1 mg / kg) subcutaan op flank van het dier, met een 27 G naald 1/2-in op een 1 ml spuit. </li><li> Plaats de muis in rugligging op een voorverwarmde pad met de neus en mond aan de binnenkant van het mondstuk om onderhoud te leveren inhalatie isofluraananesthesie (2% (v / v) in 1 L / min O 2). </li><li> Verleng de ledematen en zet ze vast met tape om het besturingssysteem oppervlak om de blootstelling van het optimaliserenhet ventrale abdomen en thorax. </li><li> Voer de procedure uit onder een vergrootglas lamp visualisatie te optimaliseren. </li><li> Steriliseer de geschoren huid op de ventrale abdomen en thorax met Betadine chirurgische scrub, gevolgd door 70% ethanol en tenslotte met povidonjood oplossing. </li><li> Met behulp van steriele scherpe schaar, maak een dwarse bilaterale subcostal huidincisie en verdeel de spieren lagen om de buikholte te voeren om een ​​adequate blootstelling van de gehele lever mogelijk te maken. </li><li> Plaats een steek in de huid boven de zwaardvormig proces en zet hem aan het mondstuk met tape om een ​​betere belichting van de lever en de omliggende structuren mogelijk te maken. </li><li> Gebruik twee wattenstaafje applicators grenst en posterior naar de lever om het te stabiliseren. </li><li> Een insnijding 3 mm in lengte en diepte op het oppervlak van de lever met een steriele scalpel nr. 10. </li><li> Onmiddellijk van toepassing Surgicel en zachte druk om de incisie site om hemostase te bereiken; verwijderen na 60-90 secen ga alleen als volledige hemostase is bereikt. </li><li> Plaats een tumor fragment stap 1.3 in de lever incisie met steriele fijn pincet of met een 18 G naald. </li><li> Breng een klein stukje van Surgicel over de lever incisie om verplaatsing van de tumor fragment te voorkomen en te zorgen voor de voortdurende hemostase. </li><li> Sluit de incisie met hechtingen of klemmen. </li><li> Geef postoperatieve zorg zoals hieronder beschreven </li></ol> 2.4 Intrahepatic Implantatie van tumorcellen via directe injectie in de lever <ol><li> Bereid de muis, zoals beschreven in de stappen 2.3.1 tot en met 2.3.7 hierboven. </li><li> Laad de tumorcel suspensie (bereid in stap 1.13) in een insulinespuit met een 29 G 1/2 in de naald. </li><li> Met de lever gestabiliseerd met behulp van een katoenen-applicator, steek de insuline spuit naald in de lever en vooraf de punt een paar millimeter boven de prikplaats aan een subcapsulaire vliegtuig. </li><li> Voorzichtig ontladen van de inhoud van de spuit en tkip kan de naald uit de lever. </li><li> Plaats Surgicel over de prikplaats en druk zachtjes met een wattenstaafje om lekkage van de tumorcel schorsing te voorkomen en om volledige hemostase van toepassing. </li><li> Sluit de incisie met hechtingen of klemmen en geven postoperatieve zorg zoals hieronder beschreven. </li></ol> 2.5 Intrahepatic Xenografting van tumorcellen via injectie in de milt <ol><li> Bereid de muis, zoals beschreven in de stappen 2.3.1 tot en met 2.3.5 hierboven. </li><li> Met behulp van steriele scherpe schaar, maak een 1 cm links subcostal incisie om de buikholte te voeren. </li><li> Gebruik een wattenstaafje de maag craniaal en rechterzijde van het dier teneinde de milt bloot te geven. </li><li> Door het hanteren van de omliggende vetweefsel met steriele dunne atraumatische pincet, leveren de milt in de incisie en plaats een wattenstaafje achter de milt te stabiliseren. </li><li> Met behulp van een 5-0 zijden hechtdraad, plaatseen losse pre-gebonden knoop rond de milt boven de onderste paal. </li><li> Laad de tumorcel suspensie (bereid in stap 1.13) in een insulinespuit met een 29 G 1/2 naald. </li><li> Steek de insulinespuit naald in de onderste pool van de milt en vooraf het verleden het niveau van de losse pre-gebonden knoop. </li><li> Langzaam ontladen van de inhoud van de spuit, de naald uit de milt, en draai de knoop om lekkage van de geïnjecteerde tumorcel schorsing te voorkomen. </li><li> Plaats de milt in de peritoneale holte. </li><li> Sluit de incisie met hechtingen of klemmen en geven postoperatieve zorg zoals hieronder beschreven. </li></ol> 2.6 Gedeeltelijke hepatectomy te faciliteren Intrahepatic Engraftment van Human tumorweefsel <ol><li> Bereid de muis, zoals beschreven in de stappen 2.3.1 tot en met 2.3.7. </li><li> Met steriele scherpe schaar, verdeel de falciform ligament verbonden aan de mediaan kwab van de lever. </li><li> Met behulp van een wattenstaafje, mobiliserende linker kwab van de lever en de positie van een losse pre-gebonden knoop van 5-0 zijden hechtdraad rond de linker kwab. Vooraf de losse knot zo dicht mogelijk naar de bilio-vaatsteel van de linker kwab en draai de knoop. </li><li> Accijnzen de linker kwab distaal van de ligatuur met steriele schaar, waardoor een kleine stomp om slippen van de knoop en de daaropvolgende bloeding te voorkomen. </li><li> Met een soortgelijke techniek, afbinden en resect de meeste mediaan kwab van de lever, de galblaas vermijden. </li><li> Gebruik Surgicel en druk zachtjes met een wattenstaafje langs de snijvlakken van de leverparenchym om volledige hemostase. </li><li> Voor intrahepatische xenografting van een tumor fragment of tumorcellen, verder met de stappen 2.3.8 tot 2.3.11 en 2.4.2 tot 2.4.5 zoals hierboven beschreven. </li><li> Voor intrahepatische xenografting van tumorcellen via milt injectie, gebruik maken wattenstaafje applicators om voorzichtig weerspiegelen de maag craniaal en rechterzijde van het dier, exposing de milt. Ga verder met stappen 2.5.4 tot 2.5.9 zoals hierboven beschreven. </li><li> Sluit de incisie met hechtingen of klemmen en geven postoperatieve zorg zoals hieronder beschreven. </li></ol> 2.7 postoperatieve zorg <ol><li> Verwijder de muis uit de inhalatie-anaesthesie mondstuk. </li><li> Plaats de muis in een kooi onder een warmtelamp voor ongeveer 20 minuten totdat hersteld van anesthesie en volledig mobiliseren. </li><li> Herhaal de buprenorfine dosis elke 8-12 uur gedurende het eerste postoperatieve dagen 2-3. </li></ol>

<ol><li>El-Serag, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hepatocellular+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22N.+Engl.+J.+Med%22%5BJournal%5D)">Hepatocellular carcinoma.</a> N. Engl. J. Med. 365, 1118-1127 (2011).</li>
<li>Li, Y., Tang, Z. Y., Hou, J. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hepatocellular+carcinoma%3A+insight+from+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Gastroenterol+Hepatol%22%5BJournal%5D)">Hepatocellular carcinoma: insight from animal models.</a> Nat. Rev. Gastroenterol Hepatol. 9, 32-43 (2012).</li>
<li>Tateishi, R., Omata, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hepatocellular+carcinoma+in+2011%3A+Genomics+in+hepatocellular+carcinoma--a+big+step+forward%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Gastroenterol+Hepatol%22%5BJournal%5D)">Hepatocellular carcinoma in 2011: Genomics in hepatocellular carcinoma--a big step forward.</a> Nat. Rev. Gastroenterol Hepatol. 9, 69-70 (2012).</li>
<li>Hoshida, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+classification+and+novel+targets+in+hepatocellular+carcinoma%3A+recent+advancements%5BTitle%5D)+AND+%22Semin.+Liver+Dis%22%5BJournal%5D)">Molecular classification and novel targets in hepatocellular carcinoma: recent advancements.</a> Semin. Liver Dis. 30, 35-51 (2010).</li>
<li>Ji, J., Wang, X. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+implications+of+cancer+stem+cell+biology+in+hepatocellular+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22Semin.+Oncol%22%5BJournal%5D)">Clinical implications of cancer stem cell biology in hepatocellular carcinoma.</a> Semin. Oncol. 39, 461-472 (2012).</li>
<li>Villanueva, A., Hernandez-Gea, V., Llovet, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Medical+therapies+for+hepatocellular+carcinoma%3A+a+critical+view+of+the+evidence%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Gastroenterol+Hepatol%22%5BJournal%5D)">Medical therapies for hepatocellular carcinoma: a critical view of the evidence.</a> Nat Rev Gastroenterol Hepatol. , (2012).</li>
<li>Jin, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patient-derived+human+tumour+tissue+xenografts+in+immunodeficient+mice%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Transl.+Oncol%22%5BJournal%5D)">Patient-derived human tumour tissue xenografts in immunodeficient mice: a systematic review.</a> Clin. Transl. Oncol. 12, 473-480 (2010).</li>
<li>Sausville, E. A., Burger, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contributions+of+human+tumor+xenografts+to+anticancer+drug+development%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Contributions of human tumor xenografts to anticancer drug development.</a> Cancer Res. 66, 3351-3354 (2006).</li>
<li>Shultz, L. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+defects+in+innate+and+adaptive+immunologic+function+in+NOD%2FLtSz-scid+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Multiple defects in innate and adaptive immunologic function in NOD/LtSz-scid mice.</a> J. Immunol. 154, 180-191 (1995).</li>
<li>Ohbo, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+hematopoiesis+in+mice+with+a+truncated+mutant+of+the+interleukin-2+receptor+gamma+chain%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Modulation of hematopoiesis in mice with a truncated mutant of the interleukin-2 receptor gamma chain.</a> Blood. 87, 956-967 (1996).</li>
<li>Fiebig, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+in+vivo+imaging+of+the+murine+liver%3A+a+micro-computed+tomography-based+anatomical+study%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional in vivo imaging of the murine liver: a micro-computed tomography-based anatomical study.</a> PLoS One. 7, e31179(2012).</li>
<li>Masters, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+cancer+cell+lines%3A+fact+and+fantasy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Mol.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Human cancer cell lines: fact and fantasy.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 1, 233-236 (2000).</li>
<li>Yamashita, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EpCAM-positive+hepatocellular+carcinoma+cells+are+tumor-initiating+cells+with+stem%2Fprogenitor+cell+features%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">EpCAM-positive hepatocellular carcinoma cells are tumor-initiating cells with stem/progenitor cell features.</a> Gastroenterology. 136, 1012-1024 (2009).</li>
<li>Ma, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((miR-130b+Promotes+CD133%28%2B%29+liver+tumor-initiating+cell+growth+and+self-renewal+via+tumor+protein+53-induced+nuclear+protein+1%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Stem+Cell%22%5BJournal%5D)">miR-130b Promotes CD133(+) liver tumor-initiating cell growth and self-renewal via tumor protein 53-induced nuclear protein 1.</a> Cell Stem Cell. 7, 694-707 (2011).</li>
<li>Yang, Z. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Significance+of+CD90%2B+cancer+stem+cells+in+human+liver+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Cell%22%5BJournal%5D)">Significance of CD90+ cancer stem cells in human liver cancer.</a> Cancer Cell. 13, 153-166 (2008).</li>
<li>Park, Y. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neoangiogenesis+and+sinusoidal+%22capillarization%22+in+dysplastic+nodules+of+the+liver%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Surg.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Neoangiogenesis and sinusoidal "capillarization" in dysplastic nodules of the liver.</a> Am. J. Surg. Pathol. 22, 656-662 (1998).</li>
<li>Sigurdson, E. R., Ridge, J. A., Kemeny, N., Daly, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+and+liver+drug+uptake+following+hepatic+artery+and+portal+vein+infusion%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Oncol%22%5BJournal%5D)">Tumor and liver drug uptake following hepatic artery and portal vein infusion.</a> J. Clin. Oncol. 5, 1836-1840 (1987).</li>
<li>Mitchell, C., Willenbring, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+reproducible+and+well-tolerated+method+for+2%2F3+partial+hepatectomy+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protoc%22%5BJournal%5D)">A reproducible and well-tolerated method for 2/3 partial hepatectomy in mice.</a> Nat. Protoc. 3, 1167-1170 (2008).</li>
<li>Michalopoulos, G. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver+regeneration+after+partial+hepatectomy%3A+critical+analysis+of+mechanistic+dilemmas%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Liver regeneration after partial hepatectomy: critical analysis of mechanistic dilemmas.</a> Am. J. Pathol. 176, 2-13 (2010).</li>
<li>Zhang, D. Y., Friedman, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fibrosis-dependent+mechanisms+of+hepatocarcinogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Fibrosis-dependent mechanisms of hepatocarcinogenesis.</a> Hepatology. 56, 769-775 (1002).</li>
<li>Chen, K., Ahmed, S., Adeyi, O., Dick, J. E., Ghanekar, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+solid+tumor+xenografts+in+immunodeficient+mice+are+vulnerable+to+lymphomagenesis+associated+with+Epstein-Barr+virus%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Human solid tumor xenografts in immunodeficient mice are vulnerable to lymphomagenesis associated with Epstein-Barr virus.</a> PLoS One. 7, e39294(2012).</li>
</ol>

De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende financiële belangen.

We hebben verschillende technieken beschreven subcutane en intrahepatische menselijke HCC xenograften vaststellen immunodeficiënte muizen die kan worden toegepast op een grote verscheidenheid van experimentele vragen en assays. Terwijl subcutane xenotransplantaten zijn op grote schaal gebruikt om verschillende aspecten van HCC studie biologie worden intrahepatische xenotransplantaten zelden in de literatuur beschreven. Verder is de meeste studies die het gebruik van xenotransplantaten zijn gegenereerd uit deze gevestigd...

Hepatocellulair carcinoom (HCC) is de vijfde meest voorkomende kanker wereldwijd en de snelst toenemende oorzaak van overlijden door kanker in Noord-Amerika. De meest voorkomende risicofactor voor HCC is levercirrose, meest voorkomende door chronische virale hepatitis, alcoholmisbruik, auto-immuunziekte, of erfelijke metabole stoornissen 1. Ondanks de zware lasten van ziekte HCC op populaties wereldwijd, is de pathofysiologie van HCC relatief slecht begrepen in vergelijking met andere gemeenschappelijke kanker, zoals colorectale, borst-of prostaatkanker. Bijvoorbeeld, specifieke moleculaire en cellulaire gebeurtenissen rijden tumorigenesis blijven duidelijk worden omschreven 2. Net als de meeste andere vaste epitheliale tumoren, hebben genomische benaderingen geopenbaard heterogeniteit in de afwijkingen in verband met HCC 3. Een aantal studies verstoorde activiteit van een verscheidenheid van signalerende wegen betrokken bij celproliferatie, sur geopenbaardVival, differentiatie, en angiogenese 4. Bovendien is de rol van kanker stamcellen in HCC pathobiology nog worden opgehelderd 5. Met een beperkt begrip van HCC pathofysiologie, heeft het arsenaal van effectieve therapieën voor HCC ook relatief beperkt gebleven. Vroeg stadium patiënten met tumoren beperkt tot de lever zijn kandidaten voor curatieve therapie met tumor ablatie of chirurgische resectie, maar herhaling is gemeenschappelijk. Bij patiënten met gevorderde ziekte, chemotherapie en straling van beperkte werkzaamheid en worden voornamelijk gebruikt voor ziektebestrijding palliatieve intentie 6. Hoge kwaliteit in vivo experimentele modellen van menselijke HCC bieden dus een waardevol platform voor veelgevraagde basisonderzoek naar de pathofysiologie van menselijke HCC en voor evaluatie van nieuwe therapeutische benaderingen. Vergeleken met het gebruik van cellijnen of zeer gedefinieerde muismodellen, xenografts van primary menselijke tumoren in immunodeficiënte muizen hebben ontpopt als waardevolle instrumenten voor dergelijke studies, omdat ze in staat zijn recapituleren de menselijke ziekte met hoge getrouwheid, terwijl ook het vastleggen van de heterogeniteit die aanwezig binnen en tussen verschillende patiënten 7,8 is zijn. Daartoe hebben we verschillende methoden menselijke HCC xenograften vaststellen immunodeficiënte muizen ontwikkelden. Terwijl de meerderheid van de gepubliceerde studies met HCC xenograften beschrijven het gebruik van gevestigde menselijke HCC cellijnen voor dit doel, hebben we ons gericht op het optimaliseren van onze analyses te xenograften uit primaire HCC specimens verkregen onmiddellijk na chirurgische resectie van patiënten te genereren. Verschillende xenografting technieken kan nodig zijn voor verschillende wetenschappelijke toepassingen. Bijvoorbeeld, subcutane xenotransplantaten gegenereerd tumorfragmenten snel tot zijn gemakkelijk gevolgd, en meer geschikt voor plaatselijke toediening van nieuwe geneesmiddelen met handigmonitoring van de tumor respons. Intrahepatische xenotransplantaten belangrijker zijn voor studies met betrekking tot de rol van de lever micromilieu in HCC biologie. Xenotransplantaten gegenereerd uit tumorcellen suspensies nodig zijn voor de identificatie en karakterisatie van tumor-initiërende cel subsets of experimenten die in vitro manipulatie van tumorcellen voorafgaand aan xenotransplantatie. We hebben dus ontwikkeld en gevalideerd de volgende protocollen om subcutaan of intrahepatische xenograften vestigen van celsuspensies of tumor fragmenten afkomstig uit primaire menselijke HCC exemplaren.

<table><tbody><tr><td>Dulbecco&#8217;s Mod. Eagle Medium/Ham&#8217;s F12 50/50 Mix x1(DMEM-F12) </td><td>WISENT Bioproducts</td><td>319-075-CL</td><td></td></tr><tr><td> Collagenase TypeIV</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C5138</td><td></td></tr><tr><td> Dispase II </td><td>Stemcell Technologies</td><td>7923</td><td></td></tr><tr><td> Matrigel Matrix</td><td>Becton-Dickinson Biosciences</td><td>354234</td><td></td></tr><tr><td> 10 % Buffered Formalin solution</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>HT501128</td><td></td></tr><tr><td>0.9 % Saline Solution (NaCl), steriel</td><td>House Brand</td><td>1011-L8001</td><td></td></tr><tr><td>Betadine chirurgisch scrub</td><td>Purdue Pharma</td><td>NPN 00158313</td><td></td></tr><tr><td> Buprenorfine (Temegesic) NR 0.3 mg/ml</td><td>Reckitt Benckiser</td><td></td><td></td></tr><tr><td> Isofluraan USP, 99,9 %, inhalatieanestheticum</td><td>Pharmaceutical Partners of Canada Inc.</td><td>M60302</td><td></td></tr><tr><td>Tear-Gel </td><td>Novartis Pharmaceuticals</td><td></td><td></td></tr><tr><td> Frozen section compound </td><td>VWR</td><td>95057-838</td><td></td></tr><tr><td> Cryomold, Tissue -Tek </td><td>Sakura Finetek</td><td>4566</td><td></td></tr><tr><td> Precision Glide Naald 18G 1 &#189; </td><td>Becton-Dickinson Biosciences</td><td>305196</td><td></td></tr><tr><td> Precision Glide Naald 27G &#189; </td><td>Becton-Dickinson Biosciences</td><td>305109</td><td></td></tr><tr><td> Insuline spuit, 3/10 cc U-100, 29G&#189; </td><td>Becton-Dickinson Biosciences</td><td>309301</td><td></td></tr><tr><td> Chirurgisch mesje Nr.10</td><td>Feather Safety Razor Co.</td><td>08-916-5A</td><td></td></tr><tr><td> #5-0 Zachte zijde chirurgische hechtdraad, 3/8" taps toelopende naald </td><td>Syneture</td><td>VS-880</td><td></td></tr><tr><td> Transpore chirurgisch tape</td><td>3M Health care</td><td>1577-1</td><td></td></tr><tr><td> Katoenen applicator </td><td>Medpro</td><td>018-425</td><td></td></tr><tr><td> Surgicel, geoxideerde geregenereerde cellulose</td><td>Ethicon</td><td>1951</td><td></td></tr><tr><td> Celzeven 100 &#956;m nylon</td><td>Becton-Dickinson Biosciences</td><td>352360</td><td></td></tr><tr><td> Vergrootlicht met mobiele basis</td><td>Benson medical Industries Inc.</td><td>model: RLM-CLT-120V</td><td></td></tr><tr><td>Petrischaal sterieel 100x20 mm </td><td>Sarstedt</td><td>821474</td><td></td></tr><tr><td> Weefseltang, 1x2 tanden, 4-1/2"</td><td>Almedic</td><td>A10-302</td><td></td></tr><tr><td> Adson dressingtang 4-3/4"</td><td>Almedic</td><td>A10-220</td><td></td></tr><tr><td> Oogdressingtang, gekarteld, recht, 4" </td><td>Almedic</td><td>A19-560</td><td></td></tr><tr><td> Hartman Hemostatische forceps, gebogen, 3-1/2" </td><td>Almedic</td><td>A12-142</td><td></td></tr><tr><td> Iris schaar, gebogen, 4-1/4"</td><td>Almedic</td><td>A8-690</td><td></td></tr><tr><td> Iris schaar, recht, 4-1/2" </td><td>Almedic</td><td>A8-684</td><td></td></tr><tr><td> Olsen-Hegan naaldhouder, 5-1/2" </td><td>Almedic</td><td>A17-228</td><td></td></tr></tbody></table>

generatie van subcutane en intrahepatic human hepatocellular carcinoom xenografts in immunodeficiënte muizen

Generation of Subcutaneous and Intrahepatic Human Hepatocellular Carcinoma Xenografts in Immunodeficient Mice

In vivo experimentele modellen van hepatocellulair carcinoom (HCC) dat de menselijke ziekte recapituleren een waardevol platform voor onderzoek naar de ziekte van pathofysiologie en voor de preklinische evaluatie van nieuwe therapieën. We presenteren verschillende methoden voor subcutane of orthotopisch menselijke HCC xenograften in immuundeficiënte muizen die kunnen worden gebruikt in diverse onderzoekstoepassingen genereren. Met een focus op het gebruik van primaire tumorweefsel van patiënten die chirurgische resectie als uitgangspunt beschrijven we de bereiding van celsuspensies of tumorfragmenten voor xenografting. We beschrijven specifieke technieken om deze weefsels i) subcutane xenograft, of ii) intrahepatisch, hetzij door directe implantatie van tumorcellen of fragmenten in de lever, of indirect door injectie van de cellen in de muis milt. We hebben het gebruik van partiële resectie van de natieve muizenlever beschrijven ook bij de xenografting als strategie ominduceren een staat van actieve lever regeneratie in de ontvanger muis die de intrahepatische innesteling van primaire menselijke tumorcellen kan vergemakkelijken. De verwachte resultaten van deze technieken worden geïllustreerd. De beschreven protocollen zijn gevalideerd met primaire menselijke HCC monsters en xenografts, die typisch minder krachtig dan de gevestigde humane HCC cellijnen die verspreid zijn en vaak aangehaald in de literatuur voeren. In vergelijking met cellijnen, bespreken we de factoren die kunnen bijdragen tot de relatief lage kans op primaire HCC innesteling in xenotransplantatie modellen en commentaar op technische problemen die de kinetiek van xeno-groei kan beïnvloeden. We stellen ook voor methoden die moeten worden toegepast om ervoor te zorgen dat xenograften verkregen nauwkeurig lijken ouder HCC weefsels.

Figuur 3 toont het typische uiterlijk van een subcutane menselijke HCC xenograft en de overeenkomstige histopathologische verschijnen van de tumor. De ontwikkeling en groei van subcutane xenografts kan gemakkelijk gevolgd worden door dagelijkse behandeling van ontvangende muizen. Het tijdsinterval tussen xenografting en ontwikkeling van een tumor kan sterk variëren afhankelijk van het type weefsel (tumor fragment versus celsuspensie), bron van weefsel (primaire bloedmonster, passage xenograft of cellijn...

Menselijke tumorxenotransplantaten in immunodeficiënte muizen zijn waardevolle instrumenten om kanker biologie studeren. Specifieke protocollen voor subcutane en intrahepatische xenograften uit menselijke hepatocellulair carcinoom cellen of tumorfragmenten genereren worden beschreven. Leverregeneratie geïnduceerd door gedeeltelijke hepatectomie in ontvangende muizen wordt gepresenteerd als een strategie om intrahepatische engraftment vergemakkelijken.

Generatie van subcutane en Intrahepatic Human Hepatocellular carcinoom Xenografts in immunodeficiënte muizen

In  vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate  the human disease provide a valuable platform for research into disease  ...

Het algemene doel van deze procedure is het genereren van subcutane of intrahepatische xenografts van humaan hepatocellulair carcinoom (HCC) in immuundeficiënte muizen. Dit wordt bereikt door eerst tumorfragmenten of een suspensie van enkelvoudige cellen voor te bereiden uit een vers humaan HCC-specimen voor implantatie in de muizen voor subcutane xenografts. De volgende stap is het injecteren van tumorcellen of het implanteren van tumorfragmenten in een subcutane dorsale pocket voor intrahepatische xenografts.De volgende stap is het injecteren van tumorcellen in de milt of lever, of het direct implanteren van tumorfragmenten in de lever in de laatste stap. De dieren worden gedurende enkele weken geobserveerd totdat er tumoren ontstaan. Uiteindelijk kunnen de humane HCC-xenografts worden gebruikt om diverse aspecten van de tumobiologie te bestuderen, waaronder de mechanismen van tumorigenese en de respons op nieuwe therapieën.Het belangrijkste voordeel van deze techniek ten opzichte van bestaande methoden, zoals het uitsluitend gebruik van cellijnen of subcutane xenotransplantaten, is dat de primaire humane leverkankermonsters en patiëntafgeleide intrahepatische xenotransplantaten met deze techniek een realistischer biologisch model van het humane hepatocellulaire carcinoom bieden. De procedure voor de subcutane implantatie van de tumorfragmenten wordt gedemonstreerd door Sharif Ahmed, een postdoctoral research scientist uit mijn laboratorium. Plaats eerst de geanestheseerde muis in buikligging, waarbij de inhalatierisofluraan-anesthesie met een mondstuk wordt gehandhaafd.Breng traangel aan om de ogen van het dier te beschermen tegen traumatisch letsel, en steriliseer vervolgens het geschoren dorsale gebied met Betadine chirurgische scrub, gevolgd door 70% ethanol en tot slot met een povidonjodiumoplossing. Maak daarna met een scherp schaartje een incisie van vijf millimeter in de huid. Steek de punt van een gesloten stomp schaartje in de subcutane ruimte en open de schaar voorzichtig om een pocket te creëren die groot genoeg is voor een tumorfragment.Gebruik vervolgens een fijn pincet om het tumorfragment in de subcutane pocket in te brengen en sluit de incisie met clips nadat het fragment is geplaatst, vlak voor de injectie van de suspensie van tumorcellen in matrigel met een insulinespuit voorzien van een 29 gauge naald van een halve inch. Steek vervolgens de naald in de subcutane ruimte van een geanestheseerd en geschoren dier, voer de naald enkele millimeters langs het subcutane vlak weg van de punctieplaats en spuit de inhoud van de spuit leeg. Om het dier voor te bereiden op transplantatie van humaan tumorweefsel, begint u met het subcutaan toedienen van 350 µL steriele normale zoutoplossing met een 27 gauge naald van een halve inch op een spuit van 1 mL in het ruggedeelte van de nek van een geanestheseerd dier, om preventief te compenseren voor eventueel intraoperatief vloeistofverlies.Anestheseer vervolgens de muis in rugligging op een voorverwarmde mat, strek de ledematen van het dier en zet deze met tape vast op het operatievlak om de blootstelling van de ventrale buik en thorax te optimaliseren. Plaats een vergrootglaslamp boven het dier en steriliseer vervolgens de geschoren huid op de ventrale buik en thorax zoals zojuist gedemonstreerd. Maak met een schaar een transversale bilaterale subcostale huidincisie en scheid vervolgens de spierlagen om de gehele lever bloot te leggen.Plaats een hechting in de huid boven het xiphoïd proces en bevestig deze met tape aan het mondstuk om een betere blootstelling van de lever en de omliggende structuren mogelijk te maken. Stabiliseer vervolgens de lever met twee wattenstaafjes naast en posterior van het weefsel. Gebruik daarna een scherpe schaar om het ligamenti falciforme dat aan de mediane lob van de lever is bevestigd, door te snijden.Mobiliseer de linkerlob van de lever met een wattenstaafje en plaats een losse, voorbereide knoop van 5-0 zijden hechtdraad rond de lob. Schuif de knoop zo dicht mogelijk naar de bipedikel van de linkerlob en trek deze vervolgens aan. Gebruik daarna een schaar om de lob distaal van de ligatuur te excideren, waarbij een klein stompje wordt achtergelaten om afglijden van de knoop en daaropvolgende bloedingen te voorkomen.Gebruik een vergelijkbare techniek om het grootste gedeelte van de mediane leverlob af te binden en te resecteren, en gebruik vervolgens Surgicel en lichte druk met een wattenstaafje langs de gesneden oppervlakken van het leverparenchym om volledige hemostase te bereiken. Voer ten slotte een intrahepatische xenograft uit van een tumorfragment of tumorcellen, of een intrahepatische xenograft van tumorcellen via splenische injectie, zoals gedemonstreerd in de volgende secties. Gebruik voor de intrahepatische implantatie van tumorfragmenten een scalpelblad nummer 10 om eerst een incisie van drie millimeter lengte en diepte op het leveroppervlak te maken.Breng vervolgens onmiddellijk surgicel aan en oefen gedurende 60 tot 90 seconden lichte druk uit op de incisieplaats om hemostase te bereiken. Wanneer volledige hemostase is bereikt, gebruik dan een fijne pincet om een tumorfragment in de leverincisie te plaatsen. Breng daarna een klein stukje surgicel over de incisie aan voor hepatische implantatie van tumorcellen via directe injectie in de lever. Steek een insulinespuitnaald, gevuld met de tumorsuspensie, in de blootgestelde lever en voer de punt enkele millimeters voorbij de punctieplaats langs het subcapsulaire vlak naar voren.Ontleeg de inhoud van de spuit voorzichtig en verwijder de naald uit de lever. Plaats vervolgens Surgicel over de punctieplaats en oefen met een wattenstaafje lichte druk uit om lekkage van de tumorcel-suspensie te voorkomen en om volledige hemostase te bereiken voor intrahepatische xenograft van tumorcellen via injectie in de milt. Positioneer de muizen in rechterzijdige zijligging en maak met een schaar een incisie van één centimeter in de linker subcostale regio om de peritoneale holte te betreden.Gebruik vervolgens een wattenstaafje om de maag craniaal naar de rechterzijde van het dier te reflecteren. Om de milt bloot te leggen, hanteert u het omringende vetweefsel met een fijne atraumatische pincet, brengt u de milt in de incisie en plaatst u een wattenstaafje achter de milt om het weefsel te stabiliseren. Gebruik nu een 5-0 zijden hechtdraad om een losse preprint-knoop rond de milt boven de onderste pool te plaatsen.Steek een met een tumorcel-suspensie gevulde insulinespuitennaald in de onderpool van de milt en breng deze verder naar voren tot voorbij het niveau van de losse, voorbereide knoop. Ontlaad vervolgens langzaam de inhoud van de spuit, verwijder de naald uit de milt en trek de knoop aan om lekken van de geïnjecteerde celsuspensie te voorkomen. Plaats de milt tot slot terug in de peritoneale holte.Op deze afbeelding is een leverresectiepreparaat te zien van een patiënt met HCC die geen adjuvante therapie tegen de tumor had ontvangen. Het witte kader geeft een levensvatig deel van de tumor aan nabij de periferie dat is verkregen voor een xenograft. De ontwikkeling en groei van subcutane xenografts kunnen eenvoudig worden gemonitord door dagelijkse inspectie van de recipientmuizen.Er wordt bijvoorbeeld het typische uiterlijk van een subcutaan menselijk HCC-xenograft getoond, dat visueel duidelijk te onderscheiden is van het omringende weefsel, samen met het overeenkomstige histopathologische uiterlijk van de tumor. De histologie van de tumor vertoont de typische kenmerken van HCC, waaronder hepatocytachtige cellen met nucleaire AIA en een hoge kern-cytoplasmaverhouding, de afwezigheid van portale tracks en vervormde trabeculae met een toegenomen dikte van de hepatocellulaire platen. In deze afbeeldingen worden het typische uiterlijk van een intrahepatisch menselijk HCC-xenograft, verkregen door directe implantatie van tumorweefsel in de lever, en dat verkregen door injectie van tumorcellen in de milt getoond, waarbij de intraparenchymale tumoren in elke afbeelding zijn aangegeven met de zwarte pijl.Deze histologische sectie door de rand van een intrahepatische xenograft toont de typische kenmerken van menselijk HCC en de aangrenzende normale muizenlever. De tabel vat de tumor-engraftmentpercentages samen die zijn behaald na implantatie van primaire menselijke hepatocellulair carcinoomweefsels in immuundeficiënte muizen. Met gebruik van de zojuist gedemonstreerde verschillende technieken voor elke implantatiemethode, weerspiegelt de noemer van het tumor-takepercentage een uniek menselijk HCC-monster.Deze gegevens tonen aan dat voor primaire menselijke HCC-weefsels de subcutane transplantatiepercentages lager zijn dan de percentages van intrahepatische transplantatie die worden bereikt door intrasplenische injectie van tumorcellen of intrahepatische implantatie van tumorfragmenten, en dat een partiële hepatectomie de intrahepatische transplantatie lijkt te bevorderen. Bij het uitvoeren van deze procedure is het belangrijk om steriele technieken toe te passen en volledige hemostase te bereiken, aangezien kleine, zes tot acht weken oude immuungecompromitteerde muizen vatbaar zijn voor infecties en zelfs een kleine hoeveelheid postoperatieve bloedingen mogelijk niet overleven.

generation-subcutaneous-intrahepatic-human-hepatocellular-carcinoma

Research

JoVE Journal

Medicine

Geneeskunde

This video demonstrates an assay to generate a humanized xenograft mouse model. An immunocompromised mouse is injected with cyclophosphamide to cause immune cell depletion. Patient-derived tumor cells mixed with human peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) in a hydrogel are subcutaneously injected into the mouse, forming a tumor with infiltrating T cells.

A Technique to Generate a Human PBMC-Engrafted Humanized Xenograft Mouse Model

De metastatische verspreiding van kanker de belangrijkste oorzaak van kankersterfte. Wij bieden een uitgebreide beschrijving van ons overleven chirurgie methodologie voor de oprichting van een "patiënt-achtige" orthotoop syngeen muis modelsysteem voor het bestuderen van de mechanismen van metastase in vaste orgel tumoren.

Een &quot;Patiënt-Like&quot; Orthotope Syngene Mouse Model van Hepatocellular carcinoom metastase

Hier presenteren we een nieuw model van een gehumaniseerde muizenlever, gegenereerd in Alb-toxinereceptor-gemedieerde cel-knockout (TRECK)/SCID-muizen na de transplantatie van onvolgroeide en uitbreidbare menselijke hepatische stamcellen.

Genereren van een gehumaniseerd muis lever met behulp van menselijke lever stamcellen

We hebben een protocol voor het uitvoeren van gedeeltelijke hepatectomy (PHx) en cel transplantatie via milt in KNIPOOG beschreven. SCID (NOD. CB17-Prkdcscid/j) muizen. In dit protocol wordt een incisie gemaakt bloot en resect de linker kwab van de lever, gevolgd door een andere snede voor intrasplenic transplantatie van cellen.

Intrasplenic transplantatie van hepatocyten na gedeeltelijke Hepatectomy in KNIPOOG. SCID muizen

Hier presenteren we een protocol voor het genereren van een menselijke lever chimeer muismodel van familiale hypercholesterolemie met behulp van menselijke geïnduceerde pluripotente stamcel afkomstige hepatocyten. Dit is een waardevol model voor het testen van nieuwe therapieën voor hypercholesterolemie.

Een familiale hypercholesterolemie menselijke lever chimeer muismodel met behulp van geïnduceerde pluripotente stamcel afkomstige hepatocyten

Dit protocol biedt een betrouwbare methode om gehumaniseerde muizen te vestigen met zowel menselijk immuunsysteem als levercellen. Dubbele gereconstitueerde immunodeficiënte muizen bereikt via intrasplenische injectie van humane hepatocyten en CD34+ hematopoietische stamcellen zijn vatbaar voor humaan immunodeficiëntie virus-1 infectie en even leverschade zoals waargenomen in HIV-geïnfecteerde patiënten.

Oprichting van de dubbele gehumaniseerde TK-nog muis model voor HIV-geassocieerde lever pathogenese

Hier beschrijven we de ontwikkeling van een klinisch relevant muriene model van leverkanker die de typische immuunkenmerken van hepatocellulaire kanker (HCC) recapituleren.

Een oncogene hepatocyte-geïnduceerde Orthotopic muis model van hepatocellulaire kanker ontstaan in de setting van leverontsteking en fibrose

Orthotopic humane lever gemetastaseerde ukalfs melanoom xenotransplantaatmodellen is Muismodellen werden gemaakt met behulp van chirurgische orthotopic implantatie technieken met patiënt-afgeleide tumor Brok en naald injectietechnieken met gekweekte menselijke ukalfs melanoom cellijnen.

Generatie van een lever Orthotopic humaan Ukalfs melanoom xenograft platform in Immunodeficiënte muizen

Hier presenteren we een protocol om orthotopische hepatocellulaire carcinoom xenografts met en zonder ligatie van de leverslagader te creëren en niet-invasieve positronemissietomografie (PET) beeldvorming van tumorhypoxie uit te voeren met behulp van [18 F] Fluoromisonidazol ([18 F] FMISO) en [18 F] Fluorodeoxyglucose ([18F] FDG).

Niet-invasieve PET/MR-beeldvorming in een orthotopisch muismodel van hepatocellulair carcinoom

Organoïden die worden gegenereerd uit tumoren van patiënten worden orthotopisch in de lever van de muis geïnjecteerd. De resectie van niet-tumorachtig leverweefsel leidt tot een regeneratieve omgeving in het leverweefsel waar de tumor zich bevindt.

Een van patiënten afgeleide organoïde xenotransplantaatmodel voor hepatocellulaire kanker om de impact van leverregeneratie op tumorgroei te onderzoeken

Leer hoe je subcutane en intrahepatische humane hepatocellulair carcinoom xenografts genereert in immuundeficiënte muizen. Deze methode maakt realistisch onderzoek naar tumorbiologie en respons op therapieën mogelijk.

Generatie van subcutane en Intrahepatic Human Hepatocellular carcinoom Xenografts in immunodeficiënte muizen

Meer video's verkennen