17 november 2013
Microfluïdische zuurstofcontrole biedt meer dan alleen gemak en snelheid ten opzichte van hypoxische kamers voor biologische experimenten. Vooral wanneer geïmplementeerd via diffusie door een membraan, kan microfluïdische zuurstof gelijktijdige vloeistof- en gasfase-modulaties op microschaalniveau bieden. Deze techniek maakt dynamische multi-parametrische experimenten mogelijk, die cruciaal zijn voor het bestuderen van eilandjespathofysiologie.
Het algemene doel van deze procedure is om minuten geschaalde intermitterende hypoxie toe te passen op micro geschaalde pancreas-oogjes om voorwaardeneffecten te onderzoeken. Dit wordt bereikt door eerst een multimodaal microfluïdisch apparaat te fabriceren met een dunne gasdoorlatende membraan. De tweede stap is het creëren van een geautomatiseerd zuurstofmodulatiesysteem.
Vervolgens worden oogjes zorgvuldig in het apparaat geladen en vervolgens worden vloeistof en zuurstof microfluidische systemen aangesloten. De laatste stap is het coördineren van microscopie met de multimodaal microfluidische systemen om de oogparameters te visualiseren die veranderen tijdens de zuurstofmodulatie. Uiteindelijk wordt de oogje, intermitterende hypoxie techniek gebruikt om aan te tonen dat de glucoserespons duidelijk verminderd is in hypoxie.
Terwijl temporele modulaties van hypoxie oogjes kunnen trainen om met minder beperking te reageren. Het belangrijkste voordeel van deze techniek boven bestaande methoden zoals opgelost zuurstof of het gebruik van een hypoxische kamer, is dat nauwkeurige. Zuurstofconcentratie zou in snelle, minuscule tijdsintervallen aan de oogleden kunnen worden afgeleverd zonder schuurstress van ingewikkelde stromingen.
Het maakt ook real-time monitoring mogelijk met vloer en microscopie. Deze master kan helpen bij het beantwoorden van sleutelvraagstukken in het Alli-transplantatieveld, zoals het definiëren van hypoxische beperkingen op transplantatieplaatsen of conditioneringsregimes om transplantatieresultaten te verbeteren. Dus deze methode kan inzicht bieden in Alli-hypoxie.
Het kan ook worden toegepast op andere weefsels en systemen zoals het centrale zenuwstelsel, hartweefsels, de nieren en andere transplantaatorganen. Videodemonstratie van deze methode is van cruciaal belang omdat veel van de apparaatfabriek en oogjesverwerking. De stappen zijn moeilijk te leren vanwege de nieuwe interdisciplinaire aard van de techniek, maar inherent de uitdagende of vertrouwde Begin met het fabriceren van de deklaag van het microfluïdische apparaat.
Om dit te bereiken, giet DGAs vooraf gemengde PDMS tot een hoogte van 1,5 millimeter in een lege Petri-schaal en laat het twee uur uitharden bij 80 graden Celsius. Vervolgens wordt de glucosemicrofluidische laag gefabriceerd met de proefondervindelijke proefondervindelijke master door twee 350 micron dikke lagen van SU 8 21 50 te spincoaten om een enkele 700 micron laag op een vier inch siliconenwafer te vormen. Leg het vervolgens bloot aan UV-licht met behulp van de glucosemicrofluidische laag fotomasker om het microkanaalpatroon over te brengen op de SU acht-laag.
Spoel het onbedekte gebied weg met SU acht-ontwikkelaar. Giet vervolgens DGAs vooraf gemengde PDMS op de MA tot een hoogte van drie millimeter en laat het twee uur uitharden bij 80 graden Celsius. Eenmaal uitgehard, snijdt u de glucosemicrofluidische laag in vorm en gebruikt u een twee millimeter punch om de inlaat- en uitlaatpoorten te vormen, evenals een acht millimeter diameter punch voor de hoofdkamer.
Vervolgens wordt de microputtenmaster voor ooglidfixatie gefabriceerd door een 100 micron dikke laag van SU 8 2100 op een schone vier inch siliconenwafer te spincoaten, en vervolgens UV-litografie te gebruiken om het microputtenpatroon over te brengen op deze laag. Spoel de onbedekte gebieden weg met ontwikkelaar wanneer de microputtenmaster voltooid is. Voeg twee 100 micron lagen PDMS toe door te spincoaten bij 900 RPM gedurende 30 seconden en vervolgens 10 minuten uit te harden bij 80 graden Celsius om elke laag te produceren.
Nadat het voltooid is, pons u de twee millimeter diameter inlaat in de uitlaatpoorten. Ten slotte wordt de gasmicrofluidische master gefabriceerd door SU 8 2100 te spinnen tot 100 micron dikte zoals in de vorige laag, en overdracht de gasmicrofluidische patronen opnieuw met behulp van UV-litografie. Spoel het onbedekte gebied weg met ontwikkelaar.
Vervolgens giet u een 1,5 millimeter dikke laag PDMS op de gasmicrofluidische master en laat het twee uur uitharden bij 80 graden Celsius. Snijd vervolgens het PDMS in vorm met de scheermes. Ponset vervolgens twee millimeter diameter inlaat- en uitlaatpoorten in de deklaag om ze te laten aansluiten waar ze zich op de andere lagen bevinden om de meerdere lagen samen te hechten.
Bereid ze eerst voor door de oppervlakken schoon te maken met scotch tape, ze bloot te stellen aan een coronaboog en vervolgens de lagen met de hand uit te lijnen in de volgende volgorde. Plak eerst de membraan op de onderste gaslaag met de microputten naar boven. Plak vervolgens de glucosemicrofluidische laag op de microputtenmembraan.
Ten slotte wordt de inlaat- en uitlaag op de top gebonden, waarbij de hele samenstelling wordt ingekapseld. Help bij het vormen van een strakke binding door een gewicht van één kilogram bovenop de samenstelling te plaatsen en het drie uur te bakken bij 100 graden Celsius. Dan lekken.
Test het apparaat door water naar de waterige laag te laden, het apparaat onder water te zetten en lucht door de gaslaag te laten stromen met de spuit terwijl u op lekken let. Steriliseer ten slotte de lekvrije apparaten door 70% ethanol door de waterige laag te laten stromen gedurende één tot twee minuten. Stel de microdispensers in door eerst de besturingsdraden van de microdispensers aan te sluiten op de meegeleverde besturingseenheden.
Verbind vervolgens de bestuurders met de digitale IO-bord op poorten die overeenkomen met hun lab-weergavebesturingen. Verbind vervolgens vijf volt en 20 volt DC-voedingen met hun overeenkomstige contacten op de aandrijfunits en verbind de digitale IO met een laptop om lab-weergavecodes voor gascontrole uit te voeren zoals beschreven in de bijlage van het bijbehorende tekstprotocol. Verbind vervolgens één microdispenser met stikstof en de andere met perslucht, beide bevatten 5% kooldioxide en stel beide gassen in op twee PS.I. sluit de dispenseruitgangen aan in een T-splitsing voordat ze het microfluïdisch apparaat binnenkomen.
Monteer vervolgens het apparaat op de verwarmde trap van een omgekeerde microscoop met
Bekijk het volledige transcript en krijg toegang tot duizenden wetenschappelijke video's
Deze studie onderzoekt de toepassing van microfluïdische zuurstofcontrole voor dynamische modulatie van hypoxie in pancreaseilandjes. De techniek maakt real-time monitoring en nauwkeurige zuurstoflevering mogelijk, wat het begrip van eilandjefysiopathologie verbetert.
Precise, real-time modulation of oxygen microenvironments at the single islet level addresses a critical gap in modeling pathophysiological hypoxia relevant to islet transplantation and metabolic disease research. This microfluidic platform enables simultaneous control and monitoring of both gas and aqueous stimuli, supporting high-fidelity interrogation of stimulus-secretion coupling and cellular adaptation. The approach enhances predictive confidence for translational studies and informs risk-adjusted decisions in early discovery and preclinical pipelines.
This microfluidic technique integrates into the discovery-to-preclinical continuum by enabling controlled, quantitative hypoxia studies at the single tissue level.