Name: Langdurige Potentiëring van perforant Pathway-dentate Gyrus Synapse in Vrij Gedragen Muizen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-11-29T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 13 s
Description: Leer hoe je langdurige potentiering (LTP) registreert in vrij gedragen muizen via stereotactische chirurgie en micro-elektrode-implantatie. Deze methode ondersteunt onderzoek naar neurofysiologie en neurologische ziekten.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

De auteurs willen de volgende erkennen: Dr Joseph Bronzino, Dr Khamis Abu-Hassaballah, de heer RJ Austin-LaFrance, en mevrouw Jessica Koranda.

Dit protocol is geschikt voor muizen van 3 en 18 maanden oud en de geschatte lichaamsgewicht van 30-50 g). Muizen kunnen worden verkregen bij The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME). Alle chirurgische en experimentele protocollen werden goedgekeurd door het Trinity College Animal Care en gebruik Comite en waren in overeenstemming met de NIH Gids voor de Zorg en gebruik van proefdieren. 1. Animal Voorbereiding en chirurgische ingrepen <ol><li> Bereid anesthesie cocktail met ketamine (25 mg / ml), xylazine (2,5 mg / ml) en acepromazine (0,5 mg / ml). Injecteer 1 ml / kg lichaamsgewicht in de rechter kwadrant van de buik aangevuld met 0,2 ml / kg injecties elke 45 minuten daarna een stabiele diepte van anesthesie met het pedaal terugtrekking reflex handhaven. </li><li> Bereid verdoofde muis voor een operatie door het scheren van de vacht op haar schedel met behulp van een elektrisch scheerapparaat. Het geschoren gebied moet het midden van de ogen zijn naar het midden van de oren. Zorg ervoor dat de Whiske niet te scherenrs omdat ze deel uitmaken van de muis vat zintuig. </li><li> Gebruik wattenstaafjes isopropylalcohol gevolgd door Betadine toepassing op het geschoren gebied op de weg. Dan, ook met wattenstaafjes, een kleine hoeveelheid minerale olie op de ogen te voorkomen dat de ogen uitdrogen. </li><li> Gebruik baby rat oor manchetten in plaats van gewone oor bars aan het hoofd van het dier te monteren op de stereotaxisch frame apparaat. Om dit te doen, eerst zet het linker oor aan de linker oor manchet. Dan zachtjes gemak het rechter oor naar de rechter manchet door voorzichtig ondersteunen hoofd van het dier met een hand en het bevorderen van het oor manchet met de andere hand. Plaats vervolgens een verwarmingselement onder het lichaam van het dier en zet deze op 86 ° C om de lichaamstemperatuur te handhaven. </li><li> Controleer vervolgens voor bilaterale stijfheid door te proberen om het hoofd opzij te verplaatsen naar de andere kant. Het dier correct gemonteerd op het stereotaxisch frame wanneer het hoofd stijf en kunnen niet worden verplaatst zijdelings maar kan gemakkelijk draaien op en neer. </li><li> Voorzichtig rust demuis snuit op de neus / tand bar assemblage ervoor te zorgen dat de snijtanden voorzichtig maar stevig rusten binnen de tand opening van de neus / tand bar. </li><li> Met behulp van een steriel scalpel een middellijn incisie vanaf het midden van het oog naar het midden van de oren. Zorg ervoor dat de scalpel wordt gehouden in een hoek van 45 ° en voldoende druk door de onderliggende fascia, maar niet om dwars door de schedel als die overmatig bloeden veroorzaken van toepassing. </li><li> Gebruik wattenstaafjes om de fascia scheiden en de schedel bloot te leggen. Oriëntatiepunten schedel bregma en lambda moet duidelijk zichtbaar (figuur 1A) zijn. Zorg ervoor dat het dier in de schedel vlakke positie door het aanpassen van de neus / tand bar zodanig dat bregma en lambda bezienswaardigheden zijn op hetzelfde de dorsoventral (DV) positie (+ 0,1 mm). </li><li> Breng een kleine hoeveelheid steriele zoutoplossing om het blootgestelde gebied en gebruik wattenstaafjes om voorzichtig reinigen van de schedel. Wacht dan 2-3 min voor de schedel volledig de lucht drogenvoordat u verder gaat. </li><li> Monteer een naald aan de linkerkant stereotaxisch arm naar de DV positie van bregma en lambda meten. De DV plaats van deze twee monumenten moet binnen 0,1 mm van elkaar. Zo niet, kan de neus bar van het stereotaxisch frame worden ingesteld op en neer om dit te bereiken. </li><li> Plaats de naald op bregma zijn anterior-posterior (AP), laterale (LAT) en dorsoventral (DV) metingen te registreren. Zorg ervoor dat de naald net raakt de schedel en niet doordringen. </li><li> Gebruik een muizenhersenen atlas, zoals &quot;muizenhersenen in stereotaxische coördinaten&quot; 1, de coördinaten van de doelstructuren bepalen: mediale perforant pathway (MPP) in de hoekige bundel en dentate gyrus (DG) van de hippocampus opzichte van lambda en bregma, respectievelijk (zie ook tabel 1). Dan, met een fijne balpen of potlood om deze punten te markeren op de schedel. </li><li> Ook markeren twee punten aan de contralaterale zijde van de schedel. Deze punten which zal dienen als aarde (GND) en referentie (REF) moet ongeveer 3 mm van de middellijn en gepositioneerd in langsrichting ten opzichte van elkaar (figuur 1A, ook tabel 1). </li><li> Verwijder de naald marker van links stereotactische arm en te vervangen door een elektrische tandartsboor uitgerust met een stereotaxisch mount. Plaats de boor over elk gemarkeerd punt en maak kleine gaten boren van ongeveer 0,5 mm in diameter. Bij het boren, gebruik dan een repetitieve up-en-neer beweging en controleer regelmatig of de boor de schedel is doorgedrongen tot de hersenen oppervlak bloot te leggen. </li><li> Voorzichtig maar stevig een schroef elektrode rijden (# 0-80 1/8 in roestvrij staal machine schroeven, sleuven Cilinderschroef) in elk van de contralaterale gaten (GND en REF), zodanig dat ze net de corticale oppervlak aanraken zonder penetreren (figuur 1A ). Deze twee schroef elektroden dienen als ondergrond en referentie. </li><li> Mount stimulerende en registrerende elektroden in electrode houders aan de linker en rechter stereotaxische armen. </li><li> Sluit de stimulerende elektrode terminals een elektrofysiologische stimulator met stroomisolatie en de registratie-elektrode terminal een elektrofysiologische differentiële versterker (winst = 1000, banddoorlaatfilter = 1 Hz-3 kHz) en vervolgens naar een digitale oscilloscoop voor visuele inspectie van reacties van de consument. Sluit ook GND en REF elektrodeklemmen de differentiële versterker. </li><li> Voorzichtig en langzaam lager zowel stimulerend en registrerende elektroden in stappen van 0,5 mm en visueel toezicht op de opgewekte reactie op een stimulus schok van 600-800 uA. Blijf elke elektrode verlagen totdat ze hun doel DV positie te bereiken en een stereotiepe signaal wordt waargenomen op de oscilloscoop (Figuur 1B). </li><li> Daarna gebruiken tandheelkundige acryl cement om een ​​pet te maken om de elektrode terminals in zijn plaats te houden, een tandheelkundige cement dat de huid raakt zou moeten worden geveegdonmiddellijk. Zodra het tandheelkundig cement volledig uitgehard overdragen dier uit de stereotaxische frame aan een schone knaagdier kooi. Gebruik een warmtelamp of pad om de kerntemperatuur te behouden. </li><li> Bewaak het dier elk uur tot het weer bij bewustzijn. Een injectie van flunixine kunnen worden toegediend als analgeticum. </li></ol> 2. LTP Inductie <ol><li> Laat het dier 5-7 dagen om te herstellen van een operatie. Plaats het dier in de opname-omgeving bestaande uit een kooi van Faraday (122 cm x 43 cm x 43 cm) voorzien van geluidsisolatie materiaal en een 5-kanaals roterende commutator het aansluiten van de elektrode leidt tot de stimulerende / recording setup. </li><li> Laat het dier om te acclimatiseren voor 1-2 uur in de opname-omgeving voordat u de elektroden met de stimulerende en registratie-instrumenten (zie stap 1.17). </li><li> Stel de stimulator controles uitgang 400 uA en noteer de amplitude van gemiddeld 10 opgewekte responsen voor dat eop ten minste 10 seconden verlopen tussen stimuli. Met de in figuur 1C methode om de opgeroepen respons te kwantificeren. Herhaal deze procedure voor 600, 800, 1.000, 1.200 en 1.400 uA. </li><li> Construct een invoer / uitvoer kromme door het uitzetten van de gemiddelde amplitude van de opgewekte respons versus stimulus intensiteit. Uit deze grafiek bepalen stimulus intensiteit die overeenkomt met 50% van de maximale amplitude gemeten. Gebruik de intensiteit van 50% voor de rest van het experiment. </li><li> Vervolgens worden met 50% stimulusintensiteit verkrijgen basislijn door het opnemen van de gemiddelde amplitude van 5 opgewekte responsen elke minuut gedurende 15 minuten. Nogmaals ervoor te zorgen dat ten minste 10 seconden verstrijken tussen stimuli. </li><li> Vervolgens leveren de tetanische stimulatie bestaat uit 10 uitbarstingen van 10 pulsen bij 400 Hz met een burst rate van 5 Hz tot de mediale perforant pad. Bewaak het dier nauw op tekenen van aanvallen, waaronder natte hond shakes. Als het dier een aanval de experiment moet worden beëindigd en alle gegevens van die dieren moeten van de studieresultaten worden uitgesloten. </li><li> Dan blijven registreren de gemiddelde amplitude van 5 reacties van de consument elke minuut gedurende 30 minuten posttetanization. Daarna vergelijk amplitude aan de basislijn amplitude in stap 2.5 verkregen door berekening van de procentuele verandering van basislijn (figuur 2). </li><li> Na de afsluiting van experimenten, wordt het dier gedood door middel van inhalatie van isofluraan-een methode die in overeenstemming is met de richtsnoeren inzake euthanasie van de American Veterinary Medical Association. </li></ol>

<ol><li>Paxinos, G., Franklin, K. B. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+mouse+brain+in+stereotaxic+coordinates%22">The mouse brain in stereotaxic coordinates</a>. , Compact 2nd edn, Elsevier Academic Press. (2004).</li>
<li>Bliss, T. V. P., Lomo, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-lasting+potentiation+of+synaptic+transmission+in+the+dentate+area+of+the+anesthetized+rabbit+following+stimulation+of+the+perforant+path%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Long-lasting potentiation of synaptic transmission in the dentate area of the anesthetized rabbit following stimulation of the perforant path.</a> J. Physiol. 232, 331-356 (1973).</li>
<li>Blaise, J. H., Bronzino, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+stimulus+frequency+and+age+on+bidirectional+synaptic+plasticity+in+the+dentate+gyrus+of+freely+moving+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Effects of stimulus frequency and age on bidirectional synaptic plasticity in the dentate gyrus of freely moving rats.</a> Exp. Neurol. 182, 497-506 (2003).</li>
<li>Blaise, J. H., Koranda, J. L., Chow, U., Haines, K. E., Dorward, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+isolation+stress+alters+bidirectional+long-term+synaptic+plasticity+in+amygdalo-hippocampal+synapses+in+freely+behaving+adult+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Neonatal isolation stress alters bidirectional long-term synaptic plasticity in amygdalo-hippocampal synapses in freely behaving adult rats.</a> Brain Res. 1193, 25-33 (2008).</li>
<li>Koranda, J. L., Masino, S. A., Blaise, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bidirectional+synaptic+plasticity+in+the+dentate+gyrus+of+the+awake+freely+behaving+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Bidirectional synaptic plasticity in the dentate gyrus of the awake freely behaving mouse.</a> J. Neurosci. Methods. 167, 160-166 (2008).</li>
<li>Cooke, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autophosphorylation+of+alphaCaMKII+is+not+a+general+requirement+for+NMDA+receptor-dependent+LTP+in+the+adult+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Autophosphorylation of alphaCaMKII is not a general requirement for NMDA receptor-dependent LTP in the adult mouse.</a> J. Physiol. 574, 805-818 (2006).</li>
<li>Davis, S., Bliss, T. V., Dutrieux, G., Laroche, S., Errington, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+and+duration+of+long-term+potentiation+in+the+hippocampus+of+the+freely+moving+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Induction and duration of long-term potentiation in the hippocampus of the freely moving mouse.</a> J. Neurosci. Methods. 75, 75-80 (1997).</li>
<li>Jones, M. W., Peckham, H. M., Errington, M. L., Bliss, T. V., Routtenberg, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+plasticity+in+the+hippocampus+of+awake+C57BL%2F6+and+DBA%2F2+mice%3A+interstrain+differences+and+parallels+with+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Hippocampus%22%5BJournal%5D)">Synaptic plasticity in the hippocampus of awake C57BL/6 and DBA/2 mice: interstrain differences and parallels with behavior.</a> Hippocampus. 11, 391-396 (2001).</li>
<li>Zhang, T. A., Tang, J., Pidoplichko, V. I., Dani, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Addictive+nicotine+alters+local+circuit+inhibition+during+the+induction+of+in+vivo+hippocampal+synaptic+potentiation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Addictive nicotine alters local circuit inhibition during the induction of in vivo hippocampal synaptic potentiation.</a> J. Neurosci. 30, 6443-6453 (2010).</li>
<li>Tang, J., Dani, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dopamine+enables+in+vivo+synaptic+plasticity+associated+with+the+addictive+drug+nicotine%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Dopamine enables in vivo synaptic plasticity associated with the addictive drug nicotine.</a> Neuron. 63, 673-682 (2009).</li>
</ol>

Auteurs hebben niets te onthullen.

In dit protocol hebben we een betrouwbare en eenvoudige methode voor het bestuderen LTP DG in vrij gedragen muizen aangetoond. Terwijl veel studies van LTP in wakkere ratten zijn uitgevoerd 3,4 hebben zeer weinig uitgevoerd in wakkere muizen vooral te danken aan de technische complexiteit veroorzaakt door de beperkte craniale vastgoed in muizen en het gewicht van de elektrode headstages ten opzichte van het gemiddelde gewicht van muizen 5. De weinige studies die LTP in DG hebben aangetoond in vrij ...

De ontwikkeling van de technologie om genen te manipuleren is geproduceerd transgene en knockout muismodellen bijna elke neurodegeneratieve en neurologische aandoeningen. Dit is de vertaling van elektrofysiologische onderzoekstechnieken eerder toegepast in grotere knaagdieren om de muis diermodel noodzakelijk. Een dergelijke neurofysiologische onderzoekstechniek is het lange-termijn potentiatie (LTP) om de werkzaamheid van synaptische verbindingen binnen neuronale netwerken op diverse neuropathologische aandoeningen testen. Dit protocol beschrijft technieken voor betrouwbare elektrofysiologische onderzoeken van LTP in vrij gedragen muizen. Het voordeel van dit protocol over anderen is dat het eenvoudig en gemakkelijk te implementeren, maar ook wat minder duur omdat het niet noch het gebruik van dure computergestuurde microdrive systemen of veldeffekttransistor headstages vereisen, en, voor zover wij weten, is de eerste video-protocol van chronische elektrofysiologische opnames to studeren LTP in vrij gedragen muizen. Daarom beschrijven we in dit artikel eenvoudige methoden voor het bestuderen lange termijn potentiëring in vrij gedragen muizen. Deze methodieken kunnen gemakkelijk worden vertaald naar transgene en knockout muismodellen van neuropathologische aandoeningen.

<table><tbody><tr><td>Ketamine (100 mg/ml)</td><td>Henry Schein</td><td>10177</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine (20 mg/ml)</td><td>Henry Schein</td><td>33197</td><td></td></tr><tr><td>Acepromazine (10 mg/ml)</td><td>Henry Schein</td><td>2177</td><td></td></tr><tr><td>Tandheelkundig acrylpoeder</td><td>Lang Dental Manufacturing Co.</td><td>1330CLR</td><td></td></tr><tr><td>Tandheelkundig acrylvloeistof</td><td>Lang Dental Manufacturing Co.</td><td>1306CLR</td><td></td></tr><tr><td>Wolfraamdraad (0,127 mm)</td><td>World Precision Instruments</td><td>TGW0515</td><td></td></tr><tr><td>Roestvrijstalen hypodermische buis (0,286 mm)</td><td>World Precision Instruments</td><td>832400</td><td></td></tr><tr><td>Flunixin (50 mg/ml)</td><td>Henry Schein</td><td>14165</td><td></td></tr><tr><td>Epoxilyte</td><td>Superior Essex</td><td>EP 6001-M</td><td></td></tr><tr><td>Roestvrijstalen draadinzetstuk (0,2 mm)</td><td>World Precision Instruments</td><td>792900</td><td></td></tr><tr><td>Stereotactisch frameapparaat</td><td>Kopf Instruments</td><td>Model 902</td><td></td></tr><tr><td>Oormanchetten (oorschelpen)</td><td>Kopf Instruments</td><td>Model 921</td><td></td></tr><tr><td>Elektrofysiologische stimulator</td><td>Astro-Med, Inc.</td><td>S88</td><td></td></tr><tr><td>Digitaal oscilloscoop</td><td>B K Precision Corp.</td><td>2542</td><td></td></tr><tr><td>Stroomisolatie-eenheid</td><td>Astro-Med, Inc.</td><td>PSIU-6</td><td></td></tr><tr><td>Differentiaalversterker</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>DAM-50</td><td></td></tr><tr><td>Commutatie</td><td>Plastics One</td><td>SLC6</td><td></td></tr><tr><td>Tandboor</td><td>Stoelting</td><td>58650</td><td></td></tr></tbody></table>

langdurige potentiëring van perforant pathway-dentate gyrus synapse in vrij gedragen muizen

Long-term Potentiation of Perforant Pathway-dentate Gyrus Synapse in Freely Behaving Mice

Studies langdurige potentiëring van synaptische werkzaamheid, activiteit synaptische fenomeen met eigenschappen die het aantrekkelijk als potentiële cellulaire mechanisme onderliggende leren en informatieopslag maken, zijn lange tijd gebruikt om de fysiologie van verschillende neuronale circuits in de hippocampus, amygdala verduidelijken en andere limbische en corticale structuren. Met dit in gedachten, transgene muis modellen van neurologische aandoeningen vertegenwoordigen platforms die nuttig zijn om op lange termijn potentiëring (LTP) studies uitvoeren om een ​​beter begrip van de rol van genen in normale en abnormale synaptische communicatie in neuronale netwerken die betrokken zijn bij het leren, emotie en informatie uit te verwerking. Dit artikel beschrijft methoden voor het betrouwbaar induceren LTP in de vrij gedragen muis. Deze methoden kunnen worden gebruikt in studies van transgene en knock-out vrij gedragen muismodellen van neurodegeneratieve ziekten.

Tabel 1 geeft de coördinaten voor DG en MPP zoals gebruikt in dit protocol Figuur 1A toont de opschriften op de doelstructuren op de schedel,.. Eveneens getoond zijn de locatie van de grond en referentie-elektroden Figuur 1B illustreert representatieve opgewekte reacties sporen zowel pre- en posttetanization in hetzelfde dier. Merk op dat de posttetanization opgewekte respons groter is dan de pretetanization antwoord dat indicatief is voor LTP-inductie 2. <st...

Transgene en knockout muismodellen van neurologische ziekten zijn bruikbaar voor het bestuderen van de rol van genen in normale en abnormale neurofysiologie. Dit artikel beschrijft methoden die kunnen worden gebruikt om lange termijn potentiëring, een cellulair mechanisme dat leren en geheugen ten grondslag kunnen liggen in transgene en knockout vrij gedragen muismodellen van neuropathologie bestuderen.

Langdurige Potentiëring van perforant Pathway-dentate Gyrus Synapse in Vrij Gedragen Muizen

Studies of long-term potentiation of synaptic efficacy, an activity-dependent synaptic phenomenon having properties that make it attractive as a potential ...

Het algemene doel van deze procedure is het demonstreren van de registratie van LTP in een vrij bewegend muismodel. Dit wordt bereikt door eerst chirurgisch micro-elektroden te implanteren in het perirhinale pad en de gyrus dentatus. De tweede stap is het registreren van de baseline-evokeerde responsen in de gyrus dentatus als reactie op enkelpolsstimulatie van het perirhinale pad.Vervolgens wordt LTP geïnduceerd volgens een stimuleringsprotocol. De laatste stap is het registreren van de postsynaptische responsen en het vergelijken hiervan met de basiswaarden. Dit resulteerde uiteindelijk in een verhoogde amplitude van de population spike.Metingen van de opgewekte respons worden gebruikt om de opeenvolgende inductie van LTP aan te tonen. Het belangrijkste voordeel van deze techniek ten opzichte van bestaande methoden, zoals de in vitro slice-preparatie, is dat het vrij bewegende muismodel het meest fysiologisch relevante platform biedt voor het testen van de effecten van neurofarmacologische geneesmiddelen of genetische manipulatie in modellen voor menselijke neurologische aandoeningen. Begin deze procedure door de vacht boven op de kop van de muis te scheren, vanaf het gebied net boven de ogen tot net voor de oren; zorg ervoor dat de snorharen niet worden geschoren, aangezien deze deel uitmaken van het barrel-sensorensysteem van de muis.Reinig vervolgens het geschoren gebied eerst met isopropylalcohol, daarna met Betadine, en breng vervolgens met wattenstaafjes een kleine hoeveelheid minerale olie aan op de ogen om uitdroging te voorkomen. Plaats de muis in het stereotaxische apparaat. Gebruik oorringen voor jonge ratten in plaats van reguliere oorstaven om de kop van het dier te fixeren, beginnend met het bevestigen van het linkeroor aan de linker oorring.Plaats vervolgens voorzichtig het rechteroor in de rechtermanchet door de kop van het dier met één hand te ondersteunen en de oormanchet met de andere hand naar voren te schuiven. Plaats daarna een warmtematte onder het lichaam van het dier en stel deze in op 86 graden Fahrenheit om de lichaamstemperatuur te handhaven. Controleer vervolgens op bilaterale rigiditeit door te proberen de kop van zij naar zij te bewegen; het dier is correct gemonteerd op het stereotaxisch frame wanneer de kop rigide is en niet van zij naar zij kan worden bewogen, maar wel gemakkelijk omhoog en omlaag kan kantelen.Plaats vervolgens de snuit van de muis op de tandbalkassemble en zorg ervoor dat de snijtanden zachtjes maar stevig in de tandopening van de tandbalk rusten. Maak met een steriel scalpel een incisie in de middellijn, beginnend vanaf het midden tussen de ogen tot het midden van de oren. Zorg ervoor dat het scalpel in een hoek van 45 graden wordt vastgehouden en dat er voldoende druk wordt uitgeoefend om door de onderliggende fascia te snijden, maar niet door de schedel, omdat dit overmatig bloeden zal veroorzaken.Gebruik vervolgens wattenstaafjes om de fascia te scheiden en gebogen hemostaten om de schedel bloot te leggen. De schedellandmerken, bgma en lambda, moeten duidelijk zichtbaar zijn. Zorg dat de schedel van het dier is genivelleerd door de tandenbalk zo af te stellen dat bgma en lambda zich op dezelfde DV-positie bevinden.Reinig vervolgens de blootgestelde schedel met een kleine hoeveelheid steriele zoutoplossing en wacht twee tot drie minuten tot de schedel volledig aan de lucht is gedroogd voordat u verdergaat. Bevestig daarna een naald aan de linker stereotaxische arm om de DV-posities van bgma en lambda te meten.Zorg ervoor dat ze zich binnen 0,1 millimeter van elkaar bevinden. Pas indien nodig de neusbalk van het stereotaxische frame naar boven of beneden aan om dit te bereiken. Positioneer vervolgens de naald op B bgma en noteer de AP L-A-T-N-D-V metingen.Zorg ervoor dat de naald de schedel net raakt en deze niet doorboort. Gebruik een muizenbreinatlas om de coördinaten van de doelstructuren te bepalen ten opzichte van lambda en bgma. In ons geval betreft dit het mediale perent-pad in de angulaire bundel en de gyrus dentatus van de hippocampus.Gebruik vervolgens een fijnpuntpen of potlood om deze punten op de schedel te markeren. Markeer daarna nog twee punten op de contralaterale zijde van de schedel. Deze punten, die als massa zullen dienen, moeten ongeveer drie millimeter van de middellijn liggen en longitudinaal ten opzichte van elkaar worden geplaatst.Verwijder daarna de naaldmarkeerder van de linker stereotaxische arm en vervang deze door een elektrische tandheelkundige boor die is uitgerust met een stereotaxische houder. Positioneer de boor boven elk gemarkeerd punt en maak kleine boorgaten van ongeveer 0,5 millimeter diameter. Gebruik bij het boren een herhalende op-en-neergaande beweging en controleer regelmatig of de boor de schedel heeft doorboord om het breinoppervlak bloot te leggen; draai vervolgens voorzichtig maar stevig een schroefelektrode in elk van de contralaterale gaten, zodanig dat deze het corticale oppervlak net raken zonder erin door te dringen.Deze twee schroefelektroden dienen als massa en referentie. Plaats vervolgens de stimulerende en registrerende elektroden respectievelijk in de elektrodehouders op de linker- en rechter stereotaxische armen. Sluit daarna de aansluitingen van de stimulerende elektrode aan op een elektrofysiologische stimulator met stroomisolatie en de aansluiting van de registrerende elektrode op een elektrofysiologische differentiaalversterker, en vervolgens op een digitale oscilloscoop voor visuele inspectie van de opgewekte responsen.Sluit vervolgens de aansluitingen van de aarde- en referentie-elektrode aan op de differentiële versterker. Laat de stimulerende elektrode voorzichtig en langzaam in stappen van 0,5 millimeter dalen naar het mediale peririnale traject en de registratie-elektrode naar de gyrus dentatus; gebruik de oscilloscoop om de opgewekte respons op een enkele pulsstimulus te monitoren. Herhaal het stapsgewijs laten dalen van de elektroden totdat ze hun respectievelijke doelposities in de DV-as bereiken en er vervolgens een stereotiep signaal op de oscilloscoop wordt waargenomen. Gebruik tandheelkundig acrylaatcement om een kap te maken waarmee de elektrodeaansluitingen op hun plaats worden gehouden.Alle tandcement die in contact komt met de huid moet onmiddellijk worden afgeveegd. Zodra het tandcement volledig is uitgehard, wordt het dier van het stereotaxische frame naar een schone knaagkooi overgebracht en wordt een warmtelamp of een warmtemat gebruikt om de kerntemperatuur op peil te houden. Controleer het dier elk uur totdat het weer bij bewustzijn is.Een injectie fuxin kan worden toegediend als analgeticum nadat het dier vijf tot zeven dagen de tijd heeft gehad om te herstellen van de operatie. Plaats het dier in de registratieomgeving, bestaande uit een kooi van Faraday die is voorzien van geluidsisolerend materiaal en een vijfkanals roterende commutator die de elektrode verbindt met de stimulerende registratieopstelling. Laat het dier één tot twee uur acclimatiseren in de registratieomgeving voordat de elektroden worden aangesloten op de stimulerende en registratie-instrumenten.Stel vervolgens de bedieningselementen van de stimulator in om 400 µA uit te zenden. Registreer de amplitude van een gemiddelde van 10 opgewekte responsen, waarbij ten minste 10 seconden tussen de stimuli verstrijken, en herhaal deze procedure voor 600, 800, 1000, 1200 en 1400 µA. Gebruik daarna de in deze figuur getoonde methode om de amplitude van de opgewekte responsen te kwantificeren.Stel een input-outputcurve op door de gemiddelde amplitude van de opgewekte respons uit te zetten tegen de stimulusintensiteit. Bepaal vervolgens de stimulusintensiteit die overeenkomt met 50% van de gemeten maximale amplitude, en gebruik deze intensiteit voor de rest van het experiment. Stel nu een baseline vast door gedurende 15 minuten elke minuut de gemiddelde amplitude van vijf opgewekte responsen te registreren, waarbij tussen de stimuli ten minste 10 seconden verstrijken.Dien vervolgens de Titanic-stimulatie toe aan het mediale perent-pad. Monitor het dier ondertussen nauwgezet op tekenen van epileptische aanvallen, waaronder het zogenaamde 'wet dog shake'-syndroom. Indien het dier een aanval krijgt, moet het experiment worden beëindigd en moeten alle gegevens van dat dier worden uitgesloten van de studieresultaten.Neem vervolgens gedurende 30 minuten elke minuut de gemiddelde amplitude van vijf opgewekte reacties op. Vergelijk na de ization deze amplitude met de eerder verkregen baseline-amplitude door de procentuele verandering ten opzichte van de baseline te berekenen. Hier wordt de schematische weergave getoond van de relatieve positie van de elektroden op de schedel van de muis, en dit zijn de typische sporen van de opgewekte reacties van zowel vóór als na de ization.Deze figuur laat de LTP-inductie zien in de synaps van het mediale perifere pad van de gyrus dentatus van een vrij bewegende muis. Zodra deze techniek onder de knie is, kan deze in twee uur worden voltooid mits correct uitgevoerd. Tijdens het uitvoeren van deze procedure is het belangrijk om het dier regelmatig te controleren om er zeker van te zijn dat de diepte van de anesthesie behouden blijft.Na het bekijken van deze video zou u een goed begrip moeten hebben van hoe u stereotactische chirurgie uitvoert voor de chronische implantatie van micro-elektroden, die vervolgens worden gebruikt om LTP te registreren in een vrij bewegende muis.

long-term-potentiation-perforant-pathway-dentate-gyrus-synapse-freely

Research

JoVE Journal

Behavior

Gedrag

Dit artikel schetst de procedures voor het bereiden van de hippocampus segmenten van ratten en transgene muizen voor de studie van synaptische veranderingen geassocieerd met de hersenen ouder worden en leeftijd-gerelateerde neurodegeneratieve ziekten, zoals de ziekte van Alzheimer.

Voorbereiding van de Acute hippocampus Plakjes van ratten en transgene muizen voor de Studie van Synaptic Wijzigingen bij het ouder worden en amyloïdpathologie

Source: Zhao, Z. et al. An Invasive Method for the Activation of the Mouse Dentate Gyrus by High-frequency Stimulation. J. Vis. Exp. (2018)This video demonstrates the protocol for delivering high-frequency deep brain stimulation to a mouse hippocampal dentate gyrus, detailing its effects on neuronal activation, synaptic plasticity, and neurogenesis.

High-Frequency Stimulation to Enhance Neuronal Activation and Neurogenesis in the Mouse Dentate Gyrus

Dit document presenteert een complete methodiek voor te bereiden en te...

Betere voorbereiding en Conservering van hippocampus Mouse Slices voor een zeer stabiele en reproduceerbare opname van langlopende Potentiëring

Het segment patch-clamp techniek is een effectieve methode voor het analyseren van leren-geïnduceerde veranderingen in de intrinsieke eigenschappen en de plasticiteit van excitatory of inhiberende synapsen.

Segment Patch-Clamp techniek voor het analyseren van leren-Induced Plasticity

Dit protocol laat zien hoe u een betrouwbare HFS-methode in muizen. Neuronen in de hippocampal getand gyrus zijn elektrisch gestimuleerd door HFS direct en niet indirect in vivo. Neuronale activiteit en moleculaire signalering zijn onderzocht door c-fos en Notch1 immunefluorescentie kleuring, respectievelijk; neurogenese wordt gekwantificeerd door bromodeoxyuridine labeling assay.

Een invasieve methode voor de activatie van de muis getand Gyrus door hoogfrequente stimulatie

Deze methode beschrijft een chronische voorbereiding die optische toegang tot de hippocampus van levende muizen mogelijk maakt. Deze voorbereiding kan worden gebruikt voor het uitvoeren van longitudinale optische beeldvorming van neuronale structurele plasticiteit en activiteit-opgeroepen cellulaire plasticiteit over een periode van enkele weken.

Longitudinale Two-photon beeldvorming van dorsale Hippocampal CA1 in levende muizen

We gebruikten opname-en stimulatie elektroden in longitudinale hippocampal hersen schijfjes en longitudinaal geplaatste opname-en stimulatie elektroden in de rugzijde Hippocampus in vivo om extracellulaire postsynaptische potentialen aan te roepen en te demonstreren op lange termijn synaptische plasticiteit langs de longitudinale interlamellar CA1.

Onderzoek op lange termijn synaptische plasticiteit in Interlamellar Hippocampus CA1 door elektrofysiologische veld opname

Dit artikel is bedoeld om een systematisch protocol te beschrijven om horizontale hippocampale hersenplakken bij muizen te verkrijgen. Het doel van deze methodologie is om de integriteit van hippocampale vezelroutes te behouden, zoals het perforantpad en het bemoste vezelkanaal om deukende gyrusgerelateerde neurologische processen te beoordelen.

Horizontale Hippocampal Plakjes van de Hersenen van de Muis

Hier beschrijven we een protocol voor het induceren van langetermijn plasticiteit van neuronale intrinsieke prikkelbaarheid in relaisneuronen van de dorsale laterale geniculate kern, bewaard in ex vivo hersensneden.

Het induceren van langdurige plasticiteit van intrinsieke neuronale prikkelbaarheid in neuronen van de dorsale laterale geniculate nucleus

Locomotorische activiteit (LMA) is een eenvoudige en gemakkelijk uitgevoerde meting van het gedrag bij muizen. Koppeling van video tracking software (VTS) en LMA maakt verbetering van specificiteit en gevoeligheid, vooral in vergelijking met de handmatige, lijn kruising werkwijze LMA analyse. Daarnaast VTS staat lange-termijn follow-up van de muis LMA.

Muis Kort-en langlopende bewegingsactiviteit Analyzed door Video Tracking Software

Leer hoe je langdurige potentiering (LTP) registreert in vrij gedragen muizen via stereotactische chirurgie en micro-elektrode-implantatie. Deze methode ondersteunt onderzoek naar neurofysiologie en neurologische ziekten.

Langdurige Potentiëring van perforant Pathway-dentate Gyrus Synapse in Vrij Gedragen Muizen

Meer video's verkennen