Name: Single-plant, Steriel Microcosmi voor nodulatie en groei van de peulvrucht installatie Medicago truncatula Met de stikstofbindende Symbiont Sinorhizobium meliloti (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-10-01T09:00:00.000+00:00
Duration: 20 min 1 s
Description: Leer hoe u steriele microcosmen voorstelt om symbiotische fenotypes van Medicago truncatula te kwantificeren met Sinorhizobium meliloti. Deze methode maakt nauwkeurige observatie van wortelknobbelontwikkeling mogelijk.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit werk werd gefinancierd door de USDA National Institute of Food and Agriculture, Agriculture and Food Research Initiative subsidie ​​2010-65108 - 20.582 tot KMJ Wij danken Brian K. Washburn voor kritische beoordeling van het manuscript.

Stappen 1, 2, 4 en 6 in een steriele laminaire stroming kap wordt aanbevolen. 1. Bereiding van M. truncatula A17 Zaailingen Opmerking: M. truncatula A17 zaden die in deze studies worden geproduceerd onder kas condities gekoeld bij ongeveer 22 ° C, of een plantengroei kamer gehandhaafd op 22-26 ° C ~ 150-400 mmol / m -2 s -1 licht. <ol><li> Giet zaadgerminatie platen: Gebruik 100 mm vierkante platen (15 mm diep) en giet geautoclaveerd 1,1-1,2% w / v gezuiverd agar 10 tot een diepte van 3-5 mm. Elke plaat wordt gebruikt ~ 0,25-0,5 g zaad (equivalent aan 63-125 zaden / plaat) ontkiemen. Opmerking: Het is cruciaal om plantencel-cultuur getest, gezuiverd agar gebruiken voor alle platen beschreven in dit protocol. De verkoper en catalogusnummer informatie voor de agar is opgenomen in de tabel van specifieke reagentia en apparatuur. </li><li> Gispen / steriliseren van de M. truncatula A17 zaads: Weeg voldoende zaden voor het gewenste aantal zaailingen. (M. truncatula A17 zaden zijn ~ 4 mg elk) Plaats zaden in steriele 125 ml flesjes met steriele folie covers (0.25-0.5 g zaad / fles, dit is ~ 63-125 zaden) en pipetteer 20 ml geconcentreerd (96%) H 2 SO 4 langs de zijkanten van de kolf. Opmerking: Acid scarification zal de zaden steriliseren. Ook, door pipetteren het zuur aan de zijkanten van de kolf opnieuw zal steriliseren de binnenzijde van de fles in contact met de gesteriliseerde zaden is gekomen. </li><li> Break up groepjes van zaad met een steriele glazen pipet. Swirl elke kolf vaak voor 10-12 minuten. Kleine, bruine putten zal zichtbaar zijn op de zaden worden. Dit zijn kleine gaatjes in de zaadhuid 11. Opmerking: Draag oogbescherming en handschoenen bij het ​​werken met geconcentreerd H 2 SO 4. </li><li> Verwijder H 2 SO 4 en spoel zaden: Als ten minste 10% van de zaden kleine bruine putjes, of 12 minuten zijn verstreken, welkekomt eerst, verwijder alle zuur uit de kolven met een steriele glazen pipet. (Plaats afval zuur in een 1-2 L bekerglas met ten minste 300 ml leidingwater. Hierdoor wordt het zuur te verdunnen en oververhitting te voorkomen.) Kantel de kolf met het resterende zuur in de bocht van de kolf verzamelen en gebruiken een kleine glazen pipet Verwijder alle resterende zuur. Als resterende zuur blijft, zal het reageren met het spoelwater, verwarm de zaden en hen doden. <ol><li> Spoel zaden door snel gieten 100 ml steriel ultrapuur water in elke kolf. De overmaat hoeveelheid water wordt het zuur verdund en gedurende de reactie van het zuur met water te voorkomen oververhitting en zaden schade. Giet het water en vlam steriliseren de lip van de kolf. </li><li> Spoel zaden 8-10x met 50 ml steriel ultrapuur water. Schud de fles tijdens elke spoeling. De kolf moet steriel worden beschouwd op dit punt en de lip van de kolf moet worden gevlamd voor elke spoeling. </li></ol></li><li> Laat zaden indrinken &#39;s nachts: Na delaatste spoelwater, giet 50 ml steriel ultrapuur water in elke kolf, vervangt de steriele folie deksel op elke kolf en plaats bij 4 ° C in het donker &#39;s nachts. </li><li> Plaats zaden op kieming plaat: Na het te laten zaden indrinken &#39;s nachts, giet water, spoel 2x met ~ 25 ml ultrapuur water, voeg dan 20 ml steriel ultrapuur water, werveling om zaden opnieuw in suspensie en giet ze op een 1,1-1,2% agar kieming plaat uit stap 1.1. Als zaden blijven in de kolf, voeg meer water en giet het opnieuw. Verdeel de zaden uit elke kolf een plaat (63-125 zaden / plaat). <ol><li> Swirl de plaat om de zaden te verspreiden. Het zaad wordt gelijkmatig verdeeld in een 4-5 cm band aan een uiteinde van de plaat. Dit zal de &quot;top&quot; van de plaat zijn. De &quot;onderkant&quot; 5-6 cm moet vrij zijn van zaden (Figuur 2A) worden gehouden. </li><li> Trekken uit het water met een steriele pipet. Kantel de plaat bij een hoek van 45 ° om het resterende water afvoer naar de bodem van de plaat te laten. Plaats de deksel op de tilted bord en bescherming tegen licht. De platen moeten worden toegestaan ​​om 10-20 minuten uitlekken. (Figuur 2B). </li></ol></li><li> Stel kieming: verwijderen water heeft verzameld op de bodem van de afscheider met een steriele pipet. <ol><li> Plaats het deksel en sluit de plaat met parafilm. Draag handschoenen en steriel te houden (figuur 2C). </li><li> Stapel de kieming borden en zet ze allemaal op naar een hoek van 90 °. De zaden worden liggend op het verticale oppervlak van de agar. Volledig ingezogen zaden moet gemakkelijk houden aan de agar. De wortels zullen naar beneden groeien (figuur 2D). </li><li> Wikkel de stapel kieming platen in folie om licht te blokkeren en te houden bij 25 ° C gedurende 3 dagen. </li></ol></li></ol> Opmerking: Als de kieming opbrengst voor minder dan 3 dagen, kan de wortels te kort om de agar bereiken in microkosmossen zijn. Als kieming verloopt meer dan 4 dagen vóór de overdracht aan microkosmos platen, overleving van zaailingen zalslecht zijn. Als M. truncatula ecotypes of mutanten met langzamere ontkiemingspercentages worden vergeleken, moeten langzaam kiemende ecotype mogen langer dan 3 dagen ontkiemen. 2. Voorbereiding van de individuele Plate Microcosmi <ol><li> Bereid Jensen medium 12 (zie tabel 1 voor samenstelling), waardoor ~ 70 ml medium voor elke microkosmos. Bereiden in kruiken of kolven die handig voor zijn snelle gieten (niet meer dan 1-2 L per werper) en een magnetische roerstaaf in de werper tijdens autoclaveren. <ol><li> Nadat medium is afgekoeld tot ~ 55-65 ° C, supplementen toegevoegd en de pH werd gecontroleerd (zie tabel 1), giet in rond 100 mm, 15 mm diepe borden. De platen moeten worden gegoten ~ 0,9-1 cm diep (~ 70 ml / plaat). </li><li> Onderdelen van Jensen medium kan een troebel precipitaat vormen, dus is het belangrijk om de werper periodiek terugkeren naar de magnetische roerplaat onderdelen voorkomen bezinking. Precipitatie kan tennis van het bord nadat ze stollen, en hebben geen invloed op de prestaties, zolang deze gelijkmatig zijn verdeeld over de platen. </li><li> Stapel platen tijdens het storten aan de vorming van condensatie op de plaat deksels voorkomen. </li></ol></li><li> Na Jensen platen gestold, notch beide platen en deksels met een gewicht spatel die is gebogen in een U-vorm 5 (Figuur 3A). Verhit de bocht van de spatel met een brander tot roodgloeiend, inkeping 5-6 borden en verwarm dan weer. Wanneer de getande deksel op de schuine plaat wordt geplaatst, zal deze een ovale poort waardoor de shoot van de zaailing zal groeien (Figuur 3B) te creëren. Als getande platen moeten worden opgeslagen, wikkel individueel met paraffine film .. </li></ol> 3. Voorbereiding van Sinorhizobium meliloti Culturen Twee dagen voor planten inentingen, start culturen van alle S. meliloti stammen worden geïnoculeerd zaailingen. Cultures moeten worden gekweekt in LBMC (Luria-Bertani [Miller]) medium 13 aangevuld met 2,5 mM MgSO4, 2,5 mM CaCl2, en geschikte antibiotica (TY medium werkt ook goed). Zo weinig als 2-3 ml van elke kweek voldoende. <ol><li> Groeien bij 30 ° C onder schudden gedurende 2 dagen tot cellen dicht. </li><li> Voor de meeste planten inentingen, de groeifase van de S. meliloti is niet kritisch. Typisch, laat inloggen of vroeg-stationaire cellen worden gebruikt. </li></ol> 4. Het opmaken van M. truncatula Zaailingen op Individuele Microcosmi <ol><li> Na 3 dagen, open een kieming plaat (bereid in stap 1) en onmiddellijk te overspoelen met steriel ultrapuur water. Dip pincet in ethanol en vlam kort te steriliseren. Gebruik steriele tang om duw de wortel tips van alle zaailingen onder water om uitdroging te voorkomen. Wortels zullen variëren 2-6 cm lang. De meerderheid zal 3-4 cm zijn. Selecteer zaailingen met rechte wortels en geen duidelijkedefecten. </li><li> Controleer de deksels van medium microkosmossen de Jensen&#39;s voor de opbouw van condensatie. Flick de deksel om de condensatie te verwijderen of te vervangen door een nieuwe getande deksel. Als er een overmaat van condensatie op het deksel, kan de zaailing wortel zich aan het deksel en sterven na de condensatie droogt. </li><li> Met behulp van de tang, voorzichtig kies een zaailing van de kieming plaat door de zaadlobben en leg de root op medium microkosmos een Jensen. Controleer de wortelpunt in contact met de agar. </li><li> Verwijder voorzichtig de zaadhuid als het nog steeds aanwezig. De zaadvliezen moet los na weken in water gedurende 5-10 minuten. Zachtjes plagen de zaadhuid met de tang totdat het geeft weg, en gooi ze weg. De zaadlobben en ongeveer 0,5 cm van shoot moet uit de U-notch uitsteken in de plaat (Figuur 4A). Plaats voorzichtig de deksel van de plaat met de U-uitsparing van de deksel op de zaailing, het creëren van een portaal voor de zaailing (Figuur 4B).Zet platen opzij in horizontale stapels totdat alle zaailingen op microkosmossen geplaatst. </li><li> Gebruik alle zaailingen van elkaar kieming plaat die levensvatbaar kijken en hebben een rechte wortel. (Indien mogelijk, laat een plaat van zaailingen ongeopend te gebruiken als vervanging voor verwelkte zaailingen net voor inenting.) </li><li> Na het leggen van alle zaailingen, hen in staat stellen om te zitten op de horizontale Jensen&#39;s microkosmossen terwijl de S. meliloti inoculum suspensies zijn in voorbereiding. </li></ol> 5. Bereiding van S. meliloti Inoculum Schorsingen <ol><li> Controleer S. meliloti culturen periodiek na enten om zeker te zijn dat ze groeien. Na 2 dagen groei, moet de OD 600 tussen 2 en 4. </li><li> Pipetteer 0,5 ml van elke kweek in een steriele buis van 1,5 ml en centrifugeer tot pellet. Verwijder supernatant. </li><li> Was de cellen twee keer in beide 0,85% steriel NaCl of steriel ultrapuur water. Resuspendeer cellen in 0,5 ml 0,85% sterile NaCl of ultrapuur water. </li><li> Meet de OD 600 van een 1/10 verdunning van geresuspendeerd S. meliloti culturen uit stap 5.3. Op basis van deze lezing, maak een schorsing van elke cultuur in steriele ultrapuur water bij OD 600 = 0,05. Als de celdichtheid te hoog is, kan nodulatie worden geremd. Maak genoeg van het verdunde suspensie zodat 100 pi kan worden geënt op elke zaailing. De troebelheid van de OD 600 = 0,05 schorsing moet gewoon nauwelijks waarneembaar met het blote oog. </li></ol> 6. Inenting en afdichten van Microcosmi <ol><li> Onmiddellijk voorafgaand aan het begin van inentingen, controleer verlepte zaailingen die niet de overdracht aan medium microkosmos van het Jensen hebben overleefd. Vervangen die zaailingen met verse zaailingen van kieming platen. </li><li> Open elke microkosmos en te enten 100 ul van de juiste S. meliloti schorsing op de zaailing wortel. Plaats het deksel en zet apart in horizontale stacks van 6-10 microkosmos. Voor elke S. meliloti stam te vergelijken, inoculeren tenminste 15 planten. Voor stammen die subtiele verschillen in symbiotische productiviteit, te enten 30-35 planten. Laat minstens 10 planten ongeënt als een negatieve controle. Beënt 30-35 planten met S. meliloti 1021 of een andere geschikte wild-type stam om te dienen als de positieve controle. </li><li> Na de S. meliloti schorsing heeft tijd om te adsorberen gehad op de wortel oppervlak en de suspensie vloeistof is gedrenkt in de agar (ten minste 20 minuten.), wikkel elke plaat afzonderlijk met paraffine film. De platen moeten worden verpakt tot de rand van de uitsparing, maar het paraffine film niet de groei van de zaailing (figuur 4C) blokkeren. </li><li> Op het moment van verpakking een laatste controle wortels gehecht aan de binnenzijde van de deksel plaat. Om gehandeld wortels uit het deksel te verwijderen, leg de plaat plat op de bank en tik of veeg het deksel aan de wortel slaan terug op de agar surface. </li><li> Line up de zaailing portalen van elke stapel van 6-10 borden. Leg de stapel in een hoek van 90 ° met de zaailingen naar boven gericht (Figuur 4D). De kleverigheid van het paraffine film de platen op zijn plaats lang genoeg om de hele stapel verpakken in folie, waardoor een 1-2 cm strip uitgepakt wanneer de zaailingen komen (figuur 4E). De folie zal de wortels te beschermen tegen licht. </li><li> Plaats de folie verpakte stapels in een verlichte groeikamer of de groei ruimte bij 21-25 ° C, 60-70% relatieve vochtigheid en 100-175 umol / m -2 s -1 licht op een 16 uur licht / 8 uur donker cyclus ( Figuur 1A). Onder deze groeicondities, langdurige incubatie op licht hoger dan 200 umol / m -2 s -1 kan een nadelig effect hebben op de groei van planten te hebben. </li></ol> 7. Onderzoek van Root Systems en kwantificering van symbiotische Fenotypes Planten kunnen worden gehandhaafdmicrokosmos voor maximaal 9 weken. <ol><li> Knobbeltje nummer kan op een aantal tijdstippen worden gekwantificeerd door het uitpakken van de folie van elke stapel en het tellen van knobbeltjes. Ontwikkeling knobbeltjes op planten geïnoculeerd met S. meliloti 1021 wild type zijn duidelijk zichtbaar door 10-14 dagen na inenting. </li><li> Symbiotische productiviteit kan op elk tijdstip worden bepaald door de lengte van de opkomende schieten. </li><li> Uiteindelijke kwantificering van symbiotische productiviteit wordt meestal uitgevoerd bij 7 weken na de inenting door het losmaken van de shoot en het meten van het versgewicht van de shoot. Deze stap kan zo laat 9 weken worden uitgevoerd indien langer groei gewenst is. </li></ol>

<ol><li>Galibert, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+composite+genome+of+the+legume+symbiont+Sinorhizobium+meliloti%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">The composite genome of the legume symbiont Sinorhizobium meliloti.</a> Science. 293, 668-672 (2001).</li>
<li>Young, N. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Medicago+genome+provides+insight+into+the+evolution+of+rhizobial+symbioses%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">The Medicago genome provides insight into the evolution of rhizobial symbioses.</a> Nature. 480, 520-524 (2011).</li>
<li>Glazebrook, J., Walker, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+techniques+in+Rhizobium+meliloti%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Enzymol%22%5BJournal%5D)">Genetic techniques in Rhizobium meliloti.</a> Methods Enzymol. 204, 398-418 (1991).</li>
<li>Cheng, X., Wen, J., Tadege, M., Ratet, P., Mysore, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reverse+genetics+in+medicago+truncatula+using+Tnt1+insertion+mutants%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Reverse genetics in medicago truncatula using Tnt1 insertion mutants.</a> Methods Mol Biol. 678, 179-190 (2011).</li>
<li>Leigh, J. A., Signer, E. R., Walker, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exopolysaccharide-deficient+mutants+of+Rhizobium+meliloti+that+form+ineffective+nodules%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Exopolysaccharide-deficient mutants of Rhizobium meliloti that form ineffective nodules.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 82, 6231-6235 (1985).</li>
<li>Wong, K. K. Y., Fortin, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Petri+Dish+Technique+for+the+Aseptic+Synthesis+of+Ectomycorrhizae%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Journal+of+Botany-Revue+Canadienne+De+Botanique%22%5BJournal%5D)">A Petri Dish Technique for the Aseptic Synthesis of Ectomycorrhizae.</a> Canadian Journal of Botany-Revue Canadienne De Botanique. 67, 1713-1716 (1989).</li>
<li>Barker, D. G., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarker%2C+DG+%22The+Medicago+truncatula+handbook%22">The Medicago truncatula handbook</a>. Mathesius, U., Journet, E. P., Sumner, L. W. , (2006).</li>
<li>Leonard, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Simple+Assembly+for+Use+in+the+Testing+of+Cultures+of+Rhizobia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bacteriol%22%5BJournal%5D)">A Simple Assembly for Use in the Testing of Cultures of Rhizobia.</a> J Bacteriol. 45, 523-527 (1943).</li>
<li>Trung, B. C., Yoshida, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvement+of+Leonard+jar+assembly+for+screening+of+effective+rhizobium%5BTitle%5D)+AND+%22Soil+Sci+Plant+Nutr%22%5BJournal%5D)">Improvement of Leonard jar assembly for screening of effective rhizobium.</a> Soil Sci Plant Nutr. 29, 97-100 (1983).</li>
<li>Penmetsa, R. V., Cook, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+and+characterization+of+diverse+developmental+mutants+of+Medicago+truncatula%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Production and characterization of diverse developmental mutants of Medicago truncatula.</a> Plant Physiol. 123, 1387-1398 (2000).</li>
<li>Garcia, J., Barker, D. G., Journet, E. P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGarcia%2C+J+%22The+Medicago+truncatula+handbook%22">The Medicago truncatula handbook</a>. Mathesius, U., Journet, E. P., Sumner, L. W. , (2006).</li>
<li>Vincent, J. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aVincent%2C+JM+%22A+Manual+for+the+Practical+Study+of+the+Root-Nodule+Bacteria%22">A Manual for the Practical Study of the Root-Nodule Bacteria</a>. , Blackwell. (1970).</li>
<li>Sambrook, J., Fritsch, E. F., Maniatis, T. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSambrook%2C+J+%22Molecular+cloning%3A+a+laboratory+manual%22">Molecular cloning: a laboratory manual</a>. , 2nd, Cold Spring Harbor Laboratory Press. (1982).</li>
<li>Pladys, D., Vance, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proteolysis+during+Development+and+Senescence+of+Effective+and+Plant+Gene-Controlled+Ineffective+Alfalfa+Nodules%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">Proteolysis during Development and Senescence of Effective and Plant Gene-Controlled Ineffective Alfalfa Nodules.</a> Plant Physiology. 103, 379-384 (1993).</li>
<li>Vasse, J., de Billy, F., Truchet, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abortion+of+infection+during+the+Rhizobium+meliloti-alfalfa+symbiotic+interaction+is+accompanied+by+a+hypersensitive+reaction%5BTitle%5D)+AND+%22The+Plant+J%22%5BJournal%5D)">Abortion of infection during the Rhizobium meliloti-alfalfa symbiotic interaction is accompanied by a hypersensitive reaction.</a> The Plant J. 4, 555-566 (1993).</li>
<li>Johnson, L. E. B., Vance, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histological+and+Biochemical+Comparisons+of+Plant+Induced+Ineffective+Nodules%5BTitle%5D)+AND+%22Phytopathology%22%5BJournal%5D)">Histological and Biochemical Comparisons of Plant Induced Ineffective Nodules.</a> Phytopathology. 71, 884(1981).</li>
<li>Vance, C. P., Johnson, L. E. B., Hardarson, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histological+Comparisons+of+Plant+and+Rhizobium+Induced+Ineffective+Nodules+in+Alfalfa%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Plant+Pathology%22%5BJournal%5D)">Histological Comparisons of Plant and Rhizobium Induced Ineffective Nodules in Alfalfa.</a> Physiological Plant Pathology. 17, 167(1980).</li>
<li>Van de Velde, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aging+in+legume+symbiosis.+A+molecular+view+on+nodule+senescence+in+Medicago+truncatula%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Aging in legume symbiosis. A molecular view on nodule senescence in Medicago truncatula.</a> Plant Physiol. 141, 711-720 (2006).</li>
<li>Jones, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+production+of+the+exopolysaccharide+succinoglycan+enhances+Sinorhizobium+meliloti+1021+symbiosis+with+the+host+plant+Medicago+truncatula%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bacteriol%22%5BJournal%5D)">Increased production of the exopolysaccharide succinoglycan enhances Sinorhizobium meliloti 1021 symbiosis with the host plant Medicago truncatula.</a> J Bacteriol. 194, 4322-4331 (2012).</li>
<li>Queiroux, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparative+genomics+screen+identifies+a+Sinorhizobium+meliloti+1021+sodM-like+gene+strongly+expressed+within+host+plant+nodules%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Microbiol%22%5BJournal%5D)">A comparative genomics screen identifies a Sinorhizobium meliloti 1021 sodM-like gene strongly expressed within host plant nodules.</a> BMC Microbiol. 12, 74(2012).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

Er zijn verschillende stappen van het protocol dat van cruciaal belang voor het succes zijn: 1) De noodzaak van het gebruik van gezuiverd, plantencel-cultuur getest agar kan niet genoeg benadrukt worden. Dit is niet kritisch voor alfalfa zaailingen, maar het is essentieel voor de groei van M. truncatula A17. 2) Het is belangrijk dat zaailingen ontkiemen inzake verticale agarplaten zoals beschreven in stap 1. De veel gebruikte techniek van kiemende zaailingen op een omgekeerde horizontaal oppervlak in een 15 mm ...

De interactie tussen de peulvruchten waardplant Medicago truncatula A17 en de stikstofbindende bacterie Sinorhizobium meliloti 1021 is een van de meest handelbare modelsystemen voor de studie van de wortel nodule ontwikkeling en stikstofbindende symbiose. De genomen van beide symbiotische partners zijn gesequenced 1,2 en zowel plant als bacterie vatbaar zijn voor genetische manipulatie 3,4. Analyse van de fenotypen van zowel plantaardige en bacteriële mutanten vereist het vermogen om de stadia van ontwikkeling nodule observeren en de symbiotische productiviteit kwantificeren tijd. Hier beschrijven we een methode voor de waarneming van de wortel knobbel ontwikkeling van M. truncatula cv. Jemalong A17 geënt met S. meliloti 1021 binnen afzonderlijke microkosmos gemaakt van standaard, rond 100 mm diameter, 15 mm diep laboratorium platen (Figuur 1A). De shoot is blootgesteld en groeit door een getande portaal in de zijkant van de plaat (Figures 1B, 1C en 1E). Wortels zijn vervat in de microkosmossen en hield steriele, terwijl waarneming door het deksel van de plaat (figuur 1D). Aangezien de shoot toegankelijk is, is de groei niet beperkt en kan worden gemeten periodiek zonder de steriliteit van de wortel. De methode om getande plaat batches werd oorspronkelijk ontwikkeld door Leigh, et ​​al.. 5 voor het kweken alfalfa planten, maar het was niet wijd goedgekeurd ondanks zijn vele voordelen boven andere methoden. Een variant op deze methode werd ontwikkeld voor de analyse van de interactie tussen plantenwortels en mycorrhizae 6. We hebben nu aangepast en geoptimaliseerd deze methode voor de groei van M. truncatula planten. De voordelen van dit protocol dan meer gebruikelijke methoden worden hieronder beschreven. Er zijn verschillende methoden die momenteel veel gebruikt voor nodulatie studies van M. truncatula inoculatieberekend met S. meliloti 7. De meest gebruikte methode voor grootschalige bereiding van bladnodulerende wortels is de groei in luchtteelt caissons 7. In deze methode worden planten opgehangen over een groot vat en wortels worden belucht met een mengsel van S. meliloti en voedingsoplossing 7. Deze methode is handig als slechts een genotype van S. meliloti worden uitgetest. Aangezien aërosolvorming van hoge concentraties bacteriën vereist, is er een grote kans op kruisbesmetting tussen caissons geïnoculeerd met verschillende bacteriestammen. Een andere methode die vaak wordt gebruikt om grote hoeveelheden geïnoculeerde planten bereiden is groei in kuipen of potten van perliet, vermiculiet, zand of gecalcineerde klei die zijn doordrenkt met voedingsoplossing en geïnoculeerd met S. meliloti 7. Deze methode vereist het gebruik van open bakken of potten, en vereist drenken en het bijvullen van de voedingsoplossing. Een ander nadeel van potten is dat plantenmoeten worden verwijderd uit deze deeltjes matrix voor het onderzoek van de wortels en knobbeltjes. Een ander nadeel van deze werkwijze is dat een groot gebied van incubator ruimte nodig wanneer veel verschillende S. meliloti genotypen worden vergeleken, omdat een aparte pot worden gebruikt voor elke bacteriële genotype. De &quot;Leonard jar&quot; is een variant op deze methode 8,9. Een Leonard pot bestaat uit twee gesteriliseerd vaartuigen gestapeld bovenop elkaar en verbonden door een lont. Groeimedium geplaatst in het onderste vat opgesteld door de lont door capillaire werking in een groeimatrix perliet, vermiculiet, zand of gecalcineerde klei in het bovenste vat. De zaailing (s) in de groei matrix geplaatst en geïnoculeerd met S. meliloti. Deze methode vereist geen water geven, maar onderzoek van wortels en knobbeltjes vereist dat de zaailing van de deeltjes groei matrix worden verwijderd. Er zijn verschillende methoden die wel toestaan ​​eenvoudig onderzoek van roots. Een daarvan is de doorzichtige plastic &quot;growth etui&quot; 7. Een nadeel van deze werkwijze is dat vaak water nodig aangezien slechts ≤ 10 ml vloeibaar medium voor optimale groei M. truncatula in zakjes 7. Pouch experimenten worden ook meestal beperkt tot ~ 2 weken 7, als gevolg van afbraak van het papier lont in het zakje. Twee andere methoden die algemeen worden gebruikt zijn vergelijkbaar met onze werkwijze dat de planten gekweekt op agar en wortels zichtbaar, maar deze werkwijzen hebben ook nadelen dat onze procedure vermijdt. In deze werkwijzen worden planten geheel opgenomen binnen 24.5 cm x 24.5 cm agarplaten afgedicht rond de bovenkant met poreuze chirurgische tape of gekweekt in-agar schuine buizen afgesloten met prop watten of plastic doppen 7. Beide methoden maken een eenvoudige onderzoek van wortels en kunnen steriel worden gehouden. Echter, de agarslant buizen meestal gekweekt met slechts 20 ml agar medium 7 en vereisen drenken en voedingsstoffen eenddition voor lange termijn groei van planten. Planten binnen de 24,5 cm x 24,5 cm agar plaat microkosmossen voldoende vocht en voedingsstoffen voor de groei op lange termijn, maar de groeiende shoot snel wordt beperkt binnen de bijgevoegde plaat microkosmos en ethyleen gas kan opbouwen remmen nodulatie 7. In de hier beschreven procedure, wordt de shoot blootgesteld en groeit vrij buiten de microkosmos die ~ bevat 70 ml van de media, waardoor de groei op lange termijn. De hier beschreven procedure kan niet alleen nuttig zijn voor de studie van nodulatie van vlinderbloemige planten, maar ook voor de studie van wortel fenotypen andere middelgrote planten. Het verschil tussen deze microkosmossen en een traditionele polycarbonaat plantenweefsel cultuur pot is dat wortels in de plaat batches beschreven groeien op het verticale oppervlak van de agar dan naar beneden in een horizontale laag van agar onderaan de pot. Hierdoor kan de wortel worden getild van het agar oppervlak met minimale dAmage naar wortelharen en minimale hechting van agar aan de wortel oppervlak, dat het onderzoek van wortelharen vergemakkelijkt door microscopie.

<table><tbody><tr><td>Agar gezuiverd, getest op plantencelcuur</td><td>Sigma</td><td>A7921</td><td></td></tr></tbody></table>

single-plant, steriel microcosmi voor nodulatie en groei van de peulvrucht installatie<em&gt; medicago truncatula</em&gt; met de stikstofbindende symbiont<em&gt; sinorhizobium meliloti</em

Single-plant, Sterile Microcosms for Nodulation and Growth of the Legume Plant Medicago truncatula with the Rhizobial Symbiont Sinorhizobium meliloti

Stikstofbindende bacteriën vormen symbiotische, stikstofbindende knobbeltjes op de wortels van compatibele host vlinderbloemige planten. Een van de meest goed ontwikkelde modelsystemen voor de studie van deze interacties is de plant Medicago truncatula cv. Jemalong A17 en de stikstofbindende bacterie Sinorhizobium meliloti 1021. Herhaalde beeldvorming van plantenwortels en scoren van symbiotische fenotypes vereist methoden die niet-destructief om ofwel planten of bacteriën. De symbiotische fenotypes van sommige planten en bacteriële mutanten duidelijk worden na relatief korte perioden van groei, en geen langdurige observatie van de gastheer / symbiont interactie vereisen. Echter, subtiele verschillen in symbiotische efficiëntie en knobbeltje veroudering fenotypes die niet zichtbaar zijn in de vroege stadia van de nodulatie proces vereisen relatief lange periodes groei voordat ze kunnen worden gescoord. Verscheidene werkwijzen zijn ontwikkeld voor groei en observatie van de gastheer / symbiont paar lange termijn.Echter, veel van deze methoden vereisen herhaalde water, die de mogelijkheid van verontreiniging met andere microben vergroot. Andere methoden vereisen een relatief grote ruimte voor de groei van grote aantallen planten. De beschreven methode hier, symbiotische groei van M. truncatula / S. meliloti in steriele, single-fabriek microkosmos, heeft verschillende voordelen. Planten in deze batches voldoende vocht en voedingsstoffen zodat water niet nodig tot 9 weken, voorkomen kruisbesmetting tijdens drenken. Hierdoor kunnen fenotypes te worden gekwantificeerd die kunnen worden gemist op korte termijn groei systemen, zoals subtiele vertragingen in knobbeltje ontwikkeling en vroege knobbeltje veroudering. Ook zijn de wortels en knobbeltjes in de microcosmos gemakkelijk gezien door de plaat deksel, zodat actuele beworteling van de planten waarneming is niet vereist.

De bereiding en inoculatie van deze plaat microcosmos is relatief eenvoudig in vergelijking met andere methoden in de inleiding beschreven. Het gebruik van deze microkosmos laat ook langdurig plantengroei (maximaal 9 weken) zonder water of voedingssupplementen, onderhoud van wortel steriliteit, zowel gemakkelijk onderzoek van wortels en de bescherming van de wortels van het licht, groei van de vrije plant scheuten, gemakkelijke toegang tot de shoot voor lengtemeting, en verwijdering van planten uit de batches met minima...

Groei van Medicago truncatula planten in symbiose met de stikstofbindende bacteriën Sinorhizobium meliloti in individuele, steriele microkosmossen gemaakt van standaard laboratorium platen maakt veelvuldig onderzoek van het wortelstelsel en knobbeltjes, zonder afbreuk te doen aan de steriliteit. Planten kunnen in deze groeikamers worden gehandhaafd tot 9 weken.

Single-plant, Steriel Microcosmi voor nodulatie en groei van de peulvrucht installatie<em&gt; Medicago truncatula</em&gt; Met de stikstofbindende Symbiont<em&gt; Sinorhizobium meliloti</em

Rhizobial  bacteria form symbiotic, nitrogen-fixing nodules on the roots of compatible host  legume plants.  One  of the most well-developed model systems ...

Het algemene doel van deze procedure is om de symbiotische fenotypes van Medicago truncatula-planten te kwantificeren die zijn geïnoculeerd met verschillende mutante varianten van de stikstofbindende bacterie Sinorhizobium meliloti, gebruikmakend van steriele microcosmen voor individuele planten gemaakt van standaard laboratoriumplaten. Dit wordt bereikt door eerst de zaden van M. truncatula te scarificeren met zuur en de zaden te laten kiemen op agarplaten. De tweede stap is het voorbereiden van steriele microcosmen voor individuele planten door met een gebogen, hete spatel een inkeping te maken in elke gestolde plaat en het bijbehorende deksel, waarna de plaat wordt gesloten.Later laten we een ovaal gat in de zijkant. Leg vervolgens individuele Mula-zaailingen op de microcosmen, waarbij de wortelpunt het agar raakt en 0,5 centimeter van de scheut uit de U-inkeping in de plaat steekt. De laatste stap is inoculatie met SME-latte en incubatie van de platen als in folie gewikkelde stapels in een verlichte groeikamer.Uiteindelijk wordt de kwantificering van de lengte en het gewicht van de plantscheut en het type knolletje gebruikt om het relatieve symbiotische succes van elke S milliot-hoogstammige variant of ULA-mutant aan te tonen. Het belangrijkste voordeel van deze techniek ten opzichte van andere methoden die continue visuele observatie van de wortelgroei mogelijk maken, zoals kweekzakken en cason, is dat er zeer weinig risico is op kruisbesmetting van planten die zijn geïnoculeerd met verschillende Cy Melo-stammen. Deze methode kan helpen bij het beantwoorden van kernvragen binnen het vakgebied van de Zoia legum-symbiose, zoals het tijdsbestek van de ontwikkeling van wortelknolletjes in mego trica-planten die zijn geïnoculeerd met een collectie s rosa Melodi-stammen die wortels met verschillende efficiënties binnendringen.Een visuele demonstratie van deze methode is cruciaal, aangezien de constructie van de microcosmen en de overplantage van de zaailingen moeilijk in tekst te beschrijven zijn. Haji Mendez, een promovendus, en Clotilde Caru, een postdoc in mijn laboratorium, zullen mij helpen bij het demonstreren van deze procedure. Deze procedure begint met de sterilisatie van de M trunk aula.Voor de zuurskarificatie van A 17 zaden: weeg eerst voldoende zaden af voor het gewenste aantal zaailingen. Mula A 17 zaden wegen ongeveer vier milligram per stuk. Breng de zaden over naar steriele kolven van 125 milliliter met steriele folieafdekkingen en pipetteer 20 milliliter geconcentreerd zwavelzuur langs de wand van de kolf. Door het zuur langs de wand te pipetteeren, wordt de binnenkant van de kolf die in contact is gekomen met de ongesteriliseerde zaden, gesteriliseerd.Breek klonters zaad open met een steriele glazen pipette. Schud elke kolf regelmatig gedurende 10 tot 12 minuten. Er worden kleine bruine putjes zichtbaar op de zaden.Dit zijn minuscule gaatjes in de zaadhuid; wanneer ten minste 10% van de zaden kleine bruine putjes vertoont of wanneer er 12 minuten zijn verstreken, welkst eerst optreedt, verwijdert u al het zuur uit de kolf met een steriele glazen pipet. Kantel de kolf om het resterende zuur in de buiging van de kolf te verzamelen en gebruik een kleine glazen pipet om al het resterende zuur te verwijderen. Spoel de zaden door snel 100 milliliters steriel ultrapuur water in elke kolf te gieten. Het overtollige watervolume zal het zuur verdunnen en oververhitting en zaadbeschadiging voorkomen tijdens de reactie van het zuur met het water. Giet het water af en steriliseer de rand van de kolf met een vlam.Voeg 50 milliliters steriel ultrapuur water toe aan elke kolf en wals deze. Giet het water af en flamber de opening van de kolf. Voeg nogmaals 50 milliliters steriel ultrapuur water toe en wals op dezelfde wijze.Spoel de zaden acht tot 10 keer na de laatste spoeling. Giet 50 milliliters steriel ultrapuur water in elke kolf, plaats de steriele folieafdekking terug en bewaar de kolven gedurende de nacht bij vier graden Celsius in het donker. Om de zaden de volgende dag te laten impregneren, brengt u de twee kolven over naar een steriele laminaire flowkast.Alle volgende stappen moeten worden uitgevoerd in een steriele laminaire flowkast, omdat in de lucht zwevende schimmelsporen de meest problematische verontreinigingen zijn. Giet het water uit elke kolf en spoel tweemaal met ongeveer 25 milliliters ultrapuur water. Voeg na de tweede spoeling 20 milliliters steriel ultrapuur water toe aan elke kolf, draai de kolf om de zaden opnieuw te suspenderen en giet de zaden in een 1,1 tot 1,2%Agar kiemplaat; draai de plaat om de zaden te verspreiden.De zaden moeten gelijkmatig worden verdeeld over een band van vier tot vijf centimeter. Aan één uiteinde van de plaat wordt dit de bovenzijde van de plaat. De onderste vijf tot zes centimeter moet vrij blijven van zaden.Zuig het water af met een steriele pipet. Kantel de plaat onder een hoek van 45 graden gedurende 10 tot 20 minuten zodat het resterende water naar de onderkant van de plaat kan weglopen. Verwijder vervolgens al het water dat zich onderaan de gekantelde plaat heeft verzameld met een steriele pipet.Plaats het deksel terug en verzegel de plaat met parafilm. Stapel de kiemplaten op elkaar en kantel ze vervolgens allemaal omhoog. In een hoek van 90 graden zullen de zaden op het verticale oppervlak van de agar liggen.Volledig gehydrateerde zaden moeten gemakkelijk aan de agar hechten. De wortels zullen naar beneden groeien. Wikkel de stapel kiemplaten in folie om licht te blokkeren en bewaar deze drie dagen bij 25 °C.Om deze procedure te starten, bereidt u jenssen's medium volgens het recept en de instructies in het bijbehorende manuscript. Nadat het medium is afgekoeld, de supplementen zijn toegevoegd en de pH is gecontroleerd, begint u met het gieten van het medium in ronde platen van 100 millimeter diameter en 15 millimeter diepte.Platen moeten ongeveer 0,9 tot één centimeter diep worden gegoten, waarbij ongeveer 70 milliliter medium per plaat wordt gebruikt. Stapel de platen tijdens het gieten om de vorming van condens op de platendeksels te voorkomen.Componenten van het Jenssen-medium kunnen een troebele neerslag vormen, dus het is belangrijk om de kolf periodiek terug te plaatsen op de magnetische roerder om te voorkomen dat componenten bezinken. Nadat de Jenssen-platen zijn gestold, moeten zowel de platen als de deksels worden ingekerfd met een weegspatel die in een U-vorm is gebogen. Verhit de buiging van de spatel met een brander tot deze roodgloeiend is, kerf vijf tot zes platen in en verhit deze vervolgens opnieuw om opnieuw te kerven; kerf ook de platen-deksels in.Wanneer het inkepingdeksel op de inkepingplaat wordt geplaatst, ontstaat er een ovaal portaal waardoor de scheut van het zaailing kan groeien. Drie dagen nadat de Mula-zaden voor kieming zijn uitgeplaat zoals eerder beschreven, opent u een kiemplaat en overstroomt u deze onmiddellijk met steriel ultrapuur water. Doop een pincet in ethanol en vlam het kort af om te steriliseren.Gebruik de steriele pincet om de worteltoppen van alle zaailingen voorzichtig onder water te duwen om uitdroging te voorkomen en selecteer zaailingen met rechte wortels en zonder duidelijke defecten. Controleer de deksels van de microcosmen met Jenssen-medium op condensvorming. Tik met de pincet tegen het deksel om de condensatie te verwijderen.Pak voorzichtig een zaailing bij de randen van de kiemplaat en leg de wortel op een Jenssen's medium microkosmos. Zorg ervoor dat de wortelpunt in contact staat met de agar.Verwijder voorzichtig de zaadhuid als deze nog aanwezig is. Pluk voorzichtig aan de zaadhuid met de pincet tot deze loslaat en gooi deze weg. Ongeveer 0,5 centimeter van de scheut moet uit de U-inkeping in de plaat steken. Plaats het deksel van de plaat voorzichtig terug, waarbij de U-inkeping van het deksel over de kiemplant komt te liggen, zodat er een opening voor de kiemplant ontstaat voorafgaand aan de inoculatie van de microcosmen. De inoculum-suspensies worden bereid uit S. mil latte-culturen zoals beschreven in de begeleidende tekst.Elke suspensie wordt verdund in steriel ultrapuur water tot een OD 600 van 0,05; de troebeling van de suspensie moet nauwelijks met het blote oog waarneembaar zijn. Open elk microkosmos en inoculeer 100 µL van de betreffende salvati-suspensie op de wortel van het zaailingtje. Plaats het deksel terug en zet de microkosmos opzij in horizontale stapels van zes tot 10 stuks voor elke SEL-stam die vergeleken wordt.Inoculeer ten minste 15 planten voor stammen die subtiele verschillen vertonen in symbiotische productiviteit. Inoculeer 30 tot 35 planten. Laat ten minste 10 planten niet-geinoculeerd als negatieve controle. Inoculeer 30 tot 35 planten met Esme Lata 1 0 2 1 of een andere geschikte wildtype-stam om als positieve controle te dienen. Wacht ten minste 20 minuten om de Esme Lata-suspensie te laten absorberen op het worteloppervlak en om de suspensievloeistof in de agar te laten trekken. Wikkel elke plaat afzonderlijk in met paraffinefolie. De platen moeten tot aan de rand van de inkeping worden omwikkeld, maar de paraffinefolie mag de groei van de zaailing niet blokkeren. Lijn de zaailingportalen van elke stapel van zes tot 10 platen uit.Leg de stapel in een hoek van 90 graden neer, met de zaailingen naar boven gericht. De kleefkracht van de paraffinefolie houdt de platen lang genoeg op hun plaats om de gehele stapel in aluminiumfolie te wikkelen, waarbij een strook van één tot twee centimeter onbedekt blijft waar de zaailingen uitkomen. Plaats de in folie gewikkelde stapels in een verlichte groeikamer of groeiruimte die is ingesteld op de juiste condities.Planten kunnen tot negen weken in microcosmen worden gehouden. Het aantal wortelknolletjes kan op verschillende tijdstippen worden gekwantificeerd door het folie van elke stapel te verwijderen en de knolletjes te tellen. Ontwikkelende wortelknolletjes bij planten die zijn geïnoculeerd met SME 1 0 2 1 wild type zijn zichtbaar 10 tot 14 dagen na inoculatie.De symbiotische productiviteit kan op elk tijdstip worden gemeten door de lengte van de opkomende scheut te bepalen. De uiteindelijke kwantificering van de symbiotische productiviteit wordt gewoonlijk zeven weken na inoculatie uitgevoerd door de scheut los te maken en het versgewicht van de jonge zaailingen te meten. In deze foto is te zien hoe ze groeien in microcosmen in een incubator.Bij een compacte indeling passen er meer dan 220 microcosmen op een incubatorshelf van 73,8 centimeter bij 67,5 centimeter. De volgende vier afbeeldingen tonen verschillende aanzichten van microcosmen met Mula. Panelen B en C van afbeelding 17, planten geïnoculeerd met wild type S, Malta 1 0 2 1, tonen microcosmen in een met folie omwikkelde stapel, waarbij de planten uit de portalen van de microcosmen groeien.De scheutlengte kan worden gemeten vanaf het punt van tevoorschijn komen uit de microcosmos zonder de plant te verstoren. Paneel D toont een enkele microcosmos waarbij de folie is verwijderd en de wortel en wortelknolletjes door de voorkant van de plaat zichtbaar zijn. Paneel E toont dezelfde microcosmos die plat ligt, waarbij de plant uit de opening in de plaat komt.Groei in de microcosmen is ideaal voor het verzamelen van een reeks tijdspunten van knolletjesontwikkeling en scheutlengte. Deze grafiek toont gegevens over de scheutlengte voor emran atula. 17 planten geïnoculeerd met wildtype Es Malta 1 0 2 1 vergeleken met niet-geïnoculeerde planten zeven weken en negen weken na inoculatie.Negen weken na inoculatie worden de scheuten afgeknipt voor de meting van het natgewicht van de scheut. Niet-geïnoculeerde planten zullen stoppen met groeien, geel worden en hun scheuten zullen een gewicht van slechts ongeveer 0,01 gram bereiken. Planten die zijn geïnoculeerd met ssta-stammen die Mula efficiënter binnendringen, zullen sneller groeien en tegen negen weken na inoculatie een gewicht van 0,10 tot 0,12 gram bereiken.Deze figuur toont voorbeelden van drie symbiotische fenotypes zeven weken na inoculatie. De relatieve symbiotische productiviteit van MTR aula. A 17 planten geïnoculeerd met verschillende smeta-stromen wordt gekwantificeerd door de scheutlengte in centimeters, meters, en het versgewicht van de scheuten in grammen.Asterisken boven de graft-staven duiden op een statistisch significant verschil ten opzichte van de 1 0 2 1 wild-type referentiestam in een ongepaarde T-test. Het aantal wortelknolletjes op planten geïnoculeerd met deze stammen wordt getoond in Paneel C. Een roze kleur geeft aan dat knolletjes functioneel zijn en in staat zijn tot stikstoffixatie, terwijl kleine witte knolletjes gewoonlijk niet-functioneel zijn en bruine knolletjes senescent en necrotisch zijn. De vergelijkingen in deze figuur toonden aan dat de symbiotische productiviteit van M trunk aula A 17 planten geïnoculeerd met SML Lavati 1 0 2 1 die het P-S-T-B-L-A FFR five XOY-plasmide dragen, welke de XOY ecop parentale fosfaat-galactose fosfotransferase overexpresseren, groter is dan die van wild-type S me 1 0 2 1 en stammen die het negatieve controleplasmide P-S-T-B-L-A-F-R five dragen.Deze ex oy-overexpressiestammen produceren meer van het symbiotische exo-polysaccharide SAG-glycaan dan de controlestammen. De mogelijkheid om verschillen in symbiotische fenotypes te kwantificeren die meerdere weken nodig hebben om zich te manifesteren, is een belangrijk voordeel van deze methode voor alle maten van symbiotische productiviteit. Op MTR Aula A 17 presteren de Sano Zoia Medicaid-stammen WSM 4 1 9 en ABS seven beter dan Smeta 1 0 2 1-planten die zijn geïnoculeerd met een XO YN vijf-nullmutant die geen suc- en O-glycaan produceert; deze vertoonden vergelijkbare scheutlengtes en versgewichten als niet-geïnoculeerde planten en produceerden alleen ineffectieve wortelknolletjes op het moment dat het microkosmosmodel wordt gedemonteerd en de versgewichten van de scheuten worden gemeten; de scheuten kunnen ook worden verwijderd.Voor het verkrijgen van representatieve beelden van de M trunk atula. In deze figuur worden 17 wortels getoond na verwijdering uit de microcosmen. Panelen A en B zijn beelden 10 dagen na inoculatie en paneel C is een beeld 14 dagen na inoculatie; de schaalbalk in elk beeld komt overeen met 100 microns.De hier getoonde wortels werden geïnoculeerd met smeta 1 0 2 1 wildtype, een smeta-stam met een egg, C Gus-fusie en een smeta-stam met een SMC 0 0 9 1 1. Gus-fusie in paneel C; Gus-kleuring van STI-cellen met de SMC 0 0 9 1 1 Gus-fusie is zichtbaar op de wortelharen en het worteloppervlak. Bij het uitvoeren van deze procedure is het belangrijk om te onthouden dat de wortel van het zaailingenaltijd in contact moet blijven met de agar na het volgen van deze procedure.Andere methoden, zoals doorsneden en het kleuren van noduli, evenals de preparatie van totaal RNA uit wortels en noduli, kunnen worden uitgevoerd om de verschillen in anatomie, fysiologie en genexpressie te analyseren die geassocieerd zijn met elk symbiotisch fenotype. Na het bekijken van deze video zou u een goed begrip moeten hebben van hoe u steriele microcosmen voor enkele planten opzet voor de observatie van de Mego Tula Sino Rosa Melo symbiose, inclusief zaadkieming, de preparatie van de microcosmen en de inoculatie van de zaailingen.

single-plant-sterile-microcosms-for-nodulation-growth-legume-plant

Research

JoVE Journal

Environment

Milieu

Laten we zien hoe harige wortel composiet planten kunnen worden gebruikt om de plant-Rhizobium interacties en nodulatie studie in het moeilijk te transformeren...

Genereren van Composite Planten in Medicago truncatula Gebruikt voor nodulatie Assays

Twee verschillende manieren om het scherm planten met wortelknobbelaaltjes worden beschreven. De beschreven benaderingen omvatten high-throughput schermen met nematoden in een niet-destructieve manier vergemakkelijkt het gebruik van deze planten in fokprogramma's.

High and Low Throughput Schermen met wortelknobbelaaltjes Meloidogyne spp.</em

Massaspectrometrische imaging (MSI) is een krachtig instrument dat kan worden gebruikt om verschillende chemische stoffen ontdekken en identificeren intacte weefsels behoud van de verbindingen in hun eigen omgeving, waarin nieuwe inzichten in biologische processen kunnen leveren. Hierin een MSI werkwijze ontwikkeld voor de analyse van kleine moleculen beschreven.

MALDI-Massaspectrometrische Imaging voor onderzoek naar metabolieten in<em&gt; Medicago truncatula</em&gt; Wortelknolletjes

Het doel is om te illustreren dat het model-legume Medicago truncatula gemakkelijk kan worden gebruikt om de regulatie van vroege plantenembryogenese te onderzoeken als aanvulling op het niet-legume Arabidopsis-model. De morfologie van peulen is gekoppeld aan stadia van zygotische embryogenese en er wordt ook een protocol gegeven om embryo's te verzamelen met behulp van weefselkweek.

Protocollen voor het verkrijgen Zygotic en somatische embryo&#39;s voor het bestuderen van de verordening van de vroege embryo ontwikkeling in de Model Legume<em&gt; Medicago truncatula</em

Promotor expressie analyses zijn cruciaal voor de verbetering van het begrip van genexpressie en de spatio uitdrukking van de doelgenen. Hierin presenteren wij een protocol om te identificeren, isoleren en klonen van een plant promotor. Verder, beschrijven we de karakterisatie van de knobbel-specifieke promotor in de gemeenschappelijke bean harige wortels.

De analyse van de promotor van de plant: Identificatie en karakterisering van Root knobbeltje specifieke promotor in de gemeenschappelijke Boon

Dit protocol biedt experimentele stappen en informatie over reagentia, apparatuur en analysetools voor onderzoekers die geïnteresseerd zijn in het hele genoom arraygebaseerd vergelijkende genomic hybridisatie (CGH) analyse van kopie nummer variaties in uit te voeren planten.

Een Array gebaseerde vergelijkende Genomic hybridisatie Platform voor de efficiënte opsporing van kopie-nummer variaties in snelle neutronen geïnduceerde Medicago truncatula mutanten

Hier beschrijven we een protocol om amplicon reeks gegevens van bodem, rhizosfeer en wortel endosphere microbiomes te verkrijgen. Deze informatie kan worden gebruikt voor het onderzoeken van de samenstelling en de diversiteit van de plant-geassocieerde microbiële gemeenschappen, en is geschikt voor het gebruik met een breed scala van plantensoorten.

Verkennen van de wortel Microbiome: extraheren van gegevens van de bacteriële Gemeenschap uit de bodem, de rhizosfeer, en de wortel Endosphere

Parasponia andersonii is een snelgroeiende tropische boom die behoort tot de cannabis familie (Cannabaceae) en kan stikstof fixerende wortel knobbeltjes vormen in samenwerking met de Rhizobium. Hier beschrijven we een gedetailleerd protocol voor omgekeerde genetische analyses in P. andersonii op basis van Agrobacterium tumefaciens-gemedieerde stabiele transformatie en op crispr/Cas9 gebaseerde genoom bewerking.

Transformeren, genoom bewerking en Fenotyping de stikstoffixatie tropische Cannabaceae boom Parasponia andersonii

Dit protocol is bedoeld om gedetailleerde procedures te bieden voor het verzamelen, fixeren en onderhouden van mycoheterotrofe plantenmonsters, waarbij verschillende microscopietechnieken worden toegepast, zoals scanning- en transmissie-elektronenmicroscopie, licht-, confocale en fluorescentiemicroscopie om schimmelkolonisatie te bestuderen in plantenweefsels en zaden ontkiemd met mycorrhizaschimmels.

Microscopietechnieken voor het interpreteren van schimmelkolonisatie in mycoheterotrofe plantenweefsels en symbiotische kieming van zaden

Dit protocol beschrijft een methode voor eukaryote polysoomzuivering van intacte sojabonenknobbels. Na sequencing kunnen standaardpijplijnen voor genexpressieanalyse worden gebruikt om differentieel tot expressie gebrachte genen op transcriptoom- en translatoomniveau te identificeren.

Polysoom zuivering van sojabonen symbiotische knobbeltjes

Leer hoe u steriele microcosmen voorstelt om symbiotische fenotypes van Medicago truncatula te kwantificeren met Sinorhizobium meliloti. Deze methode maakt nauwkeurige observatie van wortelknobbelontwikkeling mogelijk.

Single-plant, Steriel Microcosmi voor nodulatie en groei van de peulvrucht installatie Medicago truncatula Met de stikstofbindende Symbiont Sinorhizobium meliloti (Video) | JoVE Journal

Single-plant, Steriel Microcosmi voor nodulatie en groei van de peulvrucht installatie

Meer video's verkennen