Name: Helminth-verzameling en -identificatie uit wilde dieren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-12-14T20:15:00.000+00:00
Duration: 9 min 37 s
Description: Leer een gestandaardiseerd protocol voor het verzamelen, conserveren en identificeren van parasitaire wormen uit wilde dieren. Deze methode omvat necropsie, orgaanonderzoek en kleuringstechnieken voor nauwkeurige soortbepaling.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

De auteurs willen Dr. Joe N. Caudell, Disease Biologist voor het Indiana USDA APHIS Wildlife Services Program aan Purdue University, bedanken voor het verstrekken van specimens die werden gebruikt voor het verzamelen van helminten voor de productie van deze video. Jennifer Serafin bereidde alle chemische oplossingen voor.

Dieren die in de volgende experimenten werden gebruikt, werden dood aangetroffen als wegwerpen.
1. Necropsie van dieren en screening van belangrijke organen voor helminth-collectie
<ol>
	<li>Plaats het dier op een vlakke ondergrond en onderzoek alle externe openingen, inclusief oren, mondholte en ogen, met een vergrootglas op het voorkomen van nematoden (rond) en trematoden (plat en niet-segmenteerd) (zie Figuur 1).</li>
	<li>Als u met vogels werkt, was ze met kraanwater om de veren te bevochtigen voordat u ze uit elkaar haalt.</li>
	<li>Gebruik een scherp mes of mes en met behulp van een paar dissectiepincetten, maak een incisie over de buikholte, zorg ervoor dat u geen organen breekt. Voor schildpadden met een harde carapax, gebruik een handzaag om door het bot bij de brug te snijden tussen de borst- en buikschilden.</li>
	<li>Open de borstholte zoals hierboven; voor grote dieren, kunnen botkniptangen of een kleine handzaag nodig zijn om door de ribben te snijden.</li>
	<li>Als u met vogels werkt, onderzoek de luchtzakken in situ voordat u organen verwijdert. Gebruik indien nodig een vergrootglas.</li>
	<li>Onderzoek beide holten op filariale rondwormen en grote trematoden.</li>
	<li>Voordat u het maagdarmkanaal uit de buikholte verwijdert, bind een draad dicht bij het begin van de slokdarm en een andere aan het einde van de dikke darm (rectum).</li>
	<li>Separeren van de volgende borstholte organen in petrischalen (of glazen bakjes als organen te groot zijn) voor onderzoek onder een stereomicroscoop (10-30X): hart en belangrijke bloedvaten, luchtpijp en longen.</li>
	<li>Verwijder lever, galblaas en -kanaal, alvleesklier, milt, nieren en urineblaas en onderzoek zoals beschreven in stap 1.8.</li>
	<li>Verwijder het volledige spijsverteringsstelsel en plaats elke sectie in glazen schalen/bakken.</li>
	<li>Nadat de organen zijn verwijderd, spoel de lichaamsholte met een slang of spuitfles gevuld met 0,9% zoutoplossing in een 106 μm zeef en onderzoek de zeefinhouden onder een stereomicroscoop op het voorkomen van filariale wormen of bloedtrematoden.</li>
	<li>Open elke sectie van het spijsverteringskanaal met een schaar, schraap de mucosa en onderzoek zorgvuldig op het voorkomen van grote parasieten (>1 cm). Gebruik indien nodig een vergrootglas. De proboscis van acanthocephalans zijn vaak diep ingebed in de wand van de darm en moeten voorzichtig worden losgemaakt van het weefsel met pincetten en/of kleine schaar.</li>
	<li>Plaats elke geopende sectie onder stromend water en spoel alle inhoud in een 106 μm zeef zoals beschreven in stap 1.11.</li>
	<li>Open het hart en belangrijke bloedvaten (pulmonair en aorta), luchtpijp en urine- en galblaas en onderzoek de inhoud op dezelfde manier.</li>
	<li>Snijd vaste organen zoals longen, lever, nieren, milt en pancreas met een scherp mes en pincetten in stukken en spoel ze onder stromend water in een 106 μm zeef zoals beschreven in stap 1.11.</li>
	<li>Noteer de soorten parasieten die zijn gevonden, het aantal van elke soort en de orgaan(s) waarin ze zijn gevonden. Fixatie- en kleurmethoden staan hieronder vermeld.</li>
	<li>Label flessen/potten door een klein stukje van een platte indexkaart te plaatsen geschreven met potlood (inkt en gestreepte indexkaarten zullen "lopen" in alcohol en kleur monsters).</li>
</ol>
2. Conservering van Helminthen
<ol>
	<li>Voor helminten die bewaard moeten worden voor later genetisch onderzoek, plaats ze direct in 80-90% ethanol (zonder glycerine). De ethanol moet worden gemaakt door 95% ethanol te verdunnen, bij voorkeur reagent grade (Tabel 1). Laat deze exemplaren nooit worden blootgesteld aan formaline, omdat formaline DNA tot een onbruikbare toestand degradeert.</li>
	<li>Plaats levende trematoden op een glazen microscoopplaatje in een druppeltje zoutoplossing, plaats een glazen deksel en haal de plaat door een vlam zonder de zoutoplossing te laten koken.
	<ol>
		<li>Laat de plaat vallen in een petrischaal met AFA (alcohol-formalin-azijnzuur, zie Tabel 1) en laat het deksel drijvend afvallen.</li>
		<li>Fixeer in AFA gedurende één tot meerdere dagen, spoel af met kraanwater en breng over naar glazen flesjes van 5 ml (of groter glazen flesje/pot, afhankelijk van grootte en hoeveelheid parasieten) gevuld met 70% ethanol voor langdurige opslag.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Fixeer dode trematoden in AFA of 10% gebufferde formaline gedurende 48 uur en breng vervolgens over naar een flesje/pot gevuld met 70% ethanol voor langdurige opslag.</li>
	<li>Ontspan levende cestodes in een petrischaal door bijna kokend water over ze te gieten en breng vervolgens over naar een flesje/pot gevuld met 70% ethanol voor langdurige opslag.</li>
	<li>Ontspan levende acanthocephalans door ze één tot meerdere uren in een petrischaal in kraanwater in een koelkast (~4 °C) te plaatsen tot de proboscis volledig is omgedraaid (dit kan tot 24 uur duren). Breng over naar een flesje/pot gevuld met 70% ethanol of AFA voor langdurige opslag.</li>
	<li>Behandel dode cestodes en acanthocephalans hetzelfde als dode trematoden (zie hierboven).</li>
	<li>Dood levende kleine (<5 mm, of fragiele nematoden (bijv. trichostrongyliden, capillariden) in heet (bijna kokend) 70% ethanol en bewaar in een flesje/pot gevuld met 70% ethanol met 5% glycerine (Tabel 1) toegevoegd om de wormen te bewaren in geval van verdamping.</li>
	<li>Dood (en ma

<ol><li>Atkinson, C. T., Thomas, N. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAtkinson%2C+CT+%22Parasitic+Diseases+of+Wild+Birds%22">Parasitic Diseases of Wild Birds</a>. Hunter, D. B. , John Wiley & Sons, Blackwell Press. Hoboken, New Jersey, USA. (2009).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Parasitic+Diseases+of+Wild+Mammals%22">Parasitic Diseases of Wild Mammals</a>. Samuel, W. M., Pybus, M. J., Kocan, A. A. , Second Edition, Iowa State University Press. Ames, Iowa, USA. (2001).</li>
<li>Yamaguti, S. Parts 1 and 2. The Digenetic Trematodes of Vertebrates. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Systema+Helminthum%22">Systema Helminthum</a>. I, Interscience Publishers Inc. New York, New York, USA. (1958).</li>
<li>Yamaguti, S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Synopsis+of+Digenetic+Trematodes+of+Vertebrates%22">Synopsis of Digenetic Trematodes of Vertebrates</a>. I and II, Keigaku Publishing Company. Tokyo, Japan. (1971).</li>
<li>Gibson, D. I., Jones, A., Bray, R. A. Keys to the Trematoda. 1, CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (2002).</li>
<li>Jones, A., Bray, R. A., Gibson, D. I. Keys to the Trematoda. 2, CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (2005).</li>
<li>Bray, R. A., Gibson, D. I., Jones, A. Keys to the Trematoda. 3, CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (2008).</li>
<li>Yamaguti, S. Acanthocephala of Vertebrates. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Systema+Helminthum%22">Systema Helminthum</a>. V, Interscience Publishers Inc. New York, New York, USA. (1963).</li>
<li>Yamaguti, S. The Cestodes of Vertebrates. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Systema+Helminthum%22">Systema Helminthum</a>. II, Interscience Publishers Inc. New York, New York, USA. (1959).</li>
<li>D, G. Keys to the Cestode Parasites of Vertebrates. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aD%2C+G+%22CRC+Handbook+of+Tapeworm+Identification%22">CRC Handbook of Tapeworm Identification</a>. , CRC Press Inc. Boca Raton, Florida, USA. (1986).</li>
<li>Khalil, L. F., Jones, A., Bray, R. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKhalil%2C+LF+%22Keys+to+the+Cestode+Parasites+of+Vertebrates%22">Keys to the Cestode Parasites of Vertebrates</a>. , CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (1994).</li>
<li>Yamaguti, S. The Nematodes of Vertebrates. Parts 1 and 2. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Systema+Helminthum%22">Systema Helminthum</a>. III, Interscience Publishers Inc. New York, New York, USA. (1961).</li>
<li>Anderson, R. C., Chabaud, A. G., Willmott, S. Keys to the Nematode Parasites of Vertebrates: Archival Volume (Nos). 1-10. , CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (2009).</li>
</ol>

We hebben niets te onthullen

Het is uiterst moeilijk om helminth-parasieten te identificeren, zelfs tot op geslachtsniveau, op basis van slecht materiaal. Vooral cestoden en trematoden hebben de neiging om vrij snel na de dood van de gastheer te sterven en te verslechteren. De taxonomie van cestoden is sterk afhankelijk van het aantal, de grootte en de vorm van de rostellarhaken, die vaak verloren gaan in bevroren materiaal. Hetzelfde geldt voor bepaalde trematoden met stekels rond de orale zuignap zoals echinostomen en heterofyiden, die ook vaak ve...

Werveldieren worden geparasiteerd door vier grote groepen van helminten (wormen). Twee van de groepen, trematoden, of trematoden, en cestoden, of lintwormen, vallen binnen het Phylum Platyhelminthes. De andere twee groepen zijn de nematoden, of rondwormen, (Nematoda) en de acanthocephalen, of doornkopwormen (Acanthocephala). Veel van deze parasieten zijn gedocumenteerd als oorzaken van morbiditeit en mortaliteit bij wilde vogels en zoogdieren1,2.
De meeste helminten hebben complexe levenscycli die meer dan één gastheer omvatten1,2. Trematoden hebben bijvoorbeeld een of twee tussengastheren (meestal ongewervelden) en een uiteindelijke gastheer. Alle gastheren moeten aanwezig zijn om de cyclus te voltooien en dus om volwassen helminten in de uiteindelijke gastheren aanwezig te zijn (wat het onderwerp is van dit manuscript). Het is dus belangrijk om in gedachten te houden dat seizoensschommelingen kunnen optreden in de prevalentie en intensiteit van sommige helmintensoorten en dat langdurig monitoring wenselijk is om de volledige helmintenfauna van een bepaalde gastheer vast te leggen.
De optimale methode voor het verzamelen van helminten is om een gastheer te onderzoeken die is geëuthanaseerd. Dit maakt het mogelijk om helminten te verzamelen terwijl ze nog in leven zijn en voor hun juiste ontspanning en fixatie. Materiaal van gastheren die al meer dan 24 uur dood zijn, of die zijn bevroren en ontdooid om onderzocht te worden, is vaak inferieur en moeilijk te identificeren. Trematoden en cestoden uit bevroren of geformaliseerde gastheren zijn vaak erg samengedrukt en hebben structuren verloren die cruciaal zijn voor identificatie, zoals orale stekels op trematoden of de haken op de scolex van lintwormen. De realiteit is echter dat het meeste materiaal dat tegenwoordig beschikbaar is van gewervelde gastheren, bevroren of geconserveerd is.
Databases met DNA-sequentie-informatie voor helminten groeien snel en dus is taxonomische identificatie al mogelijk voor veel soorten. Daarom moeten helminten zoveel mogelijk worden bewaard voor potentiële DNA-analyses. DNA van goede kwaliteit is echter niet mogelijk als exemplaren in formaline zijn gefixeerd. De hier beschreven methoden voor het verzamelen en doden van helminten zullen materiaal opleveren dat geschikt is voor DNA-extractie en genetische analyses.
Hieronder beschrijven we gedetailleerde methoden voor het necropsieën van gewervelde dieren (amfibieën, reptielen, vogels en zoogdieren; monogene trematoden uit vissen zijn niet inbegrepen) voor het verzamelen van helminten, gevolgd door procedures voor het bewaren en verwerken ervan voor taxonomische identificatie.

<table><tbody><tr><td>Fixeren</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alcohol-Formaline-Azijnzuur (AFA)</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1 (ethanol) F75F-1GAL (formaldehyde) BP2401500 (ijsazijn)</td><td>Ethanol 85% (85 ml) + formaldehyde 37% (10 ml) + ijsazijn (5 ml)</td></tr><tr><td>Ethanol voor doden en langdurige conservering</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1</td><td>Ethanol 100% (70 ml) + gedestilleerd water (30 ml)</td></tr><tr><td>Ethanol voor fixeren en DNA-studies</td><td>Fisher Scientific</td><td>AC61511-0010</td><td>Ethanol 80-90% (80-90 ml) + gedestilleerd water (20-10 ml), respectievelijk</td></tr><tr><td>Gebufferd Formaline</td><td>Fisher Scientific</td><td>SF100-4</td><td>Formaline 10% (10 ml) + gedestilleerd water (90 ml)</td></tr><tr><td>Glycerine-alcohol</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1 (ethanol) AC15365-1000 (glycerine)</td><td>Ethanol 70% (95 ml) + glycerine (5 ml)</td></tr><tr><td>Ophelderen, kleuren en inbedden</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ethanol voor dehydratie tijdens kleuring</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1</td><td>Ethanol 80%, 95%, 100% (80 ml, 95 ml, 100 ml) + gedestilleerd water (20 ml, 5 ml, 0 ml)</td></tr><tr><td>Lactofenol</td><td>Fisher Scientific</td><td>R400-27</td><td>-</td></tr><tr><td>Fenol</td><td>Fisher Scientific</td><td>A931I-1 (fenol) A407-1 (ethanol)</td><td>Fenol 100% (80 ml) + ethanol 100% (20 ml)</td></tr><tr><td>Harris&rsquo; Hematoxylinen</td><td>Fisher Scientific</td><td>S25347 (hematoxylinen) A407-1 (ethanol) A567-500 (ammonium aluminiumsulfaat) S25553 (natriumjodaat)</td><td>Hematoxylinen (5 g) + ethanol 100% (50 ml) + ammonium aluminiumsulfaat (100 g) + natriumjodaat (0,37 g) + gedestilleerd water (1.000 ml)&nbsp;&nbsp;</td></tr><tr><td>Semichon&rsquo;s azijnkarmijn</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP2401500 (ijsazijn) S25236 (karmijn) A407-1 (ethanol)</td><td>Ijsazijn (100 ml) + karmijn (1,5 g) + gedestilleerd water (100 ml). Verwarm in een kokend waterbad gedurende 15 min en laat afkoelen. Filter om een basisoplossing te maken. Meng 1:2 met 70% alcohol voor kleuring.</td></tr><tr><td>Xyleen</td><td>Fisher Scientific</td><td>X4-4</td><td>Gebruik alleen onder een chemische afzuigkap.</td></tr><tr><td>Methylsalicylaat</td><td>Fisher Scientific</td><td>S25437</td><td>-</td></tr><tr><td>Basisethanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1 (ethanol) S25159A (geconcentreerde ammoniumhydroxide)</td><td>Ethanol 70% (100 ml) + ammoniumhydroxide (0,1 ml)</td></tr><tr><td>Zure ethanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1 (ethanol) SA9233-100 (zoutezuur)</td><td>Ethanol 70% (99,5 ml) +&nbsp; zoutzuur (0,5 ml)</td></tr><tr><td>Canadese balsem</td><td>Fisher Scientific</td><td>B10-100</td><td>-</td></tr></tbody></table>

helminth-verzameling en -identificatie uit wilde dieren

Helminth Collection and Identification from Wildlife

Wilde dieren worden vaak geparasiteerd door een breed scala aan helminten. De vier belangrijkste soorten helminten zijn "rondwormen" (nematoden), "doornkopwormen" (acanthocephalanen), "leverzwammen" (trematoden) en "lintwormen" (cestoden). De optimale methode voor het verzamelen van helminten is om een gastheer te onderzoeken die minder dan 4-6 uur dood is, omdat de meeste helminten nog steeds levend zullen zijn. Er moet een grondige necropsie worden uitgevoerd en alle belangrijke organen worden onderzocht. Organen worden gewassen over een 106 μm zeef onder stromend water en de inhoud wordt onder een stereomicroscoop bekeken. Alle helminten worden geteld en een representatief aantal wordt gefixeerd (ofwel in 70% ethanol, 10% gebufferde formaline of alcohol-formaline-azijnzuur). Voor soortidentificatie worden helminten ofwel geklaard in lactofenoel (nematoden en kleine acanthocephalanen) of gekleurd (trematoden, cestoden en grote acanthocephalanen) met behulp van Harris' hematoxylinen of Semichon's karmijn. Helminten worden geïdentificeerd door verschillende structuren te onderzoeken (bijv. mannelijke spicules in nematoden of het rostellum in cestoden). De hier beschreven protocollen kunnen op elk gewerveld dier worden toegepast. Ze vereisen enige expertise in het herkennen van de verschillende organen en het vermogen om helminten te onderscheiden van ander weefseldebris of darminhoud. Verzameling, conservering en kleuring zijn eenvoudige technieken die minimale apparatuur en reagentia vereisen. Taxonomische identificatie, vooral tot op soortniveau, kan erg tijdrovend zijn en kan de indiening van exemplaren bij een expert of DNA-analyse vereisen.

Met de hierboven beschreven methoden is er tussen 2007-2011 in Missoula County, Montana, een onderzoek uitgevoerd naar de helminthen van de grijze dwergspitsmuis, Sorex cinereus. In totaal werden 56 spitsmuizen gevangen in valstrikken en binnen 2 uur na de dood onderzocht. De algehele prevalentie van infectie was 96%; slechts 2 spitsmuizen waren vrij van parasieten. Er werden vijftien soorten helminthen geïdentificeerd, waaronder 9 soorten cestoden en 6 soorten nematoden. Eén soort van het cestodegeslacht St...

Wilde dieren worden vaak geparasiteerd door een breed scala aan wormen.  De vier belangrijkste soorten wormen zijn “rondwormen” (nematoden), “stekelhoofdige wormen” (acanthocephala), “suikers (trematoden), en “lintwormen” (cestoden).  Hier beschrijven we hoe wormen worden verzameld van een gewerveld dier en hoe ze worden bewaard en taxonomisch geïdentificeerd.

Helminth-verzameling en -identificatie uit wilde dieren

Wild animals are commonly parasitized by a wide range of helminths. The four major types of helminths are &#34;roundworms&#34; (nematodes), ...

Het algemene doel van deze procedure is het verzamelen, conserveren en identificeren van helminthen bij wilde dieren. Dit wordt bereikt door eerst een necropsie uit te voeren op een wild dier. Vervolgens worden helminthen verzameld uit verschillende organen, waarna ze met diverse technieken worden geconserveerd voor latere identificatie.Ten slotte worden de helmen geklaard, gekleurd en gemonteerd, waarna de soorten worden geïdentificeerd. Uiteindelijk kunnen resultaten worden behaald die specifieke helmstructuren aantonen via klarerings- en/of kleuringstechnieken, wat aanzienlijk kan helpen bij de soortidentificatie. Deze methode kan worden toegepast voor de identificatie van helmen van zoogdieren, vogels, reptielen en amfibieën.Het kan ook worden toegepast bij andere organismen, zoals vissen. Begin met het plaatsen van het dier op een vlak oppervlak en gebruik een vergrootglas om alle externe openingen, waaronder de oren, de mondholte en de ogen, te onderzoeken op de aanwezigheid van nematoden, CSE's, tenen en trematoden. Gebruik hiervoor een scherp mesje of mes en een dissectiepincet.Maak een incisie over de buikholte, waarbij u er voorzichtig op let geen organen te perforeren. Open vervolgens de borstholte met botknippers of, indien nodig, een kleine handzaag. Inspecteer beide holtes op de aanwezigheid van fal, spoelwormen en grote trematoden.Knoop vervolgens een draad dicht bij het begin van de slokdarm en een andere aan het uiteinde van de dikke darm voor onderzoek. Scheid onder een stereomicroscoop het hart en de grote bloedvaten, de trachea en de longen in afzonderlijke Petrischalen. Verwijder de lever, galblaas en pancreaskanalen, milt, nieren en urineblaas, en onderzoek deze onder de stereomicroscoop.Verwijder vervolgens het volledige spijsverteringsstelsel en plaats elk gedeelte in een glazen schaal. Nadat de organen zijn verwijderd, wordt de lichaamsholte gewassen met een slang of spuitfles gevuld met 0,9% saline, waarbij het water door een zeef met een maaswijdte van 106 micrometer wordt gefilterd. Spoel de inhoud van de zeef terug in een petrischaal en onderzoek de inhoud onder een stereomicroscoop op Fal-wormen of bloedtrematoden. Open vervolgens elk gedeelte van het spijsverteringskanaal met een schaar.Schraap het slijmvlies af en onderzoek dit zorgvuldig op de aanwezigheid van grote parasieten. De psci van encanto cephas zijn vaak diep ingebed in de darmwand. Gebruik daarom, indien nodig, een pincet en/of een kleine schaar om ze voorzichtig uit het weefsel te verwijderen.Plaats elke geopende sectie onder stromend water en spoel de inhoud door een zeef van 106 micrometer. Open vervolgens het hart en de belangrijkste bloedvaten, de trachea en de urine- en galblaas, en onderzoek de inhoud. Gebruik op dezelfde wijze een scherp mesje en een pincet om solide organen zoals de lever, longen, nieren, milt en pancreas open te snijden en uit elkaar te pluizen, en spoel en onderzoek de inhoud. Noteer de types parasieten.Stel het aantal van elk type vast en noteer in welke organen zij zijn aangetroffen. Label de buisjes of potten door er een klein stukje ongestreept indexkaartje in te plaatsen, met potlood beschreven, om de helmen te bewaren voor latere genetische studies. Plaats ze eerst direct in ethanol.Nadat het monster één tot enkele dagen is gefixeerd, wordt het overgebracht naar een glazen flacon van vijf milliliter gevuld met 70% ethanol voor langdurige bewaring. Om Trematoden te conserveren, plaatst u levende exemplaren op een glazen microscoopglaasje in een druppel zoutoplossing, brengt u een glasdekglaasje aan en haalt u het glaasje door een vlam zonder de zoutoplossing te laten koken. Laat het glaasje vervolgens in een petrischaal vallen die alcohol, forminezuur of FA bevat, en laat het dekglaasje eraf drijven.Fixeer dode trematoden in FA of 10% gebufferd formine gedurende 48 uur voordat ze worden overgebracht naar een pot gevuld met 70% ethanol voor langdurige bewaring. Om deze te fixeren, moeten levende dieren in een petrischaal worden ontspannen door er bijna kokend water over te gieten, om ze vervolgens over te brengen naar een pot gevuld met 70% ethanol voor langdurige bewaring. Ontspan levende encanto cephas door ze gedurende één tot enkele uren in een petrischaal met kraanwater in de koelkast te plaatsen totdat de proboscis volledig is ingetrokken.Breng ze over naar een pot gevuld met 70% ethanol of een FA voor langdurige bewaring. Dood kleine of fragiele nematoden met warme 70% ethanol en bewaar ze in een pot gevuld met 70% ethanol met 5% glycerine om middelgrote tot grote nematoden te doden.Plaats ze in koude glaciaal azijnzuur en breng ze na 15 minuten over naar een pot gevuld met 70% ethanol en 5% glycerine. Bereid Harris hematine door hematine en alcohol op te lossen en door ammoniumaluminiumsulfaat in oververhit water op te lossen. Meng beide oplossingen en breng ze aan de kook.Voeg vervolgens natriumjodaat toe en kook dit gedurende twee tot drie minuten. Wanneer de oplossing is afgekoeld, wordt deze gefilterd met Whatman nr. 41 filterpapier om de trematoden te isoleren en wordt het supernatant afgegoten. Plaats de monsters overnacht in Harris hematine of semicon carmine om de monsters te kleuren. Bewaar deze in 70% ethanol/zuur tot de organen zichtbaar zijn.Om de kleuring te stoppen, worden de specimens gedurende ten minste 30 minuten overgebracht naar 70% basisethanol. Dehydrateer de monsters in een ethanolserie en gebruik xyleen of methylsalicylaat om ze te klaren; monteer de specimens vervolgens op een microscoopglas, voeg een druppel Canada Balsam toe en plaats een dekglas. Laat dit een nacht drogen. Klaar kleine tot middelgrote nematoden en encanto cephas door ze in lactofenol op een microscoopglas te plaatsen en 15 tot 30 minuten af te dekken met een dekglas voor grote nematoden en encanto Cephas.Plaats het gedurende maximaal 60 minuten in 80% fenol. Onderzoek het onder een lichtmicroscoop om te verifiëren of de kleinere structuren voldoende zijn opgeklaard voor de bestudering van de culex atos. Snijd het af en plaats het in een hoeveelheid lactofenol.Op een objectglas. Gebruik een dekglas om de culex plat te drukken, zodat de rose stellar hooks gemeten en geteld kunnen worden. Snijd het anterieure uiteinde af en monteer dit op Foss onder een microscoop.Plaats een paar druppels lactofenol op een objectglas of gebruik glycerinegelei voor een permanente montage. Observeer de monddelen onder een lichtmicroscoop. Nadat de staarten van grote nematoden zijn afgesneden en gemonteerd in lactofenol, observeert u de morfologie van de ventrale papillen en spicula van de mannetjes onder een lichtmicroscoop met behulp van de in deze video beschreven methoden.Er is een onderzoek uitgevoerd naar de schedels van de masker-spitsmuis Sox-scenario's in Missoula County, Montana, tussen 2007 en 2011. In totaal werden 56 spitsmuizen verzameld met vallen en binnen twee uur na de dood onderzocht.De totale prevalentie van de infectie was 96%. Slechts twee spitsmuizen waren vrij van parasieten. Er werden 15 soorten helmparasieten geïdentificeerd, waaronder negen soorten acantocephalen en zes soorten nematoden. Eén soort van het genus *Macracanthorhynchus* was voorheen niet beschreven.De geïnfecteerde organen waren onder meer de dunne darm, de maag, de longen en de urineblaas. De totale infectie-intensiteiten varieerden van zeven tot 234 wormen per geïnfecteerde gastheer; de soortenrijkdom of het aantal helmintensoorten per geïnfecteerde gastheer varieerde van één tot acht, met een gemiddelde van 4,1. Zodra deze techniek beheerst is, kan deze in één tot twee herhalingen worden uitgevoerd bij een klein zoogdier zoals een eekhoorn, en in vier tot vijf herhalingen bij een groter zoogdier zoals een wasbeer.Na het bekijken van deze video zou u een zeer goed begrip moeten hebben van hoe u helmen van wilde dieren verzamelt, conserveert en identificeert.

helminth-collection-and-identification-from-wildlife

Research

JoVE Journal

Environment

Milieu

Helmintenverzameling en -identificatie van wilde dieren

Dit artikel beschrijft de verschillende procedures voor het screenen van ratten en muizen te detecteren endo-of ectoparasitism. Verschillende diagnostische assays zal worden aangetoond, zowel die geschikt zijn voor gebruik op levende dieren en die gebruikt worden na euthanasie van het dier. Foto's om te helpen bij de identificatie van de rat en muis parasieten zal worden opgenomen.

Diagnose van Ecto-en endoparasieten bij laboratoriumratten en muizen

Source: Morgan, E., et al. Selective Cleaning of Wild Caenorhabditis Nematodes to Enrich for Intestinal Microbiome Bacteria. J. Vis. Exp. (2021)This video demonstrates a protocol for isolating intestinal bacteria of interest from wild Caenorhabditis worms. The worms are first starved and washed to eliminate residual feeding bacteria from their surface and intestinal lumen while preserving the target microbes. After surface cleaning and multiple crawling steps, the worms are dissected to extract...

Selective Cleaning of Caenorhabditis Worms for Enrichment of Intestinal Microbiota

Entomopathogene aaltjes-grondbewonende rondwormen die een brede waaier van insecten parasiteren. We tonen bemonsteringsmethoden voor de isolatie van deze nematoden uit de bodem met behulp van twee technieken: de insecten lokken en de gewijzigde White val, voor het herstel van nematoden uit bodemmonsters en geïnfecteerde insecten kadavers, respectievelijk.

Grondmonstername en isolatie van Entomopathogene Nematoden (Steinernematidae, Heterorhabditidea)

Snelle biobeoordelingsprotocollen met behulp van benthische macro-invertebraten worden vaak gebruikt om de waterkwaliteit te controleren en te beoordelen. Een efficiënt protocol omvat het verzamelen van Chironomidae oppervlaktedrijvende poppenhuiden (SFPE). Hier worden technieken beschreven voor het verzamelen in het veld, laboratoriumverwerking, het monteren op dia's en de identificatie van Chironomidae SFPE.

Gebruik van Chironomidae (Diptera)-Surface Drijvende Pupal Exuviae als Rapid Protocol Bioassessment voor Water Bodies

Het voorkomen van menselijke trichinellose in veel landen is gebaseerd op onderzoek van het laboratorium van monsters van gevoelige dieren door werkwijzen van de spijsvertering, waarvan de magnetische roerder methode wordt de gouden standaard.

Magneetroerder werkwijze voor de detectie van<em&gt; Trichinella</em&gt; Larven in Muscle Samples

Dit protocol schetst een methode voor het efficiënt extraheren van levende nematoden uit natuurlijke substraten in het veld.

Snelle isolatie van wilde nematoden door Baermann Funnel

Dit protocol kan worden gebruikt om grootschalige ecologische onderzoeken uit te voeren van zelfrijdende Caenorhabditis-nematoden . Het belangrijkste voordeel van deze methode is de efficiënte organisatie en analyse van ecologische en moleculaire gegevens die verband houden met de nematoden die uit de natuur zijn verzameld.

Een zeer schaalbare aanpak om ecologische onderzoeken van zelfrijdende Caenorhabditis-nematoden uit te voeren

We beschrijven een methode om kwantificeerbare hemolymfe efficiënt te verzamelen uit kleine geleedpotigen voor latere analyse.

Een nauwkeurige en kwantificeerbare methode voor het verzamelen van hemolymfe van kleine geleedpotigen

Dit werk beschrijft het gebruik van een flotatiemethode om Toxocara canis en Ancylostoma spp. gedetecteerd in fecale monsters verzameld van honden in Mexico van 2017 tot 2021 onder veldomstandigheden.

Een eenvoudige fecale flotatiemethode voor het diagnosticeren van zoönotische nematoden onder veld- en laboratoriumomstandigheden

Hier laten we belangrijke stappen zien in het proces van het creëren van hoogwaardige, met hars beklede geleedpotigen voor educatieve instructie en voorlichting.

Clear Resin Casting van Arthropods voor gebruik in educatie, outreach en onderzoek

Leer een gestandaardiseerd protocol voor het verzamelen, conserveren en identificeren van parasitaire wormen uit wilde dieren. Deze methode omvat necropsie, orgaanonderzoek en kleuringstechnieken voor nauwkeurige soortbepaling.

Helminth-verzameling en -identificatie uit wilde dieren

Meer video's verkennen