Name: In vivo elektrofysiologische metingen op Muis heupzenuwen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-04-13T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 7 s
Description: Leer elektrofysiologische metingen op de zenuw van de heup bij muizen. Dit protocol maakt betrouwbare analyse van zenuwgeleiding mogelijk voor onderzoek naar neuromusculaire ziekten.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit werk werd ondersteund door SFB 604, DFG MO 1421/2-1 en Krebshilfe 107.089 (HM). AS is ontvanger van een Young Investigator Award van de Children&#39;s Tumor Foundation (New York, USA).

De huidige studie werd uitgevoerd volgens de Dierenbescherming wet van de Bondsrepubliek Duitsland (Tierschutzgesetz der Bundesrepublik Deutschland) en werd goedgekeurd door de Thüringer State Bureau voor voedselveiligheid en consumentenbescherming (Thüringer Landesamt für Lebensmittelsicherheit und Verbraucherschutz). 1. Instellen van de metingen <ol><li> Verdoven de muizen met isofluraan / O 2 inhalatie - voor inleiding van anesthesie 3%, een onderhoud 2% isofluraan in 100% zuurstof (figuur 1). Bevestig voldoende verdoving door het testen van eenvoudige reflexen zoals beweging reflexen en het testen van de gevoeligheid voor low-grade pijn. Het gebruik van zalf op de ogen tot droog tijdens de anesthesie te voorkomen wordt aanbevolen, maar niet noodzakelijk omdat de procedure duurt gewoonlijk slechts 30 min / dier in totaal. In het geval van overleving experimenten, beheren tijdige langer werkende analgetica voor het beheer van postoperatieve pijn. </li><li> Scheer de vacht die de achterste ledematen met een elektrisch scheerapparaat en voer ontharen met een commercieel verkrijgbaar hair-removal crème terwijl dieren zich reeds onder analgesie. Om-pathogeen-vrije status gedurende de hele procedure te handhaven, dragen aseptische handschoenen en altijd gebruiken instrumenten zorgvuldig gereinigd met 70% ethanol. </li><li> Controle lichaamstemperatuur stabiliteit door een feedback verwarmingsplaat en rectale thermo sonde (figuur 2). Indien nodig, gebruik dan een steriel laken om de verwarming plaat tussen de dieren te dekken om een ​​steriele experimentele omgeving te houden. Voorts wordt aanbevolen een verwarmingsplaat, die elektronisch wordt aangestuurd via een geïntegreerde sensor om de verwarmingstemperatuur naar ≤ 40 ° C om weefselbeschadiging te voorkomen beperken gebruiken. <img alt="Figuur 1" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig1.jpg" /> Figuur 1. Experimental setup die een verdoofde muis met geschoren achterpoten. </li><li> Neem elektrocardiografie (ECG) opnames om de hartslag als een vitale parameter monitoren. Plaats drie elektroden voor ECG-registraties als volgt: een elektrode onder de huid van elke voorpoot en een elektrode onder de huid in de nek. </li><li> Plaats ringelektroden behulp contact gel voor een optimale weerstand geleiding / overdracht. De meetelektrode (geëtiketteerd zwart) wordt geplaatst op de positie waar de gastrocnemius zijn maximale diameter. De referentie-elektrode (aangegeven in rood) wordt geplaatst net onder de detectie-elektrode. Opmerking: zie &#39;Materiaal tabel&#39; voor apparatuur details. </li><li> Markeer de juiste positie van de meting met voorafbepaalde maar constante afstand tussen de proximale en distale heupzenuw stimulatie en de leidende elektroden. Experimentele voorstel: Op een afstand van 4 mm van de meetelektrode, het distale stimulatie plaats.Bij een afstand van 16 mm aan de meetelektrode, zal het proximale stimulatie uitgevoerd (Figuur 2). </li></ol><img alt="Figuur 2" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig2.jpg" /> Figuur 2. Vertegenwoordiger showing experimentele situatie vlak voor het begin van de metingen. De witte pijl geeft de positie van de sensor (zwart) en referentie (rode) elektrode aan de gastrocnemius spier van de linker achterpoot. De stimulatie door naald elektroden op welbepaalde plaatsen worden uitgevoerd met betrekking tot de zwarte meetelektrode. Het punt van distale stimulatie (zwarte vlek met &quot;ds&quot; aan de linker achterpoot) heeft een afstand van 4 mm van de registratie-elektrode; de plaats van proximale stimulatie (zwarte vlek met &quot;ps&quot;) is 16 mm afstand. De rode lijn op de rechter achterpoot toont de ca.<html> Imate anatomische verloop van de nervus ischiadicus. Bovendien is de ruwe posities van relevante achterste ledematen spieren worden als oriëntatiepunten. Het sterretje geeft de rectale thermische sonde. 2. Meting <ol><li> Principe: Voer een reeks van zenuwprikkels met herhaaldelijk gegenereerd enkele blokvormige pulsen van 0,1 msec duur door monopolar besteedbaar 28 G naald elektroden (herhalingsfrequentie 200 msec, zie figuur 3A). Voor off-line data-analyse, is het raadzaam om stimulatie signalen samen tegelijk te verwerven met de neuromusculaire functie response curve (Figuur 3B) als gevolg van zenuwstimulatie. Gemiddeld een reeks maximale reacties (&quot;vertegenwoordiger neuromusculaire functie respons&quot;) voor verdere data-analyse. Om betrouwbare gegevens, opnemen en later gemiddeld ten minste 3 onafhankelijke, optimale respons curves per stimulatieplaats en dier te produceren. p_upload/51181/51181fig3highres.jpg &quot;src =&quot; / files/ftp_upload/51181/51181fig3.jpg &quot;/&gt; Figuur 3. Procedure voor data-acquisitie en-analyse (schematische voorstelling). Worden herhaaldelijk gegenereerde pulsen toegepast op de heupzenuw via naald elektroden (bovenste rij in figuur 3A). Tegelijkertijd worden meerdere overeenkomstige neuromusculaire respons curven opgenomen (onderste rij in figuur 3A). Bij gemiddeld en vergroot, neuromusculaire reactie curven door stimulatiepulsen (bovenste rij in figuur 3B) tonen de volgende kenmerkende eigenschappen (onderste rij in Figuur 3B): Wachttijd van het signaal zelf en duur en amplitude van het signaal worden aangegeven en kan worden verkregen voor daaropvolgende berekeningen en statistieken. Onregelmatige signaal geleiding en / of suboptimale opnames meestal resulteren in verschillende signaal vervormingen met meer dan alleen een positieve en een negatieve uitslag of signaal vervorming(Bimodale vorm) met verminderde amplitude (figuur 3C). </li><li> Voer proximale stimulatie met een naald elektrode bepaalde positie (&quot;ps&quot; in figuur 2). <ol><li> Om de beste opname-omstandigheden met een maximale amplitudes te bereiken, visualiseren de werkelijke respons curven gelijktijdig op de stimulatie proces. Hierdoor de experimentator kan de vorm van de respons curves en de grootte van de amplitude direct beoordelen. </li><li> Indien nodig, licht en nauwkeurig de positie en / of de hoek van de stimulatie naald ten opzichte van de heupzenuw manipuleren. Deze zachte optimalisering van stimulatiecondities maakt bereiken constante amplitudes met de grootst mogelijke waarde en een responscurve typische tweefasige vorm (figuur 4). </li></ol></li><li> Voer distale stimulatie met een naald elektrode bepaalde positie (&quot;ds&quot; in figuur 2). </li><li> Na completion van de meting, de overdracht van de geteste muis om een ​​aparte kooi totdat het voldoende weer bij bewustzijn is om borstligging handhaven. Heeft een dier niet zonder toezicht en in het gezelschap van andere dieren te verlaten totdat deze volledig is hersteld van anesthesie. Dien tijdig langer werkende analgetica voor het beheer van postoperatieve pijn. Systemische toediening van niet-steroïde anti-inflammatoire geneesmiddelen (NSAID&#39;s) en opioïden worden aanbevolen voor 1-3 dagen. </li><li> Als alternatief, offeren de nog steeds verdoofd muis op een snelle en humane manier zonder verdere pijn voor het dier, bijvoorbeeld door nek dislocatie. </li></ol><img alt="Figuur 4" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig4.jpg" /> Figuur 4. Illustratie aan de CMAP opnames met maximale amplitudes te bepalen. Een volledige registratie serie wordt gepresenteerd. (A </strong&gt;) Invoegpunt met minimale CMAP reactie. (B) Lichte stimulatie naald beweging resulteert in CMAP opnames met maximale amplitudes. (C) Verdere wijzigingen in plaatsing van de naald produceren CMAP opnamen met verschillende amplitudes waaronder bijna maximaal amplitudes. (D) Stimulatie vervangen van de naald met seriële CMAP opnames van bijna maximaal amplitudes. Opmerking: Typisch verlagen in CMAP amplitudes kunnen optreden tijdens de repetitieve stimulatie op optimale stimulatie plaats 12, 13. Sterretjes geven CMAP opnames met maximale amplitudes weergegeven voor middeling. 3. Analyse <ol><li> Extract zenuwgeleiding parameters op basis van de representatieve neuromusculaire functie respons dataset met behulp van een geschikt softwarepakket (bijv. AtisaPro). Opmerking: Behandel-tijd gerelateerde gegevens bepaling met bijzondere zorg, omdat buigpunt bepaling van compoundmotor actie potpreferentiële (CMAP) aanvang en beëindiging kan moeilijk zijn. Een procedure met geverifieerde reproduceerbaarheid is in figuur 3B, waarbij raaklijnen op doorbuiging signaal na het begin en voor de beëindiging worden gebruikt. </li><li> Bereken &#39;signaal latency&#39; en &#39;CMAP&#39; waarden. <ol><li> Latency &#39;is de tijd die verstrijkt tussen stimulatie en CMAP begin, terwijl de tijdspanne tussen CAMP begin van de eerste negatieve uitslag op de initiële terugkeer naar de basislijn heet&#39; CMAP duur &#39;. Met het verschil tussen distale en proximale latenties om geleidingssnelheid samen berekent de afstand tussen distale en proximale stimulatieplaatsen. geleidingssnelheid = latency / afstand tussen stimulatieplaatsen </li><li> CMAP &#39;(compound motor actiepotentiaal) amplitude stelt de grootte tussen de maximale positieve en negatieve ommekeer punt van de CMAP signaal (uitgedrukt in mV). CMAP = waarde &#39;positieve ommekeer punt&#39; - waarde &#39;negatieve ommekeer point &#39; </li></ol></li></ol>

<ol><li>Kimura, J. 3rd ed. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKimura%2C+J+%22Electrodiagnosis+in+Diseases+of+Nerve+and+Muscle%22">Electrodiagnosis in Diseases of Nerve and Muscle</a>. , Oxford University Press. (2001).</li>
<li>Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+temperature+on+neuromuscular+electrophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Effects of temperature on neuromuscular electrophysiology.</a> Muscle Nerve. 24, 867-882 (2001).</li>
<li>Xia, R. H., Yosef, N., Ubogu, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dorsal+caudal+tail+and+sciatic+motor+nerve+conduction+studies+in+adult+mice%3A+technical+aspects+and+normative+data%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Dorsal caudal tail and sciatic motor nerve conduction studies in adult mice: technical aspects and normative data.</a> Muscle Nerve. 41, 850-856 (2010).</li>
<li>Zielasek, J., Martini, R., Toyka, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+abnormalities+in+P0-deficient+mice+resemble+human+hereditary+neuropathies+linked+to+P0+gene+mutations%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Functional abnormalities in P0-deficient mice resemble human hereditary neuropathies linked to P0 gene mutations.</a> Muscle Nerve. 19, 946-952 (1996).</li>
<li>Raynor, E. M., Ross, M. H., Shefner, J. M., Preston, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiation+between+axonal+and+demyelinating+neuropathies%3A+identical+segments+recorded+from+proximal+and+distal+muscles%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Differentiation between axonal and demyelinating neuropathies: identical segments recorded from proximal and distal muscles.</a> Muscle Nerve. 18, 402-408 (1995).</li>
<li>Pareyson, D., Scaioli, V., Laura, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+and+electrophysiological+aspects+of+Charcot-Marie-Tooth+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Neuromol.+Med%22%5BJournal%5D)">Clinical and electrophysiological aspects of Charcot-Marie-Tooth disease.</a> Neuromol. Med. 8, 3-22 (2006).</li>
<li>Schulz, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Merlin+isoform+2+in+neurofibromatosis+type+2-associated+polyneuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Merlin isoform 2 in neurofibromatosis type 2-associated polyneuropathy.</a> Nat. Neurosci. 16, 426-433 (2013).</li>
<li>Lamontagne, A., Buchthal, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+studies+in+diabetic+neuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurol.+Neurosurg.+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological studies in diabetic neuropathy.</a> J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry. 33, 442-452 (1970).</li>
<li>Andersen, H., Nielsen, J. F., Nielsen, V. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inability+of+insulin+to+maintain+normal+nerve+function+during+high-frequency+stimulation+in+diabetic+rat+tail+nerves%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Inability of insulin to maintain normal nerve function during high-frequency stimulation in diabetic rat tail nerves.</a> Muscle Nerve. 17, 80-84 (1994).</li>
<li>Magda, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+electrodiagnostic+abnormalities+and+criteria+in+a+cohort+of+patients+with+chronic+inflammatory+demyelinating+polyneuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Arch.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Comparison of electrodiagnostic abnormalities and criteria in a cohort of patients with chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy.</a> Arch. Neurol. 60, 1755-1759 (2003).</li>
<li>Lindberg, R. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motor+neuropathy+in+porphobilinogen+deaminase-deficient+mice+imitates+the+peripheral+neuropathy+of+human+acute+porphyria%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Motor neuropathy in porphobilinogen deaminase-deficient mice imitates the peripheral neuropathy of human acute porphyria.</a> J. Clin. Invest. 103, 1127-1134 (1999).</li>
<li>Massey, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electromyography+in+disorders+of+neuromuscular+transmission%5BTitle%5D)+AND+%22Sem.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Electromyography in disorders of neuromuscular transmission.</a> Sem. Neurol. 10, 6-11 (1990).</li>
<li>Stalberg, E., Falck, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+electromyography+in+neurology%5BTitle%5D)+AND+%22Electroencephalogr.+Clin.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">The role of electromyography in neurology.</a> Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 103, 579-598 (1997).</li>
<li>Osuchowski, M. F., Teener, J., Remick, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+model+of+sciatic+nerve+conduction+in+healthy+and+septic+mice%3A+reliability+and+normative+data%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Noninvasive model of sciatic nerve conduction in healthy and septic mice: reliability and normative data.</a> Muscle Nerve. 40, 610-616 (2009).</li>
<li>Oh, S. S., Hayes, J. M., Sims-Robinson, C., Sullivan, K. A., Feldman, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+anesthesia+on+measures+of+nerve+conduction+velocity+in+male+C57Bl6%2FJ+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci.+Lett%22%5BJournal%5D)">The effects of anesthesia on measures of nerve conduction velocity in male C57Bl6/J mice.</a> Neurosci. Lett. 483, 127-131 (2010).</li>
<li>Dilley, A., Lynn, B., Pang, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pressure+and+stretch+mechanosensitivity+of+peripheral+nerve+fibres+following+local+inflammation+of+the+nerve+trunk%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Pressure and stretch mechanosensitivity of peripheral nerve fibres following local inflammation of the nerve trunk.</a> Pain. 117, 462-472 (2005).</li>
<li>Vleggeert-Lankamp, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiology+and+morphometry+of+the+alpha-+and+beta-fiber+populations+in+the+normal+and+regenerating+rat+sciatic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Electrophysiology and morphometry of the alpha- and beta-fiber populations in the normal and regenerating rat sciatic nerve.</a> Exp. Neurol. 187, 337-349 (2004).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

De beschreven protocol biedt een eenvoudige en betrouwbare methode om heupzenuw geleiding eigenschappen op verdoofde muizen te bepalen zonder de noodzaak om de zenuw van belang bloot. Toch is deze experimentele procedure veroorzaakt weefselschade door naaldpunctuur. Het is dus een redelijk alternatief voor de dieren offeren na het beëindigen van de opnamen. In vergelijking met andere meer invasieve procedures, waarbij de blootstelling van de zenuw voor opnames nodig weefselbeschadiging is relatief klein 3,14....

Elektrofysiologische metingen zijn een onmisbaar instrument voor het onderzoeken van de functionele integriteit van de perifere zenuwen in zowel klinische als laboratorium-omgevingen. Bij mensen een groot aantal neuromusculaire aandoeningen en neuropathieën diagnostisch afhankelijk elektrofysiologische metingen. Door het meten zenuw eigenschappen geleidingssnelheid of mogelijke amplituden van het signaal, is het mogelijk om de ruwe oorsprong van perifere zenuwen ziekten kenmerken. De zenuw geleidingssnelheid sterk afhangt van snelle signaaloverdracht ingeschakeld myelinisatie. Daarom demyeliniserende processen algemeen tonen daalde geleidingssnelheden 4. De verbinding motor actiepotentiaal (CMAP) - correleren met het aantal functionele axonen - is een indicator voor axonale schade als aanzienlijk verminderd 5. Dus door middel van elektrofysiologische werkwijzen de etiologie van perifere zenuwbeschadigingkunnen worden onderscheiden, zoals erfelijke neuropathieën 6,7, 8,9 diabetische neuropathie, chronische inflammatoire demyeliniserende polyneuropathieën (CIDP) 10 of metabole neuropathieën 11. Normaal gesproken, in de toepassing op de mens niet-invasieve opnamen op de sural of nervus ulnaris voorkeur. Bij muizen is eenvoudig zenuw eigenschappen van sciatic zenuwen, de grootste zenuw van het perifere zenuwstelsel (PNS) die zowel grote analyseren - en klein kaliber axonen van de motorische en sensorische systeem. De procedure zoals hier aangetoond is een snelle, eenvoudige en betrouwbare methode om alle standaard waarden relevant voor elektrofysiologie op de perifere zenuwen in de intacte muis meten. Door het nemen van opnames van een beschermd organisme, zijn fysiologische omstandigheden van de zenuw milieu gegarandeerd.

<table><tbody><tr><td>Concentric Needle Electrodes (Stimulation)</td><td>Natus Medical Incorporated, San Carlos, CA, USA</td><td>9013S0901</td><td></td></tr><tr><td>Digital Ring Electrodes (Recording)</td><td>Natus Medical Incorporated, San Carlos, CA, USA</td><td>9013S0302</td><td></td></tr><tr><td>ToM - Tower of Measurement (A/D converter)</td><td>GJB Datentechnik GmbH, Langewiesen, Germany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>AtisaPro, data acquisition and analysis software</td><td>GJB Datentechnik GmbH, Langewiesen, Germany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>HSE-Stimulator T</td><td>Hugo Sachs Elektronik, Hugstetten, Germany</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

in vivo elektrofysiologische metingen op muis heupzenuwen

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Elektrofysiologische studies maken een rationele classificatie van verschillende neuromusculaire ziekten en zijn hulp met neuropathologische technieken, in het begrijpen van de onderliggende pathofysiologie 1. Hier beschrijven we een werkwijze voor elektrofysiologische studies op muis heupzenuwen optreden in vivo. De dieren worden verdoofd met isofluraan om analgesie zorgen voor de geteste muizen en ongestoord werkomgeving tijdens de metingen die ongeveer 30 min / dier nemen. Een constante lichaamstemperatuur van 37 ° C wordt gehandhaafd door een verwarmingsplaat en continu gemeten met een rectale sonde thermo 2. Tevens wordt een elektrocardiogram (ECG) routinematig opgenomen tijdens de metingen om de fysiologische toestand van de onderzochte dieren continu meten. Elektrofysiologische opnames worden uitgevoerd op de heupzenuw, de grootste zenuw van the perifere zenuwstelsel (PNS), het verstrekken van de muis achterste ledematen met zowel motorische en sensorische vezels traktaten. In ons protocol, heupzenuwen blijven situ en dus niet te worden verwijderd en blootgesteld, waardoor metingen zonder nadelige zenuw irritatie met opnames. Met behulp van geschikte naald elektroden 3 voeren we zowel proximale en distale zenuw stimulaties, registreren de uitgezonden potentials met voelelektroden op gastrocnemius spieren. Na verwerking, betrouwbare en zeer consistente waarden voor de zenuwgeleidingssnelheid (NCV) en de verbinding motor actiepotentiaal (CMAP), de belangrijkste parameters voor het kwantificeren van de bruto perifere zenuwen functioneren, kan worden bereikt.

<html> We hebben een reeks in vivo elektrofysiologische metingen heupzenuwen van 12 muizen in totaal voor deze studie: 6 dieren van elk geslacht. De metingen werden uitgevoerd met de gepresenteerde protocol en leverde de volgende resultaten: Zowel mannelijke als vrouwelijke muizen vertonen een gemiddelde heupzenuw geleidingssnelheid van ongeveer 20 m / sec (Figuur 5). Dit is consistent met andere metingen in de literatuur. Bovendien blijkt dat er geen relevante versc...

Metingen van zenuwgeleiding eigenschappen in vivo illustreren een krachtig hulpmiddel om te karakteriseren verschillende diermodellen van neuromusculaire ziekten. Hier presenteren we een eenvoudig en betrouwbaar protocol waarmee elektrofysiologische analyse van heupzenuwen van verdoofde muizen kunnen worden uitgevoerd.

In vivo elektrofysiologische metingen op Muis heupzenuwen

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological ...

Het algemene doel van deze methode is om de belangrijkste eigenschappen van de zenuwgeleiding in de SCIC-zenuwen van levende muizen te bepalen. De te testen muis wordt op de buik geplaatst. Houd er rekening mee dat u bekend moet zijn met de anatomie van de SCIC-zenuw (hier in het blauw aangegeven); de detectie-elektroden (aangegeven in het zwart) worden geplaatst op de positie waar de gastrocnemiusspier zijn maximale diameter heeft.De referentie-elektroden die in rood zijn aangegeven, worden direct onder de sensorelektroden geplaatst. Vervolgens moet het punt van distale stimulatie worden gemarkeerd. Wij hebben hiervoor een gedefinieerde en constante afstand van vier millimeter gekozen.De plaats van de proximale stimulatie bevindt zich op een afstand van 16 millimeter van de detectie-elektrode. Dit betekent dat er een tussenruimte van precies 12 millimeter is tussen de punten van proximale en distale stimulatie van de STIC-zenuw. De stimulatie met de naaldelektroden wordt vervolgens eerst uitgevoerd op de proximale stimulatieplaats en daarna op de positie van de distale stimulatie.Hallo, mijn naam is Alexander Schultz. Ik werk bij het Ance Instituut voor H-onderzoek in Gina, Duitsland, onder supervisie van Dr. Helen Morrison. In samenwerking met Professor Reinhard Power van het Instituut voor Moleculaire Celbiologie van het Gina Universiteitsziekenhuis hebben we een methode ontwikkeld waarmee we elektrofysiologische metingen kunnen uitvoeren op sky-zenuwen van levende muizen.Deze opnames zijn een krachtig instrument om muismodellen van neuromusculaire ziekten te karakteriseren. Laten we beginnen. Dit is de apparatuur die u nodig hebt om de metingen uit te voeren.Drie naaldeknoten voor ECG-registraties. Eén naaldeknot voor stimulatie, ringelektroden voor detectie, en als referentie haar; verwijder de crème met een elektrisch scheerapparaat, een feedbackgestuurde warmteplaat, een recal thermoprobe, een muizenhouder voor anesthesie en contactgel. De muizen worden geanestheseerd door continue isofluraaninhalatie voor de inductie van de anesthesie.We hebben 3% isofluraan in honderd procent zuurstof toegediend. Later tijdens de metingen is het voldoende om met 2% isofluraan in honderd procent zuurstof te werken. Om de huidweerstand tijdens de metingen te verminderen, verwijderen we volledig de vacht van de achterpoten van de geteste muizen.Dit wordt bereikt met een elektrisch scheerapparaat. Daarnaast gebruiken we een commercieel verkrijgbare ontharingscrème. Aan het einde wordt de crème volledig verwijderd en wordt de huid gereinigd met 70% ethanol.In de volgende stap plaatsen we drie elektroden voor ECG-registraties: één elektrode onder de huid van elke achterpoot en één elektrode onder de huid in het nekgebied. Het maken van ECG-registraties tijdens de metingen maakt het mogelijk om ten minste één vitale parameter te monitoren. Beide achterpoten worden met kleefband op de grond vastgezet nadat de ringelektroden bij benadering zijn geplaatst.Voor een optimale signaalgeleiding gebruiken we contactgel om de overdrachtsweerstand tussen de huid en de ringelektroden te verminderen. De sensorelektroden, in het zwart aangegeven, worden geplaatst op de positie waar de gastrocnemiusspier zijn maximale diameter heeft. De referentie-elektroden, in het rood aangegeven, worden vlak onder de sensorelektroden geplaatst.Vervolgens worden de exacte posities voor de stimulatie van de nervus ischiadicus bepaald en gemarkeerd op een afstand van vier millimeter van de sensorelektroden. De distale stimulatie vindt plaats op een afstand van 16 millimeter van de sensorelektroden. De proximale stimulatie zal hier worden uitgevoerd.Hier ziet u de gebruikersinterface van een programma voor gegevensverwerving en -analyse. In de eerste rij wordt de ECG-registratie gevisualiseerd. In de tweede rij.U kunt de repetitieve pulsen van de stimulator zien. In de derde rij verschijnen de responssignalen die door de meetelektrode zijn gedetecteerd, met een bemonsteringssnelheid van 50 kilohertz. Nu kunnen we beginnen met de eigenlijke opnamen.De stimulatienaald wordt eerst ingebracht op de positie van de proximale stimulatie. De correcte positionering van de naald, of specifieker, de juiste stimulatie van de STIC-zenuw, kan worden gecontroleerd door een passende spierrespons stroomafwaarts van de STIC-zenuw. In het gebied van de sensorelektroden worden de door de sensorelektroden gedetecteerde signalen gevisualiseerd in de gebruikersinterface.Probeer gelijktijdig duidelijke bifasische responscurves met een constante maximale amplitude te verkrijgen. Vervolgens wordt de distale stimulatie op dezelfde wijze uitgevoerd. In de linkerbovenhoek ziet u de gelijktijdige opnames van de vaste elektroden in de gebruikersinterface.In de bovenste rij ziet u een representatieve afbeelding van een enkele vierkante golfpuls met een duur van 0,1 milliseconden, die elke 200 milliseconden door de stimulatie-naaldelektroden wordt toegediend; in de onderste rij wordt een overeenkomstige neuromusculaire responscurve getoond. De data-analyse omvat het bepalen van de latentietijd en de amplitude van de geregistreerde signalen. Hiervoor wordt aanbevolen om meerdere responscurves van één stimulatieplaats te middelen.De latentie van het signaal is de tijd tussen het begin van de stimulatie en het begin van de responscurve. Of preciezer, het buigpunt van de curve. Het tijdsverschil tussen de latenties na proximale en distale stimulatie kan nu worden gebruikt om de zenuwgeleidingssnelheid te berekenen. Hiervoor moet u ook de ruimtelijke afstand tussen de proximale en distale stimulatie weten, in ons geval 12 millimeters.Daarnaast kan de amplitude van de responscurve worden gekwantificeerd om het zogenaamde samengestelde motorische actiepotentiaal te bepalen. Dit vertegenwoordigt de omvang tussen de maximale positieve en negatieve keerpunten van het signaal. Voor sommige toepassingen kan het ook nuttig zijn om de duur van de signaalamplitude te meten, vanaf het eerste buigpunt tot het laatste buigpunt van de responscurve.De zenuggeleidingssnelheid is sterk afhankelijk van de snelle signaalvoortplanting die mogelijk wordt gemaakt door myelinisatie. Daarom vertonen demyeliniserende ziekten over het algemeen verlaagde geleidingssnelheden. Het samengestelde motorische actiepotentieel, dat correleert met het aantal functionele axonen en neuromusculaire juncties, is een indicator voor axonale schade wanneer dit significant is verminderd.We hebben zojuist een eenvoudige en betrouwbare methode gedemonstreerd om belangrijke eigenschappen van de zenuwgeleiding bij muizen te bepalen. Bij het uitvoeren van deze procedure is het van groot belang om de huidweerstand te verminderen door volledige ontharing en reiniging van de huid. Op deze manier kunt u signalen registreren met een optimale signaal-ruisverhouding.Daarnaast is het belangrijk om de maximale stimulusrespons te bepalen voor een adequate gegevensverwerving. Dit kan worden bereikt door de stimulatienaald voorzichtig te bewegen, zodat bifasische responscurves kunnen worden gedetecteerd. Bedankt voor het kijken en veel succes met uw experimenten.

in-vivo-electrophysiological-measurements-on-mouse-sciatic-nerves

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

This video demonstrates an in vivo technique for measuring compound muscle action potential (CMAP) in mice. It outlines the steps for setting up electrodes, stimulating forelimb neurons that innervate muscle fibers, and recording muscle responses. The technique assesses neuronal demyelination and functional neuron loss.

Measuring Compound Muscle Action Potentials in Mouse Forelimb Muscles In Vivo

This video demonstrates the procedure for recording compound muscle action potential (CMAP) in rats by applying electrical stimuli to the ulnar nerve, adjusting electrodes for optimal signal, and increasing stimulation to assess nerve functionality. This method enables the in vivo investigation of the peripheral nerve functions in neurological disorders.

In Vivo Measurement of the Compound Muscle Action Potential in a Rat

This video demonstrates a single-fiber recording of C-fiber nerve conduction in rats. An anesthetized rat is incised to expose the sciatic nerve, which provides sensory and motor supply to the lower limbs. The individual C-fibers are then exposed. Electrical stimulation is provided using stimulus electrodes implanted in the foot, and a response is recorded from a single nerve fiber.

In Vivo Single-Fiber Recording of Sciatic Nerve C-Fibers in Rats

Source: Shannonhouse, J., et al.In Vivo Calcium Imaging of Neuronal Ensembles in Networks of Primary Sensory Neurons in Intact Dorsal Root Ganglia. J. Vis. Exp. (2023).The video demonstrates an in vivo calcium imaging technique to monitor neuronal activity in the dorsal root ganglia (DRG) of a transgenic mouse. DRG neurons express a calcium indicator that increases fluorescence intensity upon binding to calcium. Mechanical or thermal stimuli applied to a hind paw generate action potentials that...

In Vivo Calcium Imaging of Neuronal Ensembles in the Intact Dorsal Root Ganglia of a Mouse

GABAergic presynaptische remming is een krachtig remmend mechanisme op het ruggenmerg belangrijk motorische en sensorische signalen integratie in ruggenmerg netwerken. Onderliggende primaire afferente depolarisatie kan worden gemeten door registratie van de dorsale wortel potentialen (DRP). Hier laten we een methode van in vivo opname van DRP in muizen.

Meten Spinal Presynaptische Remming in muizen door dorsale wortel Potentiële Recording<em&gt; In Vivo</em

Mesenterische afferente zenuwen dragen informatie over van het maagdarmkanaal naar de hersenen over normale homeostase en ook over pathofysiologie. De activiteit van de gastro-intestinale afferente zenuw kan worden beoordeeld door geïsoleerde darmsegmenten met aangehechte afferente zenuwen in een organenbad te monteren, de zenuw te isoleren en zowel basale als gestimuleerde activiteit te beoordelen.

In Vitro Registratie van Mesenteriale afferente zenuw activiteit in het Muis jejunale en Colonic Segmenten

Axonale prikkelbaarheid technieken bieden een krachtig hulpmiddel om te onderzoeken pathofysiologie en biofysische wijzigingen die voorafgaan aan de onomkeerbare degeneratieve gebeurtenissen. Dit manuscript demonstreert het gebruik van deze technieken op het telefoonbotje van narcose ratten.

In Vivo Elektrofysiologische meting van de Rat telefoonbotje met axonale prikkelbaarheid testen

De meting van de geleiding van de zenuwen is een nuttig instrument om te beoordelen Muismodellen van neurodegeneratie maar wel vaak alleen toegepast ter stimulering van de nervus ischiadicus in hindlimbs. Hier beschrijven we een techniek voor het meten van samengestelde spier actiepotentiaal (CMAP) in vivo in de muis voorpoot spieren geïnnerveerd door de plexus brachialis.

In Vivo Elektrofysiologische meting van samengestelde spier actiepotentiaal van de voorpoten in muismodellen van Motor Neuron degeneratie

Single-Fiber opname is een effectieve elektrofysiologische techniek die toepasbaar is op de centrale en perifere zenuwstelsels. Samen met de voorbereiding van intact DRG met de bijgevoegde sciatische zenuw, het mechanisme van geleiding falen wordt onderzocht. Beide protocollen verbeteren het begrip van de relatie van het perifere zenuwstelsel met pijn.

Gebruik van in vivo single-Fiber opname en intact dorsale wortel ganglion met bijgevoegde Sciatische zenuw om het mechanisme van geleidings falen te onderzoeken

De klinische evaluatie van spasticiteit op basis van de Hoffmann-reflex (H-reflex) en met behulp van elektrische stimulatie van perifere zenuwen is een gevestigde methode. Hier bieden we een protocol voor een terminale en directe zenuwstimulatie voor H-reflexkwantificering in de voorpoot van de muis.

Terminale H-reflexmetingen bij muizen

Dit artikel beschrijft hoe in vivo (met behulp van oppervlakte- en naaldelektrodearrays) en ex vivo (met behulp van een diëlektrische cel) elektrische impedantiemyografie op de gastrocnemiusspier van knaagdieren kan worden uitgevoerd. Het zal de techniek demonstreren bij zowel muizen als ratten en de beschikbare modificaties (d.w.z. zwaarlijvige dieren, pups) beschrijven.

In vivo en ex vivo elektrische impedantiemyografie uitvoeren bij knaagdieren

Leer elektrofysiologische metingen op de zenuw van de heup bij muizen. Dit protocol maakt betrouwbare analyse van zenuwgeleiding mogelijk voor onderzoek naar neuromusculaire ziekten.

In vivo elektrofysiologische metingen op Muis heupzenuwen

Meer video's verkennen